Name: Modelo pré-clínico de isquemia de membros posteriores em coelhos diabéticos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-06-02T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 34 s
Description: Aprenda a induzir isquemia periférica em coelhos diabéticos e hiperlipidêmicos como modelo pré-clínico para doença arterial periférica. Este método utiliza angiografia para avaliar a perfusão e testar novas terapias regenerativas.

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Os autores reconhecem com gratidão o financiamento através do departamento de defesa do programa de pesquisa dirigida pelo Congresso (DOD CDMRP; W81XWH-16-1-0582) para ABB e RS. Os autores igualmente reconhecem o financiamento através da associação americana do coração (17IRG33410888), do DOD CDMRP (W81XWH-16-1-0580) e dos institutos nacionais da saúde (1R21EB023551-01; 1R21EB024147-01A1; 1R01HL141761-01) a ABB.

Estudos envolvendo animais foram realizados com a aprovação da Universidade do Texas em Austin e o centro de ciência UTHealth no Comitê de cuidados e uso de animais institucionais de Houston (IACUC), o serviço de revisão de cuidados e uso de animais (ACURO) do exército dos Estados Unidos Pesquisa médica e materiel Command Office de proteções de pesquisa, e de acordo com as diretrizes da NIH para o cuidado dos animais.
1. indução de diabetes e hiperlipidemia
<ol><li>Transição dos coelhos da Nova Zelândia (4 – 6 meses de idade) de uma xícara de ração de alfafa padrão para 0,1% de colesterol no decorrer de quatro dias. Para os dias 1 – 5, use a ração padrão para rácios de ração de colesterol de 1:0, 3:1, 1:1, 1:3 e 0:1, respectivamente. Depois de duas semanas em 0,1% de colesterol Chow, induzir coelhos para ter diabetes usando a injeção de aloxana como descrito nas seguintes etapas</li>
	<li>Sedate os coelhos com 35 – 75 mg/mL de cetamina e 1 – 2 mg/mL de acepromazina através de injeção subcutânea e preparação para uma injeção INTRAVENOSA através da introdução de um cateter na veia marginal da orelha esquerda utilizando um cateter de 22 g.</li>
	<li>Colete uma gota de sangue dos coelhos através do cubo do cateter da veia da orelha para a medida basal do nível da glicose de sangue (BGL). Qualquer glicosímetro padrão pode ser usado. Níveis normais de glicose para um coelho são tipicamente na faixa de 80 a 150 mg/dL.</li>
	<li>Injete aloxana em 100 mg/kg reconstituído em soro fisiológico a um volume de 8 ml através do cateter auricular lentamente durante um período de 8 minutos utilizando uma bomba de seringa.</li>
	<li>Verific o BGL cada hora para os 12 h seguintes usando um glicosímetro padrão para monitorar para o hypoglycemia.<ol>
<li>Coloque o coelho em uma contenção.</li>
		<li>Anestesie a orelha com 2,5% de lidocaína/2,5% de creme de prilocaína.</li>
		<li>Tome o sangue da veia lateral da orelha usando uma agulha de 27 G e meça BGL usando um medidor padrão.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Meça o BGL duas vezes por dia durante os primeiros 7 dias. Dê aos coelhos uma injecção de insulina se o BGL atingir ou exceder 350 mg/dL.</li>
	<li>Prepare uma esfera de aço inoxidável de 3 milímetros para a implantação como um marcador do tamanho durante angiograma antes do dia da cirurgia.<ol>
<li>Corte uma parte circular de 10 mm de folhas de Silastic de uma folha maior usando um perfurador da biópsia.</li>
		<li>Monte a bola no centro da folha usando selante de silicone transparente.</li>
		<li>Cubra completamente a esfera com o vedador. Permita que o selante Cure por um mínimo de 24 h.</li>
		<li>Coloque a bola em um aberto 2 polegadas x 3 polegadas de polietileno de baixa densidade saco e colocá-lo em um saco de esterilização para ser esterilizado com gás de óxido de etileno.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. preparação do coelho para a cirurgia
<ol><li>Anestesie o coelho utilizando 20 – 40 mg/kg de cetamina e 2 mg/kg de midazolam através de injeção subcutânea. Coloque o coelho em 1,5% – 3% isoflurano (tipicamente 2%) durante toda a sedação inicial usando uma máscara. Dê uma injecção de Alfaxalona para manter a anestesia através de uma injecção intramuscular de 3 mg/kg.</li>
	<li>Uma vez anestesiado, retire a máscara e insira um tubo endotraqueal algemado, na via aérea e conecte-se a um ventilador. Continuar a administrar isoflurano em 1,5% – 3%.</li>
	<li>Colete sangue da artéria central de qualquer orelha para um painel de química basal.</li>
	<li>Coloque um cateter de veia orelha de 22 G na veia lateral da orelha para gotejamento da solução de Ringer Lactated durante todo o procedimento cirúrgico. Alternativamente, soro fisiológico normal (0,9% cloreto de sódio) pode ser usado.</li>
	<li>Usando a veia lateral na orelha oposta, coloque um cateter na veia e entregar Alfaxalona em 6 mg/kg/h. Aumente gradualmente o Alfaxalona a 8 MGS/quilograma/h ao diminuir o isoflurano a 0,6% durante o período da preparação.</li>
	<li>Para limitar a dor e o risco de infeção, administrar buprenorfina (0, 1 mg/kg) e enrofloxacina (5 mg/kg) utilizando uma injecção subcutânea com uma agulha de 25 G.</li>
	<li>Aparar o cabelo no pescoço, direita e esquerda das coxas internas, e de volta usando cortadores (#40 lâmina). O cabelo é retirado da parte de trás para manter contato com a almofada de aterramento.</li>
	<li>Coloque uma braçadeira de pressão arterial em cada um dos membros posteriores e medir a pressão arterial inicial. Coloque a braçadeira logo abaixo do joelho com a sonda logo acima do jarrete na superfície lateral.</li>
	<li>Posicione o coelho na mesa de cirurgia nas costas e esfregue e Drape os locais de cirurgia. Isto inclui a garganta para o acesso da artéria carotídea e a coxa direita interna para o acesso da artéria femoral. Realize a esfoliação de esterilização com esfrega alternada de clorexidina a 2% e álcool etílico a 70%. Repita este três vezes, em seguida, aplique um spray final com solução de clorexidina a 2%.</li>
	<li>Coloc uma esfera de aço inoxidável de 3 milímetros que seja sterilized dentro de um saco do polyethyene da baixa densidade sobre o pé direito (esfrebbed) perto da parte superior da coxa para serir como uma referência do tamanho durante medidas do angiograma. Coloque um drapejar estéril sobre a perna até o momento da cirurgia. Deixe a bola dentro do saco de plástico estéril durante o primeiro angiograma.</li>
</ol>3. angiografia
<ol><li>Expor a artéria carótida comum direita<ol>
<li>Faça uma incisão de 4 – 5 cm de comprimento apenas lateral para a traquéia usando um bisturi com uma lâmina #15.</li>
		<li>Use dissecção sem corte para expor a artéria carótida e abrir a incisão usando pequenos retractores de Weitlaner. Isole cuidadosamente a artéria carótida da veia jugular e do nervo vago. Tipicamente, uma tesoura curvada de Metzenbaum e um hemostat curvado do mosquito são usados para a dissecção sem corte. Seja certo começ a separação cheia da artéria carotídea da veia do nervo e de jugular para fazer as ligaduras somente ligadura a artéria.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Coloque uma ligadura usando uma sutura de seda 4-0 nas extremidades proximal e distal da artéria exposta. Amarre a extremidade distal da carótida com o nó de um cirurgião seguido por quatro nós quadrados. Na extremidade proximal, use um ligaloop para permitir que seja apertado ou afrouxado conforme necessário. O uso de um ligaloop colocado na extremidade proximal da artéria exposta pode ajudar a fixar o introdutor e o cateter.</li>
	<li>Administrar 500 UI de heparina através da IV. Use aproximadamente 0,5 mL de lidocaína a 1% aplicada ao longo da carótida exposta para dilatar o vaso. Um tratamento é geralmente suficiente, mas pode ser repetido conforme necessário. Corte aproximadamente a meio caminho através da artéria carótida usando uma tesoura de bisturi ou íris, em seguida, coloque a ferramenta de inserção de fio de 4 polegadas na artéria.</li>
	<li>Alimente um fio-guia de 0, 14 polegada x 185 cm através da ferramenta de inserção à bifurcação aórtica na crista ilíaca na aorta descendente. Retire a ferramenta de inserção e insira um cateter angiográfico pigtail 3F sobre o fio.</li>
	<li>Avance o cateter do pigtail para ser 2 cm proximal à bifurcação aórtica na crista ilíaca na aorta descendente.</li>
	<li>Posicione a ponta do cateter entre a sétima vértebras lombar e primeira sacral. Teste a localização do cateter injetando manualmente um 2 – 4 mL de agente de contraste.</li>
	<li>Administrar uma injeção intra-arterial de 100 μg de nitroglicerina através do cateter para aumentar a vasodilatação.</li>
	<li>Administrar 0,8 mL de lidocaína a 1% ao coelho através do cateter para auxiliar na vasodilatação durante o angiograma. Prenda o tubo para o injector ao cateter e remova todas as bolhas de ar na linha. Injete 8-9 mL de meios de contraste utilizando injetores angiográficos automatizados através do cateter.</li>
	<li>Grave imagens seriais dos membros posteriores usando angiografia.<ol>
<li>Defina o injector de energia para injetar contraste a 3 mL/seg para um total de 8-9 mL. Realize a angiografia digital da subtração em 6 frames por o segundo.</li>
		<li>Selecione as imagens seriais criadas e altere uma foto de cada angiograma usando a configuração de aproximadamente-40% para minimizar a aparência do osso e capturar uma imagem completa da perfusão do vaso com contraste. Um exemplo de angiograma do fluxo vascular após a ligadura/excisão da artéria femoral é mostrado na Figura 1.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. isolamento da artéria femoral
<ol><li>Faça uma incisão longitudinal na pele sobre a artéria femoral direita usando um bisturi (lâmina #15). Assegure-se de que a incisão se estende inferiormente do ligamento inguinal terminando na área apenas proximal à patela (aproximadamente 6 cm).</li>
	<li>Use a dissecção sem corte com tesoura curvada de Metzenbaum ou um hemostat curvado do mosquito para expor a artéria femoral.</li>
	<li>Use retractores Weitlaner para segurar a incisão aberta.</li>
	<li>Adicione 0,5 mL de lidocaína a 1% localmente para reduzir a irritação nervosa e promover a vasodilatação.</li>
	<li>Continuar a dissecção sem corte dos tecidos para libertar todo o comprimento da artéria femoral, juntamente com todos os ramos da artéria femoral, incluindo as artérias epigástrica inferior, femoral profunda, circunflexa lateral e epigástrica superficial (Figura 2a) .</li>
	<li>Dissecar ainda mais ao longo das artérias poplítea e safena, bem como da artéria ilíaca externa (Figura 2a). Umedecer periodicamente a área com soro fisiológico para proteger dos danos nos tecidos. Se a dissecção contundente é realizada ao longo do sulco femoral (entre os músculos) não há necessidade de cortar o músculo.</li>
	<li>Separe cuidadosamente a artéria da veia e do nervo, como mostrado na Figura 2b, C. Ligate as artérias indicadas pelo diagrama com 4,0 suturas de seda, colocando dois laços com espaço suficiente entre eles para cortar a artéria. Estes laços são realizados com o nó de um cirurgião seguido por quatro nós quadrados.</li>
	<li>Corte entre os dois laços nas artérias ligadas usando a tesoura pequena de Metzenbaum. Extirpar a artéria femoral de sua origem proximal como um ramo da artéria ilíaca externa até o ponto distalmente onde se bifurca para formar as artérias safena e poplítea.</li>
</ol>5. Repita a angiografia
<ol><li>Use 4-0 sutura de seda para fixar a folha de Silastic, com a esfera de aço inoxidável de 3 milímetros à parte superior do músculo do quadríceps. Puxe a pele sobre a bola depois que ele está no lugar.</li>
	<li>Administrar uma injeção intra-arterial de 100 μg de nitroglicerina através do cateter para aumentar a vasodilatação.</li>
	<li>Se necessário, administrar outro 0,8 mL de lidocaína a 1% ao coelho através do cateter para auxiliar na vasodilatação durante o angiograma.</li>
	<li>Injete 8-9 mL de meios de contraste utilizando um injector angiográfico automatizado.</li>
	<li>Realize a angiografia conforme descrito na etapa 3,9.</li>
</ol>6. fechamento e recuperação da ferida
<ol><li>Retire o cateter da artéria direita. Amarre a artéria usando a sutura de seda 4-0 que já está no lugar ao redor da artéria.</li>
	<li>Sutura ambas as feridas fechadas. Feche o músculo e as camadas subcutticular usando 4-0 polidioxanona ou 3-0 Poliglactina 910 em uma agulha do atarraxamento (veja a tabela dos materiais) em um teste padrão contínuo da sutura. Feche a pele usando 4-0 polidioxanona ou 4-0 Poliglactina 910 em uma agulha de corte reversa (ver tabela de materiais) em um padrão de sutura subcubticular contínua enterrado. Nota: se disponível, a polidioxanona é preferida para ambos.</li>
	<li>Administrar injeções intradérmicas de bupivacaína a 0,25% perto das incisões usando uma seringa com agulha de 25 G. Insira a agulha e injete 0,5 mL enquanto a agulha for puxada para trás. Dê uma injeção por lado da ferida para a incisão no pescoço (duas injeções no pescoço) e duas injeções por lado da ferida para a incisão na perna (quatro injeções na perna; seis injeções no total). O volume total injetado é de 3 mL (0,5 mL x 6 injeções).</li>
	<li>Administrar injeções subcutâneas de 0,5 mg/kg de Meloxicam e buprenorfina de libertação sustentada a 0,12 mg/kg.</li>
	<li>Monitore o coelho como ele se recupera da anestesia. O coelho começará automaticamente a engolir à medida que acorda da anestesia. Uma vez que a resposta da deglutição ocorra, retire o tubo endotraqueal. Forneça a monitoração próxima e o apoio térmico até que o coelho possa manter a função cardiovascular e a temperatura de corpo. Retorne o coelho a seu cerco uma vez que pode deambulate.</li>
	<li>Empregar legumes frescos e/ou seringa de alimentação de uma dieta de cuidados críticos, juntamente com injeções Salinas subcutâneas, se o coelho não tolera Chow após a cirurgia. Repolho, brócolis, couve-flor, cenouras, ou outros em legumes sazonais podem ser usados. Shred os legumes e misturá-los juntos para ajudar no coelho voltando a comer.</li>
</ol>7. monitorização de
<ol><li>Anestesie os coelhos a cada duas semanas para adquirir a pressão arterial em ambas as pernas, conforme descrito na etapa 2,8. Colheita de sangue da artéria central da orelha para uso em ensaios de química do sangue. Alternativamente, tomar sangue da veia safena ou veia cefólica. Tome aproximadamente 2 mL em cada ponto de tempo. Use um painel de química do sangue padrão para análise. Se necessário, adicione testes para lipoproteína de baixa densidade (LDL), lipoproteína de alta densidade (HDL) ou hemoglobina (HbA1c).</li>
	<li>Tome uma quantidade muito pequena de sangue para medições de BGL.</li>
</ol>8. tratamento de
<ol><li>Prepare dez seringas com tratamento, portador e crosslinker. Encha cada seringa antes da utilização com 100 μL de pasta de sulfato de cálcio e, em seguida, 100 μL de alginato de sódio a 2% com factores de crescimento ou outros tratamentos, de forma a que o alginato seja mais próximo da ponta da seringa.</li>
	<li>Administrar uma injeção preparada no músculo antes de preparar o próximo. Isso reduz o tempo que o alginato interage com o sulfato de cálcio na seringa. Espaço as injeções uniformemente ao longo de ambos os lados da artéria femoral na coxa. Para conseguir injeções uniformes, criar uma folha de silicone com furos para orientar a injeção, como descrito em outros estudos19. Isto pode facilmente ser preparado usando um perfurador da biópsia para criar furos na folha de silicone comercialmente disponível.</li>
</ol>9. angiografia do ponto final, eutanásia, fixação da perfusão e colheita do tecido
<ol><li>Na data do ponto final, realize a angiografia como descrito em etapa 3 mas use a artéria carotídea esquerda para o acesso.</li>
	<li>Após a angiografia, mova o animal para a mesa de necropsia e realize a fixação da perfusão para preservar os tecidos dos membros posteriores:<ol>
<li>Aumente o isoflurano para 3% – 4% e realize uma pitada de dedo do pé para confirmar que a anestesia é suficientemente profunda.</li>
		<li>Administrar 1000-2000 UI de heparina por via intravenosa.</li>
		<li>Crie uma incisão ao longo da linha média da nervgaiola e abrangendo o comprimento do diafragma usando um bisturi com uma lâmina #20.</li>
		<li>Com a caixa torácica exposta, corte as costelas apenas à esquerda da linha média usando cortadores de costela. Use retractores Weitlaner para expor o coração.</li>
		<li>Configurar a bomba com tubo de saída com um diâmetro interno de 1/8 polegadas e uma agulha de 18G no final. Pré-carregue a linha com soro fisiológico e tenha pelo menos 600 mL de soro fisiológico e formalina preparados em recipientes separados para a perfusão.</li>
		<li>Insira a agulha de 18 G conectada à bomba no ventrículo esquerdo através do ápice do coração. Insira outra agulha de 18 G (desconectada a qualquer coisa) no átrio direito e permita que o sangue flua para o downdraft da mesa de necropsia.</li>
		<li>Use uma bomba de perfusão para controlar o fluxo de aproximadamente 500 mL de soro fisiológico no coração. Use um ajuste da bomba para fluir 110 mL/min.</li>
		<li>Uma vez que o fluido proveniente do coração é claro, mova o tubo do reservatório de soro fisiológico para um preenchido com uma solução de formalina a 10%. Twitching ocorrerá em todos os quatro membros se a perfusão está funcionando corretamente. Bombeie aproximadamente 500 mL de solução de formalina para o ventrículo esquerdo.</li>
		<li>Desligue a bomba e retire as agulhas do coração.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Remova ambos os membros traseiros no quadril cortando em torno da articulação do quadril com um bisturi com lâmina #20. Use um pequeno cortador de costela para remover os membros. Use o membro não-isquêmico como um controle.</li>
	<li>Guarde os membros em formalina durante 24 h a 4 ° c e, em seguida, armazenado em 70% etanol a 4 ° c.</li>
	<li>Para a análise histológica, tomar biópsias múltiplas dos membros. Nós usamos oito biópsias de 6 milímetros tomadas em regiões através da coxa e da vitela em ambos os membros. Nota: quando a medida e a angiografia da pressão sanguínea do tornozelo forem os métodos os mais geralmente usados para medir a recuperação da circulação sanguínea, outros métodos podem ser usados para controlar a recuperação dos animais que incluem o ultra-som de Doppler, imagem latente do laser Doppler, infravermelho Termografia62, microesfera determinou a perfusão63,64, imagem latente do tomography computado (CT), e imagem latente de ressonância magnética (MRI)65.</li>
</ol>

Os autores não têm nada a revelar.

Nós apresentamos um modelo pré-clínico para induzir a isquemia do membro traseiro nos coelhos com diabetes e hyperlipidemia. Em muitos estudos, há ambigüidade à técnica utilizada para criar isquemia de membro posterior em coelhos. Em camundongos, a severidade e a recuperação da isquemia dos membros posteriores é altamente dependente da localização da ligadura e da técnica utilizada para induzir isquemia. O significado da técnica apresentada neste trabalho é que permite a indução consistente da isquemia que não se recuper...

A doença arterial periférica (PAD) é um distúrbio circulatório comum em que a progressão da formação da placa aterosclerótica leva a um estreitamento dos vasos sanguíneos nos membros do corpo. O recente aumento dos fatores de risco para a aterosclerose, incluindo diabetes, obesidade e inatividade, tem levado ao aumento da prevalência de doença vascular1. Atualmente, estima-se que 12% – 20% da população geral acima de 60 anos de idade tenha doença arterial periférica2. Uma consequência importante da doença arterial periférica é o desenvolvimento de isquemia periférica, mais comumente encontrada nos membros inferiores. Em casos graves, os pacientes podem desenvolver isquemia crítica do membro, um estado em que há dor constante devido à falta de fluxo sanguíneo. Os pacientes com isquemia crítica do membro têm uma probabilidade de 50% de ter um membro amputado dentro de um ano do diagnóstico. Além disso, pacientes com diabetes apresentam maior incidência de doença arterial periférica e desfechos mais pobres após intervenções para revascularização3,4. As terapias atuais para a isquemia periférica incluem intervenções percutaneous tais como o aterectomia e stenting ou o desvio cirúrgico. Entretanto, para muitos pacientes estes tratamentos fornecem somente benefícios a curto prazo e muitos não são saudáveis bastante para procedimentos cirúrgicos principais. Neste trabalho, descrevemos um modelo animal pré-clínico para testar novos tratamentos visando a doença vascular periférica que incorpora a geração de isquemia periférica em coelhos através da ligadura cirúrgica no contexto do estado da doença diabética.
O modelo de isquemia do membro Hind em coelhos tem sido utilizado como modelo fisiológico para doença vascular obstrutiva e precursor pré-clínico para estudos humanos há mais de meio século5,6. Os coelhos são muitas vezes uma espécie preferida para estudos sobre isquemia periférica devido à musculatura desenvolvida do tornozelo e do músculo da panturrilha, em contraste com grandes modelos animais comuns que são ungulados (animais com cascos). Várias revisões recentes abordaram o uso desse modelo e outros na modelagem da doença vascular periférica em humanos7,8. Modelos semelhantes, utilizando isquemia de membro posterior em coelhos, foram utilizados em estudos pré-clínicos de fatores de crescimento9,10,11,12,13,14, 15,16,17,18,19,20, terapia genética21,22,23, 24,25,26,27,28,29,30,31,32, 33,34,35,36,37,38,39,40,41, 42,43,44, e células-tronco45,46,47,48,49,50 ,51para neovascularização terapêutica nos membros. Infelizmente, os ensaios clínicos que seguiram estes estudos animais bem sucedidos não mostraram benefícios significativos para os pacientes52.
Uma explanação sugerida da razão para esta falha translacional é que a condição da isquemia periférica em pacientes humanos é uma que inclui a resistência aos sinais angiogênico53,54,55, 56 , 57 , 58 , 59. vários estudos demonstraram defeitos nas vias de sinalização angiogênica em diabetes e hiperglicemia. Diabetes e hiperlipidemia levam a uma perda de proteoglicanos de sulfato de heparan e um aumento de enzimas que cortam o sulfato de heparan, apresentando um potencial mecanismo de resistência à angiogênese terapêutica/arteriogênese com fatores de crescimento60 , 61. assim, uma característica fundamental de um modelo de isquemia periférica deve incluir um aspecto da resistência terapêutica para que as terapias possam ser avaliadas no contexto do estado da doença presente em pacientes humanos.
Neste trabalho, nós descrevemos um modelo do coelho da isquemia periférica com a ligadura cirúrgica das artérias femoral. Um lead-in período com a indução de diabetes e hiperlipidemia é incorporado no modelo. Comparou-se este modelo a outro modelo que incorpora uma dieta mais gorda sem diabetes e constatou que o modelo com diabetes e menor nível de hiperlipidemia foi mais eficaz na redução do crescimento dos vasos sanguíneos. Nosso modelo combina avanços que têm sido utilizados por grupos distintos, com o objetivo de fornecer um método prático e padronizado para alcançar resultados consistentes na pesquisa de doenças vasculares periféricas.

<table><tbody><tr><td>Cloreto de sódio a 0,9%</td><td>Henry Schein Medical</td><td>1537468 / 1531434</td><td>saco de 250 mL / 1000 mL de irrigação btl</td></tr><tr><td>1 mL Seringa</td><td>VWR</td><td>BD309628</td><td></td></tr><tr><td>Seringa de 10 mL</td><td>VWR</td><td>BD309695</td><td></td></tr><tr><td>10% Formalina</td><td>Fisher-Scientific</td><td>23-245684</td><td></td></tr><tr><td>Agulha 18G</td><td>VWR</td><td>89219-294</td><td></td></tr><tr><td>Agulha 20G</td><td>VWR</td><td>89219-340</td><td></td></tr><tr><td>Agulha 25G VWR</td><td></td><td>89219-290</td><td></td></tr><tr><td>Agulha 27G</td><td>VWR</td><td>89219-288</td><td></td></tr><tr><td>Seringa de 5 mL</td><td>VWR</td><td>BD309646</td><td></td></tr><tr><td>5% Dextrose</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-800-9689</td><td></td></tr><tr><td>Acepromazina</td><td>Patterson Veterinary</td><td>VEDC207</td><td></td></tr><tr><td>Alfaxalone</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-891-6051</td><td></td></tr><tr><td>Alginato</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>PHR1471-1G</td><td></td></tr><tr><td>Alloxan Monohidrato</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A7413</td><td></td></tr><tr><td>Equipamento de Angiografia</td><td>Toshiba</td><td>Infinix-i</td><td></td></tr><tr><td>Injetor de Angiografia</td><td>Medrad</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anti-Mouse Ab Alexa 594</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>A-11032</td><td>Anticorpo Secundário para IHC</td></tr><tr><td>Anti-Rabbit Ab Alexa 488</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>A-11008</td><td>Anticorpo Secundário para IHC</td></tr><tr><td>A-SMA Anticorpo</td><td>Abcam</td><td>ab5694</td><td>Anticorpo Primário para IHC</td></tr><tr><td>Baytril</td><td>Bayer Animal Health</td><td>724089904201</td><td>Enrofloxacina</td></tr><tr><td>Painel de Química do Sangue</td><td>IDEXX</td><td>2616</td><td>Painel de Coelho</td></tr><tr><td>Manguito de Pressão Arterial</td><td>WelchAllyn</td><td></td><td>Flexiport Descartável BP Cuff-infant tamanho 7</td></tr><tr><td>Monitor de Pressão Arterial</td><td>Vmed Technology</td><td></td><td>Vmed Vet-Dop2</td></tr><tr><td>Bupivacaína</td><td>Henry Schein Medical</td><td>6023287</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>Patterson Veterinária</td><td>42023017905</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina SR</td><td>ZooPharm</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sulfato de Cálcio</td><td>CB Minerais</td><td></td><td>Esfoliante de Clorexidina de Grau Alimentício e Farmacêutico USP e FCC</td></tr><tr><td></td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-888-4598</td><td></td></tr><tr><td>Clorofórmio</td><td>Fisher-Scientific</td><td>C298-4</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Colesterol Sigma-Aldrich</td><td>C8503</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>62248</td><td></td></tr><tr><td>Cateter de Veia da Orelha</td><td>Patterson Veterinary</td><td>SR-OX165</td><td>Surflo Cateteres IV</td></tr><tr><td>Tubo endotraqueal</td><td>Patterson Veterinary</td><td></td><td>Sheridan Marca, Depende do Tamanho do Coelho</td></tr><tr><td>Glicosímetro</td><td>Amazon</td><td>B001A67WH2</td><td>Accu-Chek Aviva</td></tr><tr><td>Tiras de Teste do Glicosímetro</td><td>McKesson Fio-guia médico-788222 cirúrgico</td><td></td><td>Accu-Chek Aviva Plus</td></tr><tr><td></td><td>Boston Scientific</td><td>39122-01</td><td></td></tr><tr><td>Máquina de cortar cabelo</td><td>Amazon</td><td>B000CQZI3Q</td><td>Oster #40 lâmina</td></tr><tr><td>Almofada de Aquecimento</td><td>Cincinnati Subzero</td><td>273</td><td></td></tr><tr><td>Almofada de Aquecimento Bomba</td><td>Gaymar</td><td></td><td>Gaymar T/Bomba</td></tr><tr><td>Hemostat</td><td>Fine Science Tools</td><td>13009-12</td><td>Hemostat de Mosquito Curvo</td></tr><tr><td>Heparina</td><td>Patterson Ferramenta</td> de Inserção Veterinária <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Merit Medical Systems</td><td>MAP550</td><td>fio de metal ferramenta de inserção</td></tr><tr><td>Insulina</td><td>HPB Farmácia</td><td></td><td>Novalin R & Seringas de Insulina Novalin N</td></tr><tr><td></td><td>McKesson Introdutor</td><td>de 942674</td><td></td>Médico-Cirúrgico</tr><tr><td></td><td>Cook Medical</td><td>G28954</td><td>3F Check Flo Performer Introdutor</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Henry Schein Medical</td><td>1100734</td><td></td></tr><tr><td>Cetamina</td><td>Patterson Veterinary</td><td>856440301</td><td></td></tr><tr><td>Lactato Ringers</td><td>McKesson Médico-Cirúrgico</td><td>186662</td><td></td></tr><tr><td>Lidocaína</td><td>McKesson Creme Médico-Cirúrgico</td><td>239936</td><td></td></tr><tr><td>Lidocaína/Prilocaína</td><td>McKesson Médico-Cirúrgica</td><td>761240</td><td></td></tr><tr><td>Ligaloop</td><td>V. Mueller</td><td>CH117 / CH116</td><td>Branco Mini / Amarelo Mini</td></tr><tr><td>Mazola Óleo de Milho</td><td>Amazon</td><td>B0049IIVCI</td><td></td></tr><tr><td>Seringa Medrad</td><td>McKesson Médico-Cirúrgica</td><td>346920</td><td>150 mL</td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>Patterson Suturas de</td> bola de metal veterinárias <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Ethicon-Johnson & Johnson</td><td>K891H</td><td>4-0 seda C-1 30 "</td></tr><tr><td>Metzenbaum Tesoura</td><td>Fine Science Tools</td><td>14019-13</td><td></td></tr><tr><td>Midazolam</td><td>Henry Schein Medical</td><td>1215470</td><td></td></tr><tr><td>Nitroglicerina</td><td>McKesson Médico-Cirúrgica</td><td>927528</td><td></td></tr><tr><td>PECAM Anticorpo</td><td>Primário Novus Biologicals</td><td>NB600-562</td><td>para</td></tr><tr><td>Bomba</td> <td>de Perfusão IHCMasterflex</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pigtail Catheter</td><td>Merit Medical Systems</td><td>1310-21-0053</td><td>3F pigtail</td></tr><tr><td>Polidioxanona (PDS II) sutura</td><td>McKesson Medical-Surgical</td><td>129271</td><td>4-0 cone RB-1 (agulha vem na sutura)</td></tr> <tr><td>Sutura de polidioxanona (PDS II)</td><td>McKesson Medical-Surgical</td><td>129031</td><td>4-0 corte reverso FS-2</td></tr><tr><td>Poliglactina 910 (Vicryl) sutura</td><td>Butler</td><td>7233-41</td><td>Cone 3-0 RB-1</td></tr><tr><td>Poliglactina 910 (Vicryl) sutura</td><td>McKesson</td><td>104373</td><td>4-0 corte reverso FS-2</td></tr><tr><td>Rabbit Chow (Alfalfa)</td> <td>LabDiet</td><td>5321</td><td></td></tr><tr><td>Rabbit Restrainer</td><td>VWR</td><td>10718-000</td><td></td></tr><tr><td>Rib Cutters</td><td>V. Mueller</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Scalpel</td><td>Fine Science Tools</td><td>10003-12</td><td></td></tr><tr><td>Lâmina de bisturi</td><td>Fine Science Tools</td><td>10015-00</td> <td># 15 lâmina</td></tr> de <tr><td>seda Suturas</td><td>Ethicon-Johnson & Gravatas</td> de seda Johnson <td>A183H</td><td>4-0 18"</td></tr><tr><td>Bola de aço inoxidável</td><td>McMaster-Carr</td><td>1598K23</td> Cortinas cirúrgicas <td>de 3 mm de diâmetro</td></tr><tr><td></td><td>Gepco</td><td>8204S</td><td></td></tr><tr><td>Bomba de seringa</td><td>DRE Veterinary</td><td></td><td>Versaflow VF-300</td></tr><tr><td>Visipaque Retrator</td><td>McKesson Médico-Cirúrgico</td><td>509055</td><td></td></tr><tr><td>Weitlaner</td><td>Fine Science Ferramentas</td><td>17012-13</td><td></td></tr></tbody></table>

modelo pré-clínico de isquemia de membros posteriores em coelhos diabéticos

Preclinical Model of Hind Limb Ischemia in Diabetic Rabbits

A doença vascular periférica é um problema clínico generalizado que afeta milhões de pacientes em todo o mundo. Uma consequência importante da doença vascular periférica é o desenvolvimento de isquemia. Em casos graves, os pacientes podem desenvolver isquemia crítica do membro em que experimentam a dor constante e um risco aumentado de amputação do membro. As terapias atuais para isquemia periférica incluem cirurgia de bypass ou intervenções percutâneas, como angioplastia com stent ou aterectomia para restaurar o fluxo sanguíneo. Entretanto, estes tratamentos falham frequentemente à progressão continuada da doença vascular ou do reestenose ou são contra-indicado devido à saúde pobre total do paciente. Uma abordagem potencial promissora para tratar a isquemia periférica envolve a indução de neovascularização terapêutica para permitir que o paciente desenvolva vasculatura colateral. Esta rede recém-formada alivia a isquemia periférica, restaurando a perfusão para a área afetada. O modelo pré-clínico mais freqüentemente empregado para isquemia periférica utiliza a criação de isquemia de membros posteriores em coelhos sadios através da ligadura da artéria femoral. No passado, no entanto, houve uma forte desconexão entre o sucesso dos estudos pré-clínicos e o fracasso dos ensaios clínicos em relação aos tratamentos para isquemia periférica. Os animais sadios têm tipicamente regeneração vascular robusta em resposta à isquemia cirurgicamente induzida, em contraste com a redução da vascularização e regeneração em pacientes com isquemia periférica crônica. Aqui, nós descrevemos um modelo animal aperfeiçoado para a isquemia periférica nos coelhos que inclui o hiperlipidemia e o diabetes. Este modelo reduziu a formação colateral e a recuperação da pressão sanguínea em comparação com um modelo com uma dieta mais elevada do colesterol. Assim, o modelo pode proporcionar melhor correlação com pacientes humanos com angiogênese comprometida a partir das comorbidades comuns que acompanham a doença vascular periférica.

Após a indução do diabetes e a iniciação da dieta do colesterol de 0,1%, o colesterol total para os coelhos com dieta do diabetes e do colesterol era 123,3 ± 35,1 mg/dL (n = 6 coelhos masculinos) média de pontos de tempo totais e coelhos. O nível de BGL para esses coelhos foi de 248,3 ± 50,4 mg/dL (n = 6 coelhos machos). Um curso do tempo para químicas do sangue e relações da pressão sanguínea do pé em um coelho típico é mostrado em Figura 3 em comparação aos coelhos uma ...

Nós descrevemos um procedimento cirúrgico usado para induzir a isquemia periférica nos coelhos com hiperlipidemia e diabetes. Esta cirurgia actua como um modelo pré-clínico para as circunstâncias experimentadas na doença de artéria periférica nos pacientes. A angiografia também é descrita como um meio de medir a extensão da isquemia introduzida e a recuperação da perfusão.

Modelo pré-clínico de isquemia de membros posteriores em coelhos diabéticos

Peripheral vascular disease is a widespread clinical problem that affects millions of patients worldwide. A major consequence of peripheral vascular ...

Um tratamento regenerativo para doença arterial periférica seria extremamente benéfico e este modelo animal pode ser capaz de testar melhor se tratamentos experimentais poderiam funcionar em pacientes humanos. Nosso procedimento visa apresentar um modelo melhorado. Uma que replica com mais precisão a resistência terapêutica encontrada em pacientes com diabetes ou hiperlipidemia.Este modelo animal pode ser usado para testar novas terapias para isquemia periférica e fornece um modelo pré-clínico que comprometeu a neovascularização à isquemia. Depois de confirmar a falta de resposta à beliscação da pata traseira em um coelho diabético e hiperlipidêmico anestêmico de quatro a seis meses, use um bisturi com uma lâmina número 15 para fazer uma incisão de quatro a cinco centímetros de comprimento apenas lateral para o lado direito da traqueia e usar dissecção sem corte para expor a artéria carótida comum certa. Use pequenos retráteis Weitlaner para abrir a incisão e isolar cuidadosamente a artéria carótida da veia jugular e do nervo vago.Quando a artéria carótida estiver totalmente separada da veia nervosa e jugular, coloque uma sutura de seda 4-O nas extremidades proximal e distal da art

preclinical-model-of-hind-limb-ischemia-in-diabetic-rabbits

Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

O procedimento cirúrgico para a indução de isquemia hindlimb unilateral é demonstrada, com a confirmação de isquemia por laser Doppler imagens de perfusão.

Modelo murino de isquemia dos membros posteriores

Nós desenvolvemos uma técnica minimamente invasiva para criar um modelo de ferida de coelho isquémica orelha dividindo a artéria central e do nervo e do feixe neurovascular craniana. Um túnel subcutâneo, em seguida, corta todos os tecidos subcutâneos. Este procedimento causa um transtorno pele mínimo e pode ser utilizado com segurança em animais diabéticos.

Uma técnica simplificada para a produção de um modelo de ferida isquêmica

Este vídeo descreve a técnica para realizar angiografia injetando um agente de contraste na aorta descendente para visualizar a perfusão dos vasos sanguíneos em um modelo de coelho. Essa técnica ajuda a entender a perfusão nos vasos sanguíneos com bloqueios e após o tratamento durante a recuperação.

Avaliação da perfusão de vasos por angiografia: uma técnica para introduzir agente de contraste na aorta descendente para visualizar a perfusão de vasos sanguíneos em modelo de coelho

Neste vídeo, demonstramos um procedimento cirúrgico para induzir isquemia periférica via ligadura da artéria femoral em um coelho. Este método fornece um modelo experimental eficaz para a pesquisa de doenças vasculares periféricas.

Um modelo experimental de isquemia periférica: um procedimento para gerar isquemia periférica por ligadura da artéria femoral em um coelho

A indução cirúrgica de isquemia de membros posteriores no camundongo é útil para examinar a angiogênese, no entanto, isso está comprometido em certas linhagens de camundongos que exibem necrose tecidual induzida por isquemia acentuada. São descritos métodos para induzir isquemia subaguda de membros usando constritores ameróides para contornar esse problema por meio da indução de oclusão arterial gradual.

Métodos para aguda e subaguda Murino dos membros posteriores Isquemia

Modelos animais de aterosclerose são essenciais para entender o mecanismo e a investigar novos enfoques para evitar o desenvolvimento de placa ou ruptura, das principais causas de morte no mundo industrializado. Este protocolo utiliza uma combinação de lesão de balão e colesterol dieta rica para induzir ateroma na artéria ilíaca coelho.

O modelo de coelho da aterosclerose acelerada: uma perspectiva metodológica da artéria ilíaca balão lesão

O presente protocolo visa criar experimentalmente hiperplasia intimal venosa submetendo veias à pressão arterial arterial para o desenvolvimento de estratégias para atenuar a hiperplasia intimal venosa após cirurgia de revascularização usando enxertos venosos.

Um modelo de interposição venosa de coelho imitando cirurgia de revascularização usando enxertos de veia para avaliar hiperplasia intimal sob pressão arterial

Este artigo demonstra uma abordagem cirúrgica eficiente para estabelecer isquemia aguda em camundongos com uma pequena incisão. Essa abordagem pode ser aplicada pela maioria dos grupos de pesquisa sem quaisquer atualizações laboratoriais.

Um modelo cirúrgico modificado de isquemia de membros traseiros em ApoE-/- Ratos usando uma incisão em miniatura

O registro contínuo da pressão arterial permite a investigação do impacto de vários parâmetros hemodinâmicos. Este relato demonstra a aplicação da monitorização contínua da pressão arterial em um modelo animal de grande porte de acidente vascular cerebral isquêmico para determinação da fisiopatologia do AVC, impacto de diferentes fatores hemodinâmicos e avaliação de novas abordagens de tratamento.

Monitorização e Modulação da Pressão Arterial em Tempo Real em Modelo de Acidente Vascular Cerebral Isquêmico em Coelhos

O presente estudo demonstra um modelo animal altamente reprodutível de lesão aguda de isquemia e reperfusão miocárdica regional em coelhos, utilizando uma minitoracotomia esquerda para casos de sobrevida ou uma esternotomia mediana para casos de não sobrevida.

Modelo de Lesão de Isquemia e Reperfusão em Coelhos

Aprenda a induzir isquemia periférica em coelhos diabéticos e hiperlipidêmicos como modelo pré-clínico para doença arterial periférica. Este método utiliza angiografia para avaliar a perfusão e testar novas terapias regenerativas.

Modelo pré-clínico de isquemia de membros posteriores em coelhos diabéticos

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