Name: Levantando o Tetra mexicano Astyanax mexicanus para análise dos fenótipos Post-larval e imuno-histoquímica toda a montagem (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-12-28T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 42 s
Description: Aprenda a criar Astyanax mexicanus e realizar imuno-histoquímica em montagem total para comparar fenótipos de peixes de superfície e caverna. Este protocolo padronizado garante crescimento consistente dos larvas pós-larvais.

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Este trabalho foi apoiado por concessões do National Institutes of Health [HD089934, DK108495].

Os procedimentos descritos ao longo deste protocolo foram aprovados pelo Comitê de uso (IACUC) na Harvard Medical School e institucional Cuidado Animal.
1. criação de animais
Nota: Existem vários métodos publicados à reprodução15,16,17,20 , que também poderia ser usada neste passo. Antes da criação de animais, peixes adultos são mantidos em um 10:14 luz: escuro ciclo a 23 ° C e alimentados com uma dieta de pelota (ver tabela de materiais) uma vez por dia. Peixes podem ser criados em um sistema de recirculação com filtragem mecânica e esterilização UV. Reprodução também pode ser realizada em reservatórios estáticos (não-recirculação), mas o peixe não deve ser deixado em um tanque de estático por mais de 3 dias, como a qualidade da água degrada-se rapidamente.
<ol><li>Encher um tanque de 5 galões com água de peixe pronto (cloro água ajustada para: pH = 7,1 + /-2, condutividade = 900 + /-150 µS, temperatura = 23 ° C).</li>
	<li>Coloque o plástico malha (ver materiais) na parte inferior do tanque. Se a criação em tanques estáticos, apor um aquecedor de água ao lado do tanque. Se a reprodução em um sistema de recirculação, coloque um aquecedor de água do cárter do sistema. Nota: O engranzamento plástico impede que adultos consumindo ovos.</li>
	<li>Lugar uma fêmea e dois machos a. mexicanus peixe de mais de 1 ano de idade para o tanque. Permitir que o peixe se adaptar por 30 min.</li>
	<li>Defina a temperatura do aquecedor de 24 ° C (ou 1 ° C mais quente que a temperatura inicial).</li>
	<li>Após 24 h, aumentar a temperatura de 1 ° C.</li>
	<li>Após 24 h, aumentar a temperatura de 1 ° C. Verificar se os tanques diariamente para ovos brilha uma lanterna para o fundo do tanque. Reter o peixe de alimentos durante este período de 3 dias.</li>
	<li>Se desova não tem sido induzido após 3 dias, desligue o aquecedor e permitir que a água voltar à temperatura ambiente (RT) antes de mover o peixe para o seu tanque original.</li>
</ol>2. incubação fertilizado ovos
<ol><li>Uma vez identificados os ovos em um tanque de reprodução, remova a adultos e engranzamento plástico e reduzir a água a uma profundidade de 10 cm, usando um copo ou xícara. Nota: Para estimar o tempo de desova, use uma pipeta de transferência para colocar vários ovos em um prato de Petri e visualizá-las com um microscópio para determinar o estágio14 e estimar o tempo de fertilização.</li>
	<li>Mover o tanque para uma superfície de trabalho conveniente e remover qualquer opacos ovos ou fezes, deixando só os ovos translúcidos, fértil no tanque. Nota: O número de ovos férteis pode ser gravado neste momento.</li>
	<li>Encha o tanque com peixe-pronto (consulte a etapa 1.1) de água e adicionar 6-7 gotas de azul de metileno ao tanque, como a água enche. Nota: A concentração final de azul de metileno é aproximadamente 1,5 ppm.</li>
	<li>Adicione um aquecedor e o borbulhador de aquário (anexado a uma bomba de ar, com um regulador) para o tanque.</li>
	<li>Definir o aquecedor de 24 ° C e ajuste o regulador de fluxo de ar para produzir um fluxo suave de bolhas.</li>
	<li>Coloque uma tampa do tanque para ajudar a manter a temperatura da água. Nota: Os ovos devem começar a incubação dentro de 24h da época reprodutora.</li>
</ol>3. transferência de larvas hachuradas para recipientes de berçário
<ol><li>Adicionar 20 g de sal (ver materiais) para 8 L de peixe pronto (consulte a etapa 1.1) de água e mexa até dissolver. Encha cada recipiente de berçário de 1,5 L (ver materiais) com 1 L de água preparada.</li>
	<li>Use uma pipeta de transferência para mover hachuradas larvas em recipientes de viveiro preparado em uma densidade de 20 peixes por recipiente. Nota: Um farol que pode ser útil para localizar e transferir as larvas hachuradas.</li>
	<li>Depois de retirado todas as larvas hachuradas visíveis, agite a água no tanque por agitação e/ou soprar jatos de água nas bordas e cantos do tanque com a pipeta. Nota: Isto vai ajudar a revelar as larvas que foram perdidas na primeira passagem.</li>
	<li>Descarte de larvas não utilizadas nesta fase usando as diretrizes do escritório de bem-estar laboratório (OLAW). Adicione o hipoclorito de sódio ao tanque para obter uma concentração final de 6.15%. Espere pelo menos 5 min antes de derramar na pia.</li>
	<li>Etiquete cada recipiente de berçário com a data e hora de fertilização. Ver os recipientes berçário diariamente e continuar a remover qualquer larvas mortas.</li>
</ol>4. preparação de comida de peixe Rotifera-baseado
<ol><li>Consulte Tabela de materiais para informação sobre obtenção de rotíferos. Siga o protocolo referenciado para configurar, manter e rotíferos22da colheita.</li>
	<li>Preparar peixes alimentos adicionando-se 3 mL de mistura de algas (ver Tabela de materiais) para 1 L de rotíferos colhidos. Esta mistura será adicionada diretamente para os recipientes de berçário como um suprimento de alimentos.</li>
</ol>5. alimentação de peixes pós-larvas
<ol><li>Quando os peixes são 5 dias pós fertilização (dpf), adicione 3 mL de comida de peixe (preparada na etapa 4.2) para cada recipiente de berçário. A densidade ideal, rotíferos devem ser visível em grupos densos nos cantos dos recipientes de berçário e menos aparente no centro do recipiente. Adicione a mistura de Rotifera adicionais até que chegou-se a densidade adequada.</li>
	<li>Verificar os recipientes diariamente para a presença de rotíferos e adicionar mais se a concentração fica empobrecida. Continue a remover qualquer larvas mortas.</li>
	<li>Quando o peixe atingir 14 dpf, movê-los para um tanque com um sistema de recirculação em uma densidade de 5 peixes por litro de água. Nota: O número de sobrevivência pós-larval peixe pode ser gravado neste momento.</li>
</ol>6. toda a montagem imuno-histoquímica do peixe pós-larvas
<ol><li>Remover peixes pós-larvas da fase desejada de comida para 24h derramando o recipiente de berçário contendo os peixes através de nylon malha filtro e colocar o filtro em um recipiente com água limpa peixe pronto (consulte a etapa 1.1). Nota: É essencial para remover todos os alimentos. Mesmo pequenas quantidades de alimentos no intestino são autofluorescente e irão influenciar a imagem latente.</li>
	<li>Coletar e eutanásia o peixe. Nota: O protocolo de eutanásia deve seguir diretrizes OLAW e ser aprovado pelo seu Comité de uso e cuidado institucional do Animal. Observamos que tricaina sozinha não eutanásia peixe pós-larva, e o peixe começa a se mover quando transferidos de metanosulfonato de fixador, se os peixes não são também mantidos no gelo.<ol>
<li>Preparar tricaina solução em um béquer adicionando 0,4 g de tricaina-S e 0,8 g de bicarbonato de sódio para 1 litro de água deionizada e colocá-lo no gelo.</li>
		<li>Despeje a água que contém os peixes através de um filtro de malha de nylon para recolher os peixes. Delicadamente mergulhe o filtro na solução de tricaina gelada e deixá-lo no gelo por 10 min.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Conserte o peixe euthanized.<ol>
<li>Use uma pipeta de transferência com uma dica de corte para transferir os peixes para um tubo cônico.</li>
		<li>Remover a solução tricaina com uma pipeta de transferência e substituir com fixador. Incube com balanço. Nota: Fixador e fixação de tempo deve ser determinado com base no anticorpo usado. solução de formalina 10% (4% de formol, veja materiais) durante a noite a 4 ° C é adequada para os anticorpos listados na Tabela de materiais. Atenção: O formol é tóxico e inflamável. Usar equipamento de proteção individual (luvas, jaleco e óculos de mergulho) e manipular em uma capa de química. Soluções que contenham formol devem ser eliminadas como resíduos perigosos.</li>
		<li>Use uma pipeta de transferência para remover cuidadosamente o fixador sem perturbar os peixes. Adicionar 3 mL de fosfato tamponado solução salina-Tritão [PBS com 0.1% Triton (PBST), Ver os materiais] e incube por 15 min em RT com balanço.</li>
		<li>PBST de remover e substituir com PBST fresco e incube por 15 min. Repita este "lavar" uma vez adicional. Nota: Os peixes podem ser armazenados em PBS contendo 0,02% de azida de sódio a 4 ° C durante várias semanas.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Execute toda a montagem immunostaining.<ol>
<li>Prepare-se 50 mL de solução [PB-0.5% Triton X, 0,2% albumina de soro bovino (BSA), 1% dimetilsulfóxido (DMSO), 0,02% de azida de sódio, 5% de soro de burro] de bloqueio. Cuidado: Azida de sódio e DMSO são tóxicos. Equipamento de proteção individual (luvas, jaleco e óculos de mergulho) deve ser usado quando estiver manipulando. Todas as soluções devem ser eliminadas como resíduos perigosos.</li>
		<li>Use uma pipeta de transferência para transferir os peixes para um frasco de vidro de 4 mL com tampa de rosca-top. Use uma pipeta de transferência para remover o PBST e adicionar 3 mL de solução de bloqueio. Incube durante 1 h a RT com balanço.</li>
		<li>Use uma pipeta de transferência para remover a solução de bloqueio e adicionar o anticorpo primário, diluído em solução de bloqueio. Incube durante uma noite em temperatura ambiente com agitação. Nota: por exemplo, adicionar a diluição de 1: 250 de proteína Neuronal Mouse Monoclonal anticorpo anti-HuC/HuD (ver Tabela de materiais para obter uma lista de anticorpos que têm sido utilizados com sucesso na . mexicanus). Um conjunto de peixes com nenhum anticorpo primário adicionado deve ser incluído neste passo. Volume de anticorpo deve ser suficiente para cobrir o peixe e permitir a agitação.</li>
		<li>Lave o peixe 3 vezes com PBST conforme descrito na etapa 6.3.4. Substituir o PBST com anticorpo secundário diluído em solução de bloqueio e incubar durante a noite a RT com agitação. Nota: Concentrações do anticorpo primário e secundário, tempo de incubação e temperatura de incubação devem ser determinados para cada anticorpo. Pernoite na RT foi eficaz para os anticorpos listados na Tabela de materiais.</li>
		<li>Lave o peixe 3 vezes com PBST, com cada lavagem dura 15 min, conforme descrito na etapa 6.3.4.</li>
		<li>Transfira o peixe para PBS para armazenamento a curto prazo, antes de prosseguir com a dissecar, montagem, ou corte o peixe.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Carlson, B. M., Klingler, I. B., Meyer, B. J., Gross, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+analysis+reveals+candidate+genes+for+activity+QTL+in+the+blind+Mexican+tetra%2C+Astyanax+mexicanus%5BTitle%5D)+AND+%22PeerJ%22%5BJournal%5D)">Genetic analysis reveals candidate genes for activity QTL in the blind Mexican tetra, Astyanax mexicanus.</a> PeerJ. 6, e5189(2018).</li>
<li>Chin, J. S. R., Gassant, C. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Convergence+on+reduced+stress+behavior+in+the+Mexican+blind+cavefish%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Convergence on reduced stress behavior in the Mexican blind cavefish.</a> Developmental Biology. 441 (2), 319-327 (2018).</li>
<li>Lloyd, E., Olive, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolutionary+shift+towards+lateral+line+dependent+prey+capture+behavior+in+the+blind+Mexican+cavefish%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Evolutionary shift towards lateral line dependent prey capture behavior in the blind Mexican cavefish.</a> Developmental Biology. 441 (2), 328-337 (2018).</li>
<li>Tabin, J. A., Aspiras, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temperature+preference+of+cave+and+surface+populations+of+Astyanax+mexicanus%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Temperature preference of cave and surface populations of Astyanax mexicanus.</a> Developmental Biology. 441 (2), 338-344 (2018).</li>
<li>Xiong, S., Krishnan, J., Peuß, R., Rohner, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+adipogenesis+contributes+to+excess+fat+accumulation+in+cave+populations+of+Astyanax+mexicanus%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Early adipogenesis contributes to excess fat accumulation in cave populations of Astyanax mexicanus.</a> Developmental Biology. 441 (2), 297-304 (2018).</li>
<li>Riddle, M. R., Aspiras, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insulin+resistance+in+cavefish+as+an+adaptation+to+a+nutrient-limited+environment%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Insulin resistance in cavefish as an adaptation to a nutrient-limited environment.</a> Nature. 555 (7698), 647-651 (2018).</li>
<li>Moran, D., Softley, R., Warrant, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eyeless+Mexican+cavefish+save+energy+by+eliminating+the+circadian+rhythm+in+metabolism%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Eyeless Mexican cavefish save energy by eliminating the circadian rhythm in metabolism.</a> PloS One. 9 (9), e107877(2014).</li>
<li>Aspiras, A. C., Rohner, N., Martineau, B., Borowsky, R. L., Tabin, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Melanocortin+4+receptor+mutations+contribute+to+the+adaptation+of+cavefish+to+nutrient-poor+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Melanocortin 4 receptor mutations contribute to the adaptation of cavefish to nutrient-poor conditions.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (31), 9668-9673 (2015).</li>
<li>Tang, J. L. Y., Guo, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+developmental+origin+of+heart+size+and+shape+differences+in+Astyanax+mexicanus+populations%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">The developmental origin of heart size and shape differences in Astyanax mexicanus populations.</a> Developmental Biology. 441 (2), 272-284 (2018).</li>
<li>Riddle, M. R., Boesmans, W., Caballero, O., Kazwiny, Y., Tabin, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphogenesis+and+motility+of+the+Astyanax+mexicanus+gastrointestinal+tract%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Morphogenesis and motility of the Astyanax mexicanus gastrointestinal tract.</a> Developmental Biology. 441 (2), 285-296 (2018).</li>
<li>Gore, A. V., Tomins, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+epigenetic+mechanism+for+cavefish+eye+degeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Ecology+%26+Evolution%22%5BJournal%5D)">An epigenetic mechanism for cavefish eye degeneration.</a> Nature Ecology & Evolution. 2 (7), 1155-1160 (2018).</li>
<li>McGaugh, S. E., Gross, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cavefish+genome+reveals+candidate+genes+for+eye+loss%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">The cavefish genome reveals candidate genes for eye loss.</a> Nature Communications. 5, (2014).</li>
<li>Gross, J. B., Furterer, A., Carlson, B. M., Stahl, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Integrated+Transcriptome-Wide+Analysis+of+Cave+and+Surface+Dwelling+Astyanax+mexicanus%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">An Integrated Transcriptome-Wide Analysis of Cave and Surface Dwelling Astyanax mexicanus.</a> PLoS One. 8 (2), e55659(2013).</li>
<li>Hinaux, H., Pottin, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Developmental+Staging+Table+for+Astyanax+mexicanus+Surface+Fish+and+Pach%C3%B3n+Cavefish%5BTitle%5D)+AND+%22Zebrafish%22%5BJournal%5D)">A Developmental Staging Table for Astyanax mexicanus Surface Fish and Pachón Cavefish.</a> Zebrafish. 8 (4), 155-165 (2011).</li>
<li>Borowsky, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Breeding+Astyanax+mexicanus+through+natural+spawning%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Protocols%22%5BJournal%5D)">Breeding Astyanax mexicanus through natural spawning.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 3 (11), (2008).</li>
<li>Borowsky, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Handling+Astyanax+mexicanus+Eggs+and+Fry%5BTitle%5D)+AND+%22CSH+Protocols%22%5BJournal%5D)">Handling Astyanax mexicanus Eggs and Fry.</a> CSH Protocols. , (2008).</li>
<li>Stahl, B. A., Gross, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Comparative+Transcriptomic+Analysis+of+Development+in+Two+Astyanax+Cavefish+Populations%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Zoology+Part+B%3A+Molecular+and+Developmental+Evolution%22%5BJournal%5D)">A Comparative Transcriptomic Analysis of Development in Two Astyanax Cavefish Populations.</a> Journal of Experimental Zoology Part B: Molecular and Developmental Evolution. 328 (6), 515-532 (2017).</li>
<li>Elipot, Y., Legendre, L., Père, S., Sohm, F., Rétaux, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Astyanax+Transgenesis+and+Husbandry%5BTitle%5D)+AND+%22How+Cavefish+Enters+the+Laboratory.+Zebrafish%22%5BJournal%5D)">Astyanax Transgenesis and Husbandry.</a> How Cavefish Enters the Laboratory. Zebrafish. 11 (4), 291-299 (2014).</li>
<li>Ma, L., Jeffery, W. R., Essner, J. J., Kowalko, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome+editing+using+TALENs+in+blind+Mexican+Cavefish%2C+Astyanax+mexicanus%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Genome editing using TALENs in blind Mexican Cavefish, Astyanax mexicanus.</a> PloS One. 10 (3), e0119370(2015).</li>
<li>JoVE. Current methods in Astyanax mexicanus research. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.jove.com/methods-collections/16/current-methods-inastyanax-mexicanusresearch">https://www.jove.com/methods-collections/16/current-methods-inastyanax-mexicanusresearch</a> (2018).</li>
<li>Heanue, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Zebrafish+ret+Heterozygous+Model+of+Hirschsprung+Disease+Identifies+a+Functional+Role+for+mapk10+as+a+Modifier+of+Enteric+Nervous+System+Phenotype+Severity%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Genetics%22%5BJournal%5D)">A Novel Zebrafish ret Heterozygous Model of Hirschsprung Disease Identifies a Functional Role for mapk10 as a Modifier of Enteric Nervous System Phenotype Severity.</a> PLoS Genetics. 12 (11), (2016).</li>
<li>Reed Mariculture Culturing Rotifers in Small Systems (Home or Lab). , Available from:
 <a target="_blank" href="http://reedmariculture.com/support_rotifers_culturing.php">http://reedmariculture.com/support_rotifers_culturing.php</a> (2018).</li>
<li>Riddle, M. R., Baxter, B. K., Avery, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+identification+of+microorganisms+associated+with+the+brine+shrimp+Artemia+franciscana%5BTitle%5D)+AND+%22Aquatic+Biosystems%22%5BJournal%5D)">Molecular identification of microorganisms associated with the brine shrimp Artemia franciscana.</a> Aquatic Biosystems. 9 (1), (2013).</li>
<li>Tsang, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Breeding+Zebrafish%3A+A+Review+of+Different+Methods+and+a+Discussion+on+Standardization%5BTitle%5D)+AND+%22Zebrafish%22%5BJournal%5D)">Breeding Zebrafish: A Review of Different Methods and a Discussion on Standardization.</a> Zebrafish. 14 (6), 561-573 (2017).</li>
<li>Cave fish assembly and gene annotation. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://useast.ensembl.org/Astyanax_mexicanus/Info/Annotation">http://useast.ensembl.org/Astyanax_mexicanus/Info/Annotation</a> (2018).</li>
</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Comparando a atividade do gene entre a superfície e a caverna a. mexicanus requer parâmetros ambientais cuidadosamente controlados e métodos que podem ser replicados através de laboratórios. Nosso protocolo para disparar a. mexicanus fornece consistente conteúdo nutricional durante o desenvolvimento pós larval. Após este regime alimentar, função do gene pode ser comparada com confiança entre populações usando o protocolo de imuno-histoquímica robusto que apresentamos. Aqui vamos discutir a importância desse método, bem como suas limitações e aplicações futuras.
Para atingir a densidade correspondente crescimento, encontramos que peixe pós larval pode ser levantada sem recirculação de água para duas semanas em recipientes de 1,5 L, em uma dieta de rotíferos. Este protocolo também pode ser usado para criar peixes em um sistema de recirculação; no entanto, rotíferos devem ser adicionados diariamente para compensar aqueles perdidos na saída do tanque. Náuplios de Artemia recém eclodidos são comumente usados como fonte de alimento na aquicultura, mas achamos que usar rotíferos tem vantagens consideráveis, incluindo: reduzido preço, biossegurança melhorada, nutrição consistente e melhor qualidade da água (veja abaixo).
Em primeiro lugar, o custo semanal em consumíveis é 4 dólares por rotíferos, comparados a 14 dólares para Artemia. Sobre Biossegurança, rotíferos são gerados em laboratório sob condições controladas, enquanto Artemia são coletados na natureza e sujeitos a variação natural em microbiana ou patógeno Sumário23. Além disso, a composição de nutrientes de náuplios de Artemia são ambientalmente determinado e, portanto, inconsistente. Náuplios prosperam em suas próprias lojas da energia após a eclosão; Eles rapidamente perdem o valor nutritivo como eles desenvolvem e idealmente devem ser alimentados com os peixes dentro de algumas horas. Artemia começam a alimentar-se na casa 12 pós-incubação, representando a primeira vez que eles poderiam ser nutricionalmente enriquecidos; no entanto, nesta fase eles tornaram-se demasiado grandes para 5 peixes dpf consumir. Em comparação, rotíferos continuamente se alimentam de microalgas marinhas, resultando em alto índice nutriente independentemente quando os rotíferos são colhidos. Rotíferos são muito menores do que os náuplios de Artmeia (160 x 400 mícrons), tornando-os mais fácil para o peixe capturar e engolir. Cavefish e peixes de superfície pós-larvas consomem rotíferos em quantidades semelhantes, sugerindo que não há diferença na preferência ou capacidade de capturar os rotíferos10.
Finalmente, náuplios de Artemia começam a morrer, em água doce, várias horas depois de ser apresentado. Restos de náuplios irão decair, diminuindo rapidamente a qualidade da água, se eles não são removidos manualmente. Remover o morto Artemia é demorado e perigoso para peixes pós larvas que não são muito maiores que as da artemísia e podem ser acidentalmente removido ou feridos. Rotíferos podem viver indefinidamente no contentor de berçário e prestação de alimentos aos peixes em todos os momentos sem afetar significativamente a qualidade da água.
Enquanto usar rotíferos como fonte de alimento tem benefícios consideráveis, para manter as algas de estoque, Rotifera deve ser adicionado ao sistema de cultura diariamente. Isto pode ser conseguido com um alimentador automático que dispensa algas líquidas dentro do recipiente de cultura Rotifera (ver Tabela de materiais). Rotíferos devem também ser colhidos este set-up a cada 24-48 horas para manter a saúde da cultura. Pesquisadores que criam peixe muito raramente (uma vez por ano, por exemplo) e não estão preocupados em fazer comparações entre as populações no pós larvas estágios podem preferir Artemia como fonte de alimento, uma vez que os embriões encysted podem ser aquecidos a qualquer momento.
Recomendamos que o número de larvas hachuradas e sobreviventes para monitorar o sucesso da incubação e crescimento de rastreamento. Se a maioria dos embriões ou larvas morrer, pode ser devido à contaminação bacteriana ou fúngica. Recomenda-se monitorar a qualidade da água da água a peixe pronto e esterilizar todos os equipamentos com etanol a 70%. Recipientes de berçário podem ser usados novamente depois que eles são limpos e esterilizados. Para minimizar o risco de doença, é também fundamental para remover qualquer peixe morto de recipientes de berçário e não adicionar rotíferos antes dpf 5, quando os peixes começam a comer.
A. mexicanus são sexualmente maduros em cerca de um ano de idade. Esta é uma limitação para a geração de transgénicos a. mexicanus comparado com Danio rerio (zebrafish) que são capazes de se reproduzir em 10-12 semanas24. Imuno-histoquímica (IHC) é um método alternativo para investigar a expressão dos genes e a localização da proteína. O protocolo descrito aqui pode ser adaptado a cada passo e usado para detectar antígenos em qualquer tecido de interesse. É importante observar, no entanto, que alguns tecidos podem ser mais difíceis de Visualizar em peixes de superfície devido à pigmentação (uma barreira que não existe em unpigmented cavefish), que podem influenciar a interpretação de estudos comparativos. Para resolver esse problema potencial, superfície peixe pigmento pode ser branqueado após fixação usando 3% de peróxido de hidrogênio.
IHC requer fixação de tecidos bem sucedidos, bloqueio e penetração de anticorpo. Métodos para cada variam dependendo do tecido e da proteína de interesse. O fixador e fixação de tempo deve preservar a arquitetura cell, mantendo o epítopo do antígeno. Para este protocolo, podemos usar um fixador do cross-linking (paraformaldeído) e omitir um fixador de desnaturação (como metanol ou acetona). Nós achamos que a incubação em acetona diminuída sinal de anticorpo para marcadores neuronais e do pâncreas. A etapa de bloqueio é essencial para evitar anticorpos de ligação às proteínas não-alvo no tecido. Este método usa uma combinação de soro normal (5%) e BSA (0,2%) na solução de bloqueio. A solução de bloqueio contém anticorpos e proteínas que se ligam aos locais reativos em proteínas no tecido, diminuindo a ligação não-específica dos anticorpos primários e secundários.
Para atingir a penetração do anticorpo, o tecido deve ser permeabilizado. Isto pode ser conseguido com detergentes ou solventes de desnaturação, mas deve ser otimizado para preservar o epítopo do antígeno. Nosso protocolo usa uma combinação de Triton e dimetil sulfóxido (DMSO). Triton e DMSO são incluídos durante as etapas de incubação bloqueando e anticorpos em concentrações de 0,5% e 1%, respectivamente. Usando esta concentração, temos observado a coloração no cérebro, pâncreas, intestino e músculo, sugerindo que é provável eficaz para penetração em todos os tecidos. Tamanho dos peixes também pode influenciar a penetração. Este protocolo não foi testado em peixes maiores que 14 dias de idade (aproximadamente 7 mm de comprimento). Para solucionar problemas de mancha, é aconselhável alterar as etapas de penetração de fixação, bloqueio e anticorpo. Também é importante examinar a conservação da sequência do antígeno com a proteína a. mexicanus de interesse usando o genoma disponíveis25.
A. mexicanus é um excelente modelo para investigar a evolução como populações da mesma espécie que evoluíram em ambientes drasticamente diferentes podem ser comparadas diretamente no laboratório. Protocolos padrão de criação, tanto dentro como entre laboratórios, são essenciais para a compreensão das diferenças biológicas entre os peixes de superfície e cavefish. Nosso artigo fornece um método para examinar o desenvolvimento e a atividade do gene em pós larvas peixes expostos aos parâmetros de crescimento consistente.

O tetra mexicano, Astyanax mexicanus, é uma única espécie de peixe que existe como populações naturais do Rio (peixe de superfície) e um número de populações de caverna-moradia (cavefish) chamado para as cavernas que habitam (i.e., Tinaja, Molino, Pachón). Um número crescente de pesquisadores está usando a. mexicanus para investigar as bases genéticas e do desenvolvimento comportamental1,2,3,4, metabólica5,6 ,7,8e evolução morfológica9,10,11. Recursos disponíveis para estudos da . mexicanus incluem um genoma sequenciado e anotado12; transcriptoma13; tabela do desenvolvimento preparo14; e métodos para criação de16,de15,17, criando transgenics18e edição de genes19. Disseminação de ferramentas adicionais e atualizados protocolos padrão irá acelerar o crescimento da comunidade de pesquisa cavefish (ver estes métodos coleção20).
Nosso objetivo é adicionar ao repertório existente de ferramentas, fornecendo um método robusto para avaliar o gene atividade em situ no pós larval a. mexicanus, de uma forma comparável entre laboratórios. Existem dois desafios para alcançar este objetivo. Em primeiro lugar, há uma necessidade de regimes padronizados para incubação e levantando o peixe entre laboratórios, como diferenças em parâmetros tais como a alimentação e a densidade afeta crescimento e maturação, assim, afetar a atividade do gene. Em segundo lugar, há uma necessidade de um método padronizado ainda adaptável pela análise de padrões de atividade do gene no peixe pós larval. Podemos solucionar esses problemas aqui, estabelecendo práticas padrão para criar peixes para estágios pós-larvas e apresentando um robusto conjunto de montagem imuno-histoquímica (IHC) protocolo para avaliar a expressão gênica na . mexicanus.
Primeiramente, demonstramos como criar o peixe através de desova natural e identificar ovos fertilizados. Próximo descrito é como chocar ovos fertilizados (larvas) e transferi-los para recipientes de berçário, onde eles são mantidos em uma densidade de 20 peixes por contêiner por duas semanas sem recirculação ou trocando a água. Na fertilização post de 5 dias, os peixes desenvolveram para pós larvas estágios (já não ter um fornecimento de gema) e são fornecidos alimentados com algas Brachionus plicatilis (rotíferos) como uma fonte de alimento rico em nutrientes que não exigem a reposição diária. Este método fornece parâmetros de crescimento consistente para o desenvolvimento larval e pós larval.
Para avaliar a função dos genes, demonstramos como remover os peixes de recipientes de berçário e executar toda a montagem IHC. O método IHC apresentado é adaptado de protocolos desenvolvidos para uso com Danio rerio21 e é eficaz para examinar antígenos em todos os tecidos a. mexicanus testados, incluindo o cérebro, intestino e pâncreas. IHC é uma alternativa mais rápida para a geração de animais transgénicos para análise de expressão gênica e a localização da proteína. O presente protocolo será útil para estudos que visam crescer a. mexicanus e comparando os fenótipos de peixe de superfície e cavefish em fases pós larvas.

<table><tbody><tr><td>azul de metileno</td><td>Kordon</td><td>B016CBHZUS</td> aquecedor <td>antifúngico</td></tr><tr><td></td><td>Finnex</td><td>4711457836017</td><td>100W Aquecedor de controle digital</td></tr><tr><td>airstone</td><td>Lee's Aquarium & Produtos para animais de estimação</td><td>10838125202</td> sal <td>de pedra de ar descartável</td></tr><tr><td></td> Recipiente de <td></td><td></td>berçário <td>instantâneo de sal marinho</td> 51378014021 oceano</tr><tr><td></td><td>IPC</td><td>21545-002</td><td>Pipeta de transferência de recipientes transparentes de 40 onças ou 1,5 L</td></tr><tr><td></td><td>VWR</td><td>414004-002</td><td>pipetas de bulbo de plástico</td></tr> sistema <tr><td>de cultura compacto (CCS) kit inicial com rotíferos Brachionus plicatilis (tipo L)</td><td>Maricultura de junco</td><td>na</td><td>comida de peixe</td></tr><tr><td>RGcomplete</td><td>APBreed</td><td>817656016572</td><td>garrafa de 32 onças de comida de rotífero</td></tr><tr><td>Bomba de dosagem automática programável DP-4</td><td>Jebao</td><td>DP-4</td><td>alimentador automático para rotíferos</td></tr><tr><td>Tricane-S</td><td>Western Chemical</td><td>MS 222</td> bicarbonato de sódio <td>anestésico de peixe</td></tr><tr><td></td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S5761-500G</td><td>para malha de nylon de solução tricana</td></tr><tr><td> filtro</td><td>HIC (Harold Import Co.)</td><td>735343476235</td> Solução de formalina <td>de 3 polegadas de diâmetro</td></tr><tr><td>, tamponada neutra, fixador 10%</td> <td>Sigma-Aldrich</td><td>HT501128-4L</td><td></td></tr><tr><td>10X PBS</td><td>Invitrogen</td><td>AM9625</td><td>, diluir a 1X usando água destilada</td></tr><tr><td>Triton-x 100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T8787-250ML</td><td>detergente</td></tr><tr><td>azida sódica</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S2002-25G</td><td>antibacteriano</td></tr><tr><td>albumina de soro bovino</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9647-100G</td> frasco de vidro <td>reagente de bloqueio</td></tr><tr><td>com tampa de rosca 4mL</td><td>Wheaton</td><td>224742</td><td>frasco de coloração</td></tr><tr><td>tela de malha plástica para tanque de reprodução</td><td>Pentair</td><td>N1670</td><td>Corte em um retângulo 6mm maior em todas as bordas do que as dimensões do fundo do tanque de reprodução. Corte um quadrado de 6 mm de cada canto do retângulo. Dobre as bordas da tela para baixo ao longo das quatro bordas. Coloque um par de ímãs de disco revestidos de vinil de 6 mm em ambos os lados (superior e inferior) da malha em cada canto. A tela deve estar o mais confortável possível nas laterais do tanque. A tela pode ser removida do tanque com uma rede de metal para peixes.</td></tr><tr><td>ímãs de disco revestidos de vinil</td><td>Kjmagnets</td><td>D84PC-AST</td><td></td></tr><tr><td>New Life Spectrum Thera-A pellet fish food</td><td>New Life International</td><td>na</td><td>Ração para peixes adultos. Uma lista de revendedores para este produto está disponível no site da empresa</td></tr><tr><td>Anticorpos</anticorpo ></td><td></td><td></td><td></td> insulina forte</tr> <tr><td>de porquinho-da-índia</td><td>Dako</td><td>A0564</td><td>1:200</td></tr><tr><td>anticorpo glucagon de ovelha</td><td>Abcam</td><td>ab36215</td><td>1:200</td></tr><tr><td>anticorpo de tubulina acetilado de camundongo</td><td>Sigma</td><td>T6793</td><td>1:500</td></tr><tr><td>HuD/HuC anticorpo de camundongo</td><td>Life Technologies</td><td>A-21271</td><td>1:500</td></tr><tr><td>óxido nítrico sintase (nNOS) anticorpo de coelho</td><td>Abcam</td><td>ab106417</td><td>5&mu; g / mL</td></tr><tr><td>de colina acetiltransferase (ChAT) de coelho</td><td>Abcam</td><td>ab178850</td><td>1:2000</td></tr><tr><td>seratonina (5HT) de coelho</td><td>Immunostar</td><td>20080</td><td>1:500</td></tr></tbody></table>

levantando o tetra mexicano astyanax mexicanus para análise dos fenótipos post-larval e imuno-histoquímica toda a montagem

Raising the Mexican Tetra Astyanax mexicanus for Analysis of Post-larval Phenotypes and Whole-mount Immunohistochemistry

Rio e caverna-adaptado de populações de Astyanax mexicanus mostram diferenças em morfologia, fisiologia e comportamento. Pesquisa focada em comparar formas adultas revelou a base genética de algumas destas diferenças. Menos é sabido sobre como as populações diferem em fases pós larvas (no início da alimentação). Tais estudos podem fornecer a introspecção como cavefish sobreviver a idade adulta em seu ambiente natural. Métodos para comparar o desenvolvimento pós-larva em laboratório necessitam de aquicultura padronizada e regimes de alimentação. Aqui descrevemos como criar peixes em uma dieta de rotíferos nutriente-ricos em não-recirculação de água para até fertilização post de duas semanas. Demonstramos como coletar peixes pós-larvas deste sistema de berçário e executar toda a montagem immunostaining. Immunostaining é uma alternativa atraente para a análise da expressão do transgene para investigar o desenvolvimento e função do gene na . mexicanus. O método de viveiro também pode ser usado como um protocolo padrão para estabelecer populações densidade-combinados para crescimento em adultos.

A tabela 1 mostra o sucesso durante um ano de reprodução de peixes de superfície e cavefish Tinaja, Molino e Pachón nos tanques de reprodução estática. Superfície Pachón desova com embriões fertilizados sempre produzidos dos ovos as larvas, enquanto Molino e Tinaja tiveram sucesso algum tempo (2/6 e 2/18 eventos de desova não produzem larvas hachuradas, respectivamente). Há variação no tamanho da embreagem que não aparece para ser atribuído à idade do peixe pai. A tabela 2 mostra o número total de larvas hachuradas resultantes de alguns dos eventos de desova e a idade do peixe pai. Em geral, achamos que o peixe de superfície produzir o maior número de larvas por desova (média ± 1.550 894, n = 5), seguido por Pachón (média ± 879 680, n = 6), Tinaja (média ± 570 373, n = 11) e Molino (média ± 386 276, n = 3). O número de larvas produzidas é normalmente mais do que são necessários por experiência ou de crescimento em adultos. Normalmente montamos 6-18 recipientes de berçário (120-360 larvas) e abater o peixe restante.
Para medir o sucesso do protocolo de berçário, registramos o número de larvas hachuradas e peixe pós-larvas sobreviventes de eventos bem sucedidos de desova. A tabela 3 mostra dados de 2 meses de criação em tanques de recirculação e inclui o número de larvas transferidas para recipientes de berçário que sobreviveram aos 14 dpf. Durante este mês, a taxa de sobrevivência variou de 41-81 por cento, resultando em 65-293 peixes disponíveis por população para experiências ou crescimento em adultos.
Para determinar se immunostaining toda a montagem é bem sucedido, comparamos a fluorescência das amostras incubadas com anticorpo primário para aqueles incubado com anticorpo secundário apenas. O sinal fluorescente só é visível no peixe incubado com anticorpo primário. Nós usamos este protocolo para rotular os neurônios10 (Figura 1) e células pancreáticas6 em fases até 12.5 dpf em ambos superfície e caverna morfotipos com êxito.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58972/58972fig1.jpg"> Figura 1: neurônio rotulando. Toda a montagem imunocoloração de a. mexicanus. Imagem de 12,5 dpf superfície peixe (um) e Pachón cavefish (b). Imagem da região mid-corpo [hachurado contorno amarelo mostrado no (a) e (b)] de peixes de superfície (c) e Pachón cavefish (d) corados com anticorpo pan-neuronal (Hu). imagem de uma região de neurônios entéricos apresentando intestino de peixes de superfície (Hu) e suas projeções (tubulina acetilada) (e), Confocal. Para esta imagem, o intestino foi dissecado para fora e montado em meio contendo DAPI para manchar os núcleos. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58972/58972fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<table fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>população</td>
			<td>tentativas</td>
			<td>eventos de desova</td>
			<td>embreagens</td>
		</tr>
<tr>
<td>superfície</td>
			<td>94</td>
			<td>23</td>
			<td>23</td>
		</tr>
<tr>
<td>Molino</td>
			<td>110</td>
			<td>6</td>
			<td>4</td>
		</tr>
<tr>
<td>Pachón</td>
			<td>167</td>
			<td>13</td>
			<td>13</td>
		</tr>
<tr>
<td>Tinaja</td>
			<td>242</td>
			<td>18</td>
			<td>16</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabela 1: Resumo dos dados de um ano de reprodução A. mexicanus em reservatórios estáticos. Número de reprodutores de tentativas, resultantes de eventos, de desova e número de eventos que produziu de desova larvas recém-eclodidas.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>população</td>
			<td>idade do pai</td>
			<td>hachurada larvas</td>
		</tr>
<tr>
<td>superfície</td>
			<td>1 ano</td>
			<td>989</td>
		</tr>
<tr>
<td>superfície</td>
			<td>1 ano</td>
			<td>1050</td>
		</tr>
<tr>
<td>superfície</td>
			<td>3 anos</td>
			<td>2214</td>
		</tr>
<tr>
<td>superfície</td>
			<td>3 anos</td>
			<td>432</td>
		</tr>
<tr>
<td>superfície</td>
			<td>3 anos</td>
			<td>1768</td>
		</tr>
<tr>
<td>superfície</td>
			<td>4 anos</td>
			<td>2852</td>
		</tr>
<tr>
<td>Pachón</td>
			<td>1 ano</td>
			<td>1194</td>
		</tr>
<tr>
<td>Pachón</td>
			<td>1 ano</td>
			<td>1933</td>
		</tr>
<tr>
<td>Pachón</td>
			<td>1,5 anos</td>
			<td>371</td>
		</tr>
<tr>
<td>Pachón</td>
			<td>3 anos</td>
			<td>480</td>
		</tr>
<tr>
<td>Pachón</td>
			<td>4 anos</td>
			<td>1190</td>
		</tr>
<tr>
<td>Pachón</td>
			<td>4 anos</td>
			<td>110</td>
		</tr>
<tr>
<td>Tinaja</td>
			<td>9 meses</td>
			<td>259</td>
		</tr>
<tr>
<td>Tinaja</td>
			<td>9 meses</td>
			<td>253</td>
		</tr>
<tr>
<td>Tinaja</td>
			<td>10 meses</td>
			<td>1100</td>
		</tr>
<tr>
<td>Tinaja</td>
			<td>11 meses</td>
			<td>857</td>
		</tr>
<tr>
<td>Tinaja</td>
			<td>1 ano</td>
			<td>713</td>
		</tr>
<tr>
<td>Tinaja</td>
			<td>1 ano</td>
			<td>853</td>
		</tr>
<tr>
<td>Tinaja</td>
			<td>1 ano</td>
			<td>542</td>
		</tr>
<tr>
<td>Tinaja</td>
			<td>1,5 anos</td>
			<td>360</td>
		</tr>
<tr>
<td>Tinaja</td>
			<td>1,5 anos</td>
			<td>58</td>
		</tr>
<tr>
<td>Tinaja</td>
			<td>1,5 anos</td>
			<td>1100</td>
		</tr>
<tr>
<td>Tinaja</td>
			<td>4 anos</td>
			<td>185</td>
		</tr>
<tr>
<td>Molino</td>
			<td>2,5 anos</td>
			<td>460</td>
		</tr>
<tr>
<td>Molino</td>
			<td>2,5 anos</td>
			<td>619</td>
		</tr>
<tr>
<td>Molino</td>
			<td>3 anos</td>
			<td>81</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabela 2: aproximar a idade feminina e número de larvas hachuradas de eventos individuais de desova de populações indicados de A. mexicanus.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>população</td>
			<td>tentativas</td>
			<td>eventos de desova</td>
			<td>embreagens</td>
			<td>tamanho da embreagem</td>
			<td>as larvas transferidas para copos de berçário</td>
			<td>pós-larva peixe na 14dpf</td>
			<td>sobrevivência (%)</td>
		</tr>
<tr>
<td>superfície</td>
			<td>4</td>
			<td>3</td>
			<td>2</td>
			<td>576 &amp; 1728</td>
			<td>360</td>
			<td>174</td>
			<td>48</td>
		</tr>
<tr>
<td>Molino</td>
			<td>4</td>
			<td>2</td>
			<td>1</td>
			<td>228</td>
			<td>159</td>
			<td>65</td>
			<td>41</td>
		</tr>
<tr>
<td>Tinaja</td>
			<td>4</td>
			<td>1</td>
			<td>1</td>
			<td>1952</td>
			<td>175</td>
			<td>93</td>
			<td>53</td>
		</tr>
<tr>
<td>Pachón</td>
			<td>4</td>
			<td>1</td>
			<td>1</td>
			<td>1696</td>
			<td>360</td>
			<td>293</td>
			<td>81</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabela 3: Resumo dos dados de um mês da . mexicanus de reprodução em um sistema de recirculação e levantando as larvas. Número de tentativas, resultantes de reprodução desova eventos, embreagens que produziu larvas hachuradas, número médio de larvas por embreagem, larvas transferidas para os contêineres de berçário e pós-larvas peixes presentes no contentor de berçário após 14 dias.

Neste protocolo, demonstramos como Astyanax mexicanus adultos se reproduzem, levantar as larvas e executar toda a montagem imuno-histoquímica na pós larval peixe para comparar os fenótipos de superfície e caverna morfotipos.

Levantando o Tetra mexicano Astyanax mexicanus para análise dos fenótipos Post-larval e imuno-histoquímica toda a montagem

River and cave-adapted populations of Astyanax mexicanus show differences in morphology, physiology, and behavior. Research focused on comparing adult ...

Aqui demonstramos como criar o Tetra Astyanax Mexicanus mexicano, criar as larvas e realizar imunohistoquímica de monte inteiro em peixes pós larvais para comparar os fenótipos de peixes adaptados ao rio e às cavernas. Criamos o peixe com a mesma densidade em uma dieta rica em nutrientes de rotifers. Essa técnica garante um crescimento consistente e proporciona vantagens em custo, biossegurança e qualidade da água.Para começar, coloque uma malha de plástico no fundo de um tanque de cinco galões. Em seguida, encha o tanque com água pronta para peixes. Fixar um aquecedor de água na lateral do tanque.Adicione uma fêmea e dois peixes machos Astyanax Mexicanus que têm mais de um ano de idade ao tanque. Coloque a temperatura do aquecedor de água para 24 graus Celsius. Depois de 24 horas, aumente a temperatura em um grau Celsius.Brilhe uma lanterna no fundo do tanque todos os dias para verificar se há ovos. Uma vez identificados os ovos no tanque de reprodução, remova o peixe adulto e a malha plástica. Use um béquer para reduzir a profundidade da água para 10 cm.Para estimar o tempo da fertilização, use uma pipeta de transferência para colocar vários ovos em uma placa de petri e visualizá-los com um microscópio estéreo para determinar seu estágio. Remova ovos ou fezes opacas. Em seguida, encha o tanque com água pronta para peixes e adicione sete gotas de azul metileno à água.Depois disso, adicione um aquecedor e um borbulhador de aquário ao tanque. Ajuste o aquecedor a 24 graus Celsius e ajuste o regulador de fluxo de ar para produzir um fluxo suave de bolhas. Em seguida, cubra o tanque para manter a temperatura da água.Adicione 20 gramas de sal a oito litros de água pronta para peixes e mexa até dissolver. Em seguida, adicione um litro de água preparada a cada recipiente de berçário. Em seguida, use uma pipeta de transferência para mover 20 larvas eclodidas para cada recipiente de berçário.Agitar a água no tanque maior para garantir que todas as larvas tenham sido removidas. Para preparar o alimento do peixe, adicione três ml de mistura de algas a um litro de rotifers colhidos. Cinco dias após a fertilização adicionam três ml de alimento de peixe a cada recipiente de berçário.Os rotifers devem ser visíveis em grupos densos no canto dos recipientes, a menos que visíveis perto do centro. Verifique o recipiente para rotifers todos os dias e adicione mais alimentos se a concentração estiver esgotada. Remova qualquer larva morta.Primeiro, para limpar o trato gastrointestinal do conteúdo alimentar, despeje o recipiente do berçário com o peixe da idade desejada através de um filtro de malha de nylon. Coloque o coador em um recipiente com água pronta para peixes limpos e retenha alimentos por 24 horas. Após eutanásia do peixe, de acordo com as diretrizes institucionais, use uma pipeta de transferência para transferir o peixe para um tubo cônico.Substitua a solução de eutanásia por fixação. E incubar o tubo com balanço durante a noite a 4 graus Celsius. Depois disso, remova o fixador e substitua-o por PBST.Incubar o tubo por mais 15 minutos com balanço. E repita o processo de lavagem mais uma vez. Em seguida, use uma pipeta de transferência para mover o peixe para um frasco de vidro de quatro ml com uma tampa superior do parafuso.Remova o PBST do frasco e adicione três ml de solução de bloqueio. Incubar o frasco à temperatura ambiente por uma hora com balanço. Depois disso, use uma pipeta de transferência para remover a solução de bloqueio e substituí-la por anticorpo primário diluído na solução de bloqueio.Incubar o frasco durante a noite à temperatura ambiente com agitação. Em seguida, lave o peixe com PBST três vezes, como descrito anteriormente. Substitua o PBST por anticorpo secundário diluído na solução de bloqueio.E incubar o frasco durante a noite à temperatura ambiente com agitação. Por fim, lave o peixe três vezes por 15 minutos com PBST. Usando este protocolo, os peixes da superfície Tinaja, Molino e Pachon foram criados em tanques estáticos de reprodução.A superfície e pachon desova, com embriões fertilizados, sempre produziram larvas eclodidas. Enquanto os Molino e Tinaja não tiveram sucesso algumas vezes. Em geral, os peixes superficiais produziram o maior número de larvas por desova, seguidos por Pachon, Tinaja e Molino, respectivamente.A técnica de imunostaining de montagem inteira foi usada com sucesso para rotular neurônios e células pancreáticas em estágios até 12,5 dias após a fertilização. É importante remover qualquer peixe morto enquanto você levanta as larvas e registra o número de peixes sobreviventes. Se muitos peixes morrem, pode ser devido à contaminação bacteriana ou fúngica.Os tanques devem ser esterilizados com 70% de etanol antes do uso. A técnica de imunossustaining que descrevemos tem sido usada com sucesso para os anticorpos listados na tabela de materiais. Após a imunossuagem, os peixes podem ser montados inteiros ou seccionados para ver qualquer tecido de interesse.Em combinação, o procedimento de reprodução, incubação e imunossamento fornecem um método robusto para avaliar a atividade genética NC2 de forma comparável entre laboratórios.

raising-mexican-tetra-astyanax-mexicanus-for-analysis-post-larval

Research

JoVE Journal

Genetics

Genética

mutagénese de direccionamento de genes é agora possível em uma ampla gama de microrganismos utilizando técnicas de edição genoma. Aqui, nós demonstramos um protocolo para mutagénese gene alvo usando ativador de transcrição como nucleases efetoras (TALENS) em Astyanax mexicanus, uma espécie de peixe que inclui peixes de superfície e cavefish.

Genoma Edição na<em&gt; Mexicanus Astyanax</em&gt; Usando Transcrição Activator-like Effector nucleases (TALENS)

Imagiologia da morfogénese de embriões de insectos com microscopia de fluorescência com base em folha de luz tornou-se o estado da arte. Este protocolo descreve e compara três técnicas de montagem apropriadas para os embriões Tribolium castaneum, introduz dois novos feitos sob linhagens transgênicas bem adequado para imagens ao vivo, discute controles essenciais de qualidade e indica limitações experimentais atuais.

Luz Folha com base em microscopia de fluorescência de Vida ou fixados e corados<em&gt; Tribolium castaneum</em&gt; Os embriões

Immunolabeling métodos para analisar populações distintas de microtúbulos no cérebro em desenvolvimento zebrafish são descritos aqui, que são amplamente aplicáveis a outros tecidos. O primeiro protocolo descreve um método otimizado para immunolabeling estável e dinâmica de microtúbulos. O segundo protocolo fornece um método para a imagem e quantificar microtúbulos nascentes especificamente.

Uso de Immunolabeling para analisar os microtúbulos estáveis, dinâmicos e emergentes no embrião Zebrafish

Descrevemos abordagens para a manipulação de genes no sistema modelo evolucionista Astyanax mexicanus. São descritas três técnicas diferentes: transgênese mediada por Tol2, alvo de manipulação do genoma usando CRISPR/Cas9 e nocaute de expressão usando morpholinos. Essas ferramentas devem facilitar a investigação direta de genes subjacentes a variação entre as formas de superfície - e caverna-moradia.

Manipulação de função do Gene em Cavefish mexicano

Aqui, apresentamos métodos para estudo da elevado-produção de uma série do mexicano cavefish comportamentos e coloração vital de um sistema de mechanosensory. Esses métodos usam scripts de software livre e sob medidos, fornecendo um método prático e econômico para os estudos de comportamentos.

Acompanhamento comportamental e Neuromast imagem de Cavefish mexicano

Este protocolo permite a visualização da expressão gênica em embrionárias Astyanax cavefish. Esta abordagem foi desenvolvida com o objetivo de maximizar o sinal de expressão do gene, minimizando a coloração de fundo específico.

Hibridização In Situ de Embriões Inteiros de Astyanax

A fertilização in vitro é uma técnica comumente utilizada com uma variedade de organismos modelo para manter as populações de laboratório e produzir embriões sincronizados para aplicações a jusante. Aqui, apresentamos um protocolo que implementa esta técnica para diferentes populações do peixe Tetra mexicano, Astyanax mexicanus.

Coleção gamete e fertilização in vitro de Astyanax mexicanus

Este artigo descreve as condições básicas de laboratório e protocolos para um regime de temperatura incremental para estimular a desova máxima no tetra mexicano Astyanax mexicanus, que é um modelo emergente para estudos de desenvolvimento e evolutivos.

Mudanças de temperatura incremental para reprodução e desova máxima em Astyanax mexicanus

O presente protocolo descreve o método de criação de insetos de peste tortricida nos laboratórios. Os procedimentos para distinguir o sexo dos insetos e extrair ácidos nucleicos para sequenciamento de alto rendimento são estabelecidos usando duas pragas tortricidas.

Criação em massa e estudos moleculares em insetos de peste de Tortricidae

Aqui apresentamos um protocolo que facilita a caracterização funcional de médio a alto rendimento de construções de genes e promotores em tecidos secundários de árvores em prazos comparativamente curtos. É eficiente, fácil de usar e amplamente aplicável a uma variedade de espécies de árvores.

O uso de Induced Somatic Análise Sector (ISSA) para estudar genes e promotores envolvidos na formação da madeira e Desenvolvimento secundária da haste

Aprenda a criar Astyanax mexicanus e realizar imuno-histoquímica em montagem total para comparar fenótipos de peixes de superfície e caverna. Este protocolo padronizado garante crescimento consistente dos larvas pós-larvais.

Levantando o Tetra mexicano Astyanax mexicanus para análise dos fenótipos Post-larval e imuno-histoquímica toda a montagem

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