Name: A pneumonectomia esquerda combinado com Monocrotaline ou Sugen como modelo de hipertensão pulmonar em ratos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-03-08T14:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 29 s
Description: Aprenda a realizar pneumonectomia esquerda combinada com Monocrotaline ou Sugen em ratos para modelar hipertensão pulmonar arterial. Este método reproduz lesões plexiformes observadas em pacientes humanos.

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Este manuscrito foi apoiado pelo NIH conceder 7R01 HL083078-10 concede a AHA American Heart Association-17SDG33370112 e o nacional institutos de saúde NIH K01 HL135474 de Y.S. e institutos nacionais de saúde R01 HL133554, de Sara

Os procedimentos descritos abaixo foram aprovados pelo cuidado institucional do Animal e Comissão de utilização (IACUC) da faculdade de medicina da Icahn no Monte Sinai. Todos os ratos receberam atendimento humano em conformidade com o Monte Sinai "Guia para o cuidado e o uso de animais de laboratório".
1. preparação para a cirurgia
<ol><li>Autoclave Cooley-Mayo curvo tesoura (grande tesoura), tesoura de íris reta (tesoura pequena), tesoura Iris McPherson-Vannas (tesoura de costas), fórceps de tecido Rehbein (Pinças atraumáticas), fórceps do tecido do Gerald, espéculo fio liso (auto de retenção retractor), cauterizador de pequeno vaso, gaze, duas extremidades sonda, da fina agulha vascular e pinça hemostática de Micro-Jacobson mosquito (mosquito).</li>
</ol>2. preparação e intubação de ratos
<ol><li>Administre uma injeção subcutânea de analgesia de buprenorfina (0,1 mg/kg) em ratos de Sprague-Dawley machos, 6 – 8 semanas de idade, 30 min antes da cirurgia.</li>
	<li>Coloque o rato individualmente em uma câmara exposta a 4% de isoflurano e oxigênio (1 L/min) por 3 – 4 min até que o rato está devidamente anestesiado (ou seja, inconsciente, respirando lentamente e não responde ao toque ou som).</li>
	<li>
Intubação de ratos
	<ol>
<li>Remover o rato da câmara e o rato para uma placa de fita para que o rato plana deita de costas, com a boca na borda da placa. Use a sequência de caracteres para segurar o rato pelos dois dentes da frente para que o pescoço permanece plana-hetero.</li>
		<li>Coloque uma fonte de luz da fibra óptica ganso acima do pescoço sobre a laringe, levantar e segurar a língua com os dedos e mover a epiglote para visualizar as cordas vocais. A traqueia deve ser iluminada por trás das cordas vocais; ajuste a posição da luz até a traqueia é brilhante.</li>
		<li>Entubar os ratos inserindo um cateter 16G a laringe dentro 60 s de remoção o rato da câmara como acordam rapidamente. Se o rato acorda antes da intubação bem sucedida, volte a colocar o rato e repita.</li>
		<li>Imediatamente, ligue o rato ao ventilador para retomar a entrega de isoflurano e oxigênio. Confirme a intubação usando um espelho frio para observar a condensação da umidade no ar exalado do cateter. Certifique-se que o animal ainda é respirar pela expansão do tórax.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Ligue o rato ao ventilador. Definir o oxigênio flua em 1 L/min. definir a taxa de ventilação de 70 respirações por minuto com um volume tidal de 0,35 – 0,45 mL. Conjunto de pressão expiratória final positiva (PEEP) para 2-4 cm H2o isoflurano O. reduzir para 2-3%.</li>
	<li>Coloque o rato sob o microscópio na posição de decúbito direito sobre uma almofada de aquecimento a 37 ° C. Tape as pernas dianteiras para baixo. Depilar o tórax esquerdo para trás a perna da frente até o final da caixa torácica com clippers. Limpe a área cirúrgica com gaze e 10% solução de iodo-povidona, seguida por 70% de etanol (três vezes).</li>
	<li>Coloque o oxímetro de pulso no pé do rato e monitorar a frequência cardíaca e saturação de oxigênio durante a cirurgia. Frequência cardíaca deve estar entre 200-500 bpm e oxigênio de saturação deve ser > 95%.</li>
</ol>3. preparação do ambiente estéril
<ol><li>Visualize a área cirúrgica sob o microscópio. Isto deve ser feito primeiro, porque não pode ser ajustado ao microscópio, uma vez que o ambiente é estéril.</li>
	<li>Colocar luvas estéreis, cirúrgicas. Não toque em nada além dos instrumentos esterilizados, a e cirúrgicos da área cirúrgica do corpo do rato.</li>
	<li>Coloque um pano estéril sobre o corpo do rato e na bandeja do instrumento para criar um ambiente estéril.</li>
	<li>Com luvas estéreis, coloque instrumentos esterilizados sobre a bandeja de instrumentos esterilizados.</li>
</ol>4. esquerdo pneumonectomia procedimento cirúrgico
<ol><li>Use tesoura Cooley-Mayo e Gerald tecido fórceps cortar um furo pequeno no cirúrgico drapeja. O furo deve estar a cerca de 2 – 3 cm de diâmetro para visualizar totalmente a incisão, mas não muito grande para que apenas esterilizados a pele é exposta.</li>
	<li>Fazer uma incisão longa lateral de 2 cm no tórax esquerdo usando uma lâmina cirúrgica. Use gaze e a caneta eletrocautério para gerenciar hemostasia sangramento/manter. Use a tesoura de Cooley-Mayo para cortar cada camada de tecido até as costelas e músculos intercostais são expostos.</li>
	<li>
Entrando no espaço Intercostal
	<ol>
<li>Use o mosquito para fazer um furo através do músculo do terceiro espaço intercostal.</li>
		<li>Use a sonda de dupla ponta para mover o pulmão do caminho para visualizar a artéria pulmonar. O investigador pode entrar outro espaço intercostal se a artéria pulmonar não é acessível.</li>
		<li>Tesoura de íris uso e McPherson-Vannas tesoura de íris (tesoura de costas) para abrir os músculos intercostais para aproximadamente 1 – 2 cm. Use a caneta eletrocautério para parar qualquer sangramento.</li>
		<li>Coloque um pequeno, auto retenção afastador para segurar as costelas e músculos abra.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Abra apenas a pleura esquerda e mova o pulmão esquerdo baixo no abdômen para permitir o acesso à artéria pulmonar e brônquio. Carrega um hemoclip médio para o aplicador de clip ligating.</li>
	<li>
Ligadura do brônquio principal esquerdo e artéria pulmonar esquerda
	<ol>
<li>Levante a parte superior do pulmão esquerdo cuidadosamente com a pinça atraumática de Rehbein para expor a artéria pulmonar.</li>
		<li>Clip a artéria pulmonar, fechando o clipe e o aplicador em torno da artéria. Tenha cuidado para não fechar ou romper a veia Ázigos à esquerda. Não fixar demasiada força caso contrário, a embarcação pode romper.</li>
		<li>Abra a incisão mais usando a tonsila para separar as fibras musculares.</li>
		<li>Carrega outro hemoclip médio para o aplicador de clip ligating para que está pronto.</li>
		<li>Use a pinça atraumática para levantar a parte inferior do pulmão fora a incisão até o brônquio principal esquerdo e a veia pulmonar esquerda são visualizados. Pinça atraumática deve ser usado puxar para mover o pulmão, cima e para fora da incisão. Desde que o pulmão é muito grande para ser puxado para fora em um movimento sem rasgar o tecido, a pinça de emissão é necessária para manter o pulmão no lugar enquanto a pinça atraumática é usada com cuidado para retirar mais pulmão.</li>
		<li>Ligam o brônquio principal esquerdo e a veia pulmonar principal esquerda juntos, fechando o aplicador em torno deles. Não fixar a veia e brônquio também com força de caso contrário, a embarcação pode romper.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Remova o pulmão com uma tesoura. Tenha cuidado para não cortar ou arrancar o clipe. Use um pequeno pedaço de gaze esterilizada para absorver qualquer sangue e certifique-se de que não há nenhuma hemorragia.</li>
	<li>
Encerramento das costelas e músculos intercostais
	<ol>
<li>Antes de fechar os músculos intercostais, inserir um cateter 16G na cavidade torácica, longe da incisão cirúrgica e no sétimo espaço intercostal. Certifique-se que o investigador pode visualizar a agulha para não perfurar qualquer órgãos vitais ou vasos.</li>
		<li>Retire imediatamente a agulha, deixando o cateter no lugar. Isso será usado como um dreno de tórax.</li>
		<li>Feche as costelas e músculos intercostais com uma sutura de prolene 4-0.</li>
		<li>Feche a pele e subcutâneo espaço com uma sutura de execução 5-0 (Tabela de materiais).</li>
		<li>Lugar uma sutura de 5-0 (Tabela de materiais) na pele e em torno do peito do tubo, então quando o tubo é removido, o buraco vai ser amarrado fechar.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Evacue o ar da cavidade pleural com uma seringa de 3 mL através do cateter para recuperar a pressão negativa normal no tórax. Imediatamente, prenda o cateter com um porta-agulha para evitar o ar de volta na cavidade torácica. Remover o cateter rapidamente e amarrar a sutura para fechar o buraco.</li>
</ol>5. no pós-operatório recuperação
<ol><li>Coloque o animal na posição esternal. Desligar o isoflurano, mas continue dando o oxigênio do rato através do tubo endotraqueal. Não deixe o animal sem vigilância em qualquer ponto até que ele recuperou a consciência suficiente para deambular e o animal com segurança em sua jaula.</li>
	<li>Administre 2-3 mL de solução de Ringer lactato estéril por via subcutânea.</li>
	<li>Monitorar a frequência cardíaca (bpm ≈200 – 500), saturação de oxigênio (≥ 95%), e animal cor para confirmar o animal está a respirar bem.</li>
	<li>Quando o animal começa a fazer movimentos de respiração espontânea e movimentos do pescoço e responde a estímulos físicos (tais como olhos alargando, movendo-se de nariz e orelhas respondendo ao som), os tubos do animal, puxando para fora o cateter e desconectar o ventilador.</li>
	<li>Devolver o animal para uma gaiola vazia, longe da companhia de outros animais. O animal deve ficar sozinho pelo menos 3 dias.</li>
	<li>Para controle da dor, administre 0,1 mg/kg de buprenorfina por via subcutânea a cada 12 h por 3 dias.</li>
</ol>6. administração do "Segundo golpe" MCT ou Sugen
<ol><li>Administre 1 mL de MCT (60 mg/kg) ou 1 mL de Sugen (25 mg/kg) via subcutânea, 1 semana após a cirurgia.</li>
</ol>7. terminal colheita
<ol><li>Sete semanas após a administração de MCT ou Sugen, coloque o animal em uma câmara com fluxo de oxigênio (1 L/min) e 4% de isoflurano.</li>
	<li>Conecte o animal ao ventilador através do cone de nariz. Manter o fluxo de oxigênio e abaixar o isoflurano para 2,5-3%. Coloque o animal em suas costas e fita para baixo todos os membros.</li>
	<li>Raspe o animal ao longo do abdômen inteiro.</li>
	<li>
Abrindo o peito
	<ol>
<li>Fazer uma incisão no peito com um bisturi do notch subclávia para o xyphoid.</li>
		<li>Use a pinça de tecido para manter o xyphoid. Corte o esterno com a tesoura de Cooley-Mayo até o coração e a artéria pulmonar são totalmente acessíveis. Use o eletrocautério para parar o sangramento. Segure que as costelas abrir com um afastador.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Identifica a artéria pulmonar. Ajuste a orientação do coração, se necessário, pela adição de gaze por baixo. Use um cateter IV de 20g para punção da artéria pulmonar entre a válvula pulmonar e a bifurcação da artéria pulmonar principal. Avançar apenas o cateter 20G na artéria e retire a agulha. Avance o cateter de pressão Transônica de Fr 1.2 no cateter IV que é a artéria pulmonar. Uma vez que a curva de PA é constante, grave a pressão pelo menos 10 s. Repita estes passos para registar a pressão no ventrículo direito.</li>
	<li>Remova o coração e os pulmões. Coloque pedaços do pulmão em formol para ser fixado em parafina e corados com hematoxilina e eosina.</li>
</ol>

<ol><li>Leopold, J., Maron, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+Mechanisms+of+Pulmonary+Vascular+Remodeling+in+Pulmonary+Arterial+Hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Molecular+Sciences%22%5BJournal%5D)">Molecular Mechanisms of Pulmonary Vascular Remodeling in Pulmonary Arterial Hypertension.</a> International Journal of Molecular Sciences. 17 (5), 761(2016).</li>
<li>Gomez-Arroyo, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+monocrotaline+model+of+pulmonary+hypertension+in+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective.</a> American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 302 (4), L363-L369 (2012).</li>
<li>van Albada, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+increased+pulmonary+blood+flow+in+pulmonary+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22European+Respiratory+Journal%22%5BJournal%5D)">The role of increased pulmonary blood flow in pulmonary arterial hypertension.</a> European Respiratory Journal. 26 (3), 487-493 (2005).</li>
<li>Dickinson, M. G., Bartelds, B., Borgdorff, M. A. J., Berger, R. M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+disturbed+blood+flow+in+the+development+of+pulmonary+arterial+hypertension%3A+lessons+from+preclinical+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">The role of disturbed blood flow in the development of pulmonary arterial hypertension: lessons from preclinical animal models.</a> American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 305 (1), L1-L14 (2013).</li>
<li>Stenmark, K. R., Meyrick, B., Galie, N., Mooi, W. J., McMurtry, I. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+pulmonary+arterial+hypertension%3A+the+hope+for+etiological+discovery+and+pharmacological+cure%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">Animal models of pulmonary arterial hypertension: the hope for etiological discovery and pharmacological cure.</a> American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 297 (6), L1013-L1032 (2009).</li>
<li>Cahill, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pathophysiological+basis+of+chronic+hypoxic+pulmonary+hypertension+in+the+mouse%3A+vasoconstrictor+and+structural+mechanisms+contribute+equally%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Physiology%22%5BJournal%5D)">The pathophysiological basis of chronic hypoxic pulmonary hypertension in the mouse: vasoconstrictor and structural mechanisms contribute equally.</a> Experimental Physiology. 97 (6), 796-806 (2012).</li>
<li>Okada, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulmonary+hemodynamics+modify+the+rat+pulmonary+artery+response+to+injury.+A+neointimal+model+of+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Pulmonary hemodynamics modify the rat pulmonary artery response to injury. A neointimal model of pulmonary hypertension.</a> American Journal of Pathology. 151 (4), 1019-1025 (1997).</li>
<li>Happé, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pneumonectomy+combined+with+SU5416+induces+severe+pulmonary+hypertension+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">Pneumonectomy combined with SU5416 induces severe pulmonary hypertension in rats.</a> American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (11), L1088-L1097 (2016).</li>
<li>Tanaka, Y., Schuster, D. P., Davis, E. C., Patterson, G. A., Botney, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+vascular+injury+and+hemodynamics+in+rat+pulmonary+artery+remodeling%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">The role of vascular injury and hemodynamics in rat pulmonary artery remodeling.</a> Journal of Clinical Investigation. 98 (2), 434-442 (1996).</li>
<li>Nishimura, T., Faul, J. L., Berry, G. J., Kao, P. N., Pearl, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+a+surgical+aortocaval+fistula+on+monocrotaline-induced+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Critical+Care+Medicine%22%5BJournal%5D)">Effect of a surgical aortocaval fistula on monocrotaline-induced pulmonary hypertension.</a> Critical Care Medicine. 31 (4), 1213-1218 (2003).</li>
<li>Linardi, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ventricular+and+pulmonary+vascular+remodeling+induced+by+pulmonary+overflow+in+a+chronic+model+of+pretricuspid+shunt%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Ventricular and pulmonary vascular remodeling induced by pulmonary overflow in a chronic model of pretricuspid shunt.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 148 (6), 2609-2617 (2014).</li>
<li>White, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plexiform-like+lesions+and+increased+tissue+factor+expression+in+a+rat+model+of+severe+pulmonary+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">Plexiform-like lesions and increased tissue factor expression in a rat model of severe pulmonary arterial hypertension.</a> American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 293 (3), L583-L590 (2007).</li>
<li>Samson, N., Paulin, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epigenetics%2C+inflammation+and+metabolism+in+right+heart+failure+associated+with+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Pulmonary+Circulation%22%5BJournal%5D)">Epigenetics, inflammation and metabolism in right heart failure associated with pulmonary hypertension.</a> Pulmonary Circulation. 7 (3), 572-587 (2017).</li>
</ol>

Os autores não têm nenhum potenciais conflitos de interesse.

Nos pulmões afetados PAH, proliferação vascular com formação neointimal e obliteração das artérias pulmonares resultar em graves alterações hemodinâmicas, insuficiência ventricular direita e precoce mortalidade7,8. As alterações às paredes do vaso aumentam a resistência ao fluxo sanguíneo, aumentando a pressão arterial e ventrículo direito. Nas fases iniciais de PAH, geralmente 3 semanas após a administração de MCT ou Sugen, ratos desenvolveram alterações histoló...

Hipertensão arterial pulmonar (HAP) é uma doença progressiva e fatal, caracterizada por um aumento no fluxo sanguíneo pulmonar, aumento da resistência vascular, inflamação e remodelação de pequenos vasos sanguíneos pulmonares1. Esta remodelação geralmente resulta em lesões vasculares que obstruam e obliterar pequenas artérias pulmonares, causando vasoconstrição e aumento de pós-carga do ventrículo direito2. Existem alguns tratamentos farmacológicos bem sucedidos de PAH; Como consequência, restos de mortalidade PAH altas. Recentemente, o foco da pesquisa sobre a Patobiológico da hipertensão pulmonar mudou-se para um mecanismo de angio-proliferação, em que o papel do fluxo sanguíneo pulmonar aumentado é considerado como um gatilho importante no desenvolvimento da pulmonar vascular remodelação de3,4.
Modelos animais de hipertensão pulmonar forneceram introspecções críticas que ajudam a explicar a fisiopatologia da doença e têm servido como uma plataforma para a droga, celular, gene e entrega de proteína. Tradicionalmente, o modelo de hipertensão pulmonar induzida pela hipóxia crônica e o modelo de lesão pulmonar MCT têm sido os principais modelos utilizados para estudar PAH fisiopatologia5. No entanto, eles não são suficientes para produzir o padrão de fluxo e neointimal de sangue pulmonar aumentada de remodelação em relação às alterações descritas em pacientes humanos. O modelo de hipóxia crônica em roedores resulta em espessamento das paredes de vasos com vasoconstrição hipóxica sem angio-obliteração dos pequenos vasos pulmonares6. Além disso, a condição de hipóxia é reversível. Assim, o modelo de hipóxia não também é suficiente para produzir grave PAH. O modelo de lesão pulmonar MCT provocar alguma disfunção endotelial mas complexas vasculares obliterative lesões encontradas em humanos com HAP primária grave não desenvolvem no2ratos. Além disso, os ratos tratados com MCT tendem a morrer de toxicidade pulmonar induzida pelo MCT, doença hepática veno-oclusiva e miocardite em vez de PAH2. Finalmente, a pneumonectomia sozinha não é suficiente para produzir lesões neointimal em pequenos vasos pulmonares em um curto período de tempo. Depois a pneumonectomia, há mínima elevação na pressão arterial pulmonar7. Em humanos, a pneumonectomia é bem tolerada quando o pulmão contralateral é saudável7.
No entanto, o procedimento de pneumonectomia esquerda combinado com MCT ou Sugen é vantajoso uma vez que imita o fluxo sanguíneo pulmonar aumentado e resulta em remodelação vascular pulmonar comparável à Hap clínica grave. A pneumonectomia é executada no pulmão esquerdo, que tem apenas 1 lobo, em vez do direito, que possui quatro lóbulos. Se o pulmão direito foi removido, o animal seria incapaz de compensar a insuficiência respiratória. No modelo de pneumonectomia-MCT, neointimal padrão de remodelação desenvolve-se em mais de 90% dos animais operados tratados7. Da mesma forma, a combinação dos resultados Sugen e pneumonectomia em HAP grave, caracterizada por lesões vasculares angio-obliterative, proliferação, apoptose e RV disfunção8. O procedimento de pneumonectomia esquerda também é vantajoso em comparação com outros procedimentos cirúrgicos para induzir PAH. Anteriormente descritos modelos em ratos para aumentar o fluxo sanguíneo pulmonar para os pulmões incluem o aorto-caval shunt ou anastomose da artéria subclávia-pulmonar. Estes modelos são extremamente complicado7,9,10,11. Para realizar uma derivação aorto-caval, abdômen do animal tem que ser aberto. O shunt é colocado na aorta abdominal, que aumenta o fluxo sanguíneo para os órgãos abdominais em vez de apenas os pulmões, assim, PAH leva muito mais tempo para desenvolver. Além disso, é difícil determinar o fluxo de sangue através do shunt, Considerando que com a pneumonectomia, o sangue flui para as restantes duplas de pulmão. A anastomose da artéria subclávia-pulmonar também tem muitas complicações. O fluxo de sangue arterial na veia pode levar a trombose da anastomose e sangramento. Como a derivação aorto-caval, é difícil determinar o fluxo de sangue através da anastomose. Além disso, é uma técnica difícil e cara que requer habilidades cirúrgicas vasculares. A pneumonectomia esquerda unilateral duplica o fluxo sanguíneo e da tensão de cisalhamento no pulmão contralateral e, em combinação com MCT ou Sugen, faz com que os resultados típicos de hemodinâmicos e histopatológicos de PAH, que é a célula endotelial dano8, 12.
A novidade deste manuscrito é apresentada no protocolo cirúrgico muito detalhado e abrangente da pneumonectomia esquerda em ratos e na discussão dos desafios técnicos e fisiológicos destes modelos. Porque este protocolo não está atualmente disponível, muitos investigadores acreditam que o modelo é muito difícil usar. Os investigadores que tenham realizado a pneumonectomia esquerda têm enfrentado alta mortalidade e taxas de morbidade associadas com a perda desnecessária de animais, comprometendo a avaliação científica. Em vez disso, muitos vai usar modelos clássicos como MCT injeção, hipóxia crônica ou apenas a pneumonectomia criar PAH. No entanto, estes modelos são muito menos eficazes do que a combinação de MCT ou Sugen com a pneumonectomia esquerda. O objetivo principal deste artigo é fornecer o protocolo cirúrgico primeiro detalhado e reproduzível para a pneumonectomia esquerda unilateral em ratos e fornecer o melhor modelo cirúrgico de PAH. Combinar este protocolo para pneumonectomia unilateral à esquerda com MCT ou SU5416 permitirá que os investigadores criar um modelo muito mais eficaz e clinicamente relevante de grave PAH para estudar a patogênese desta doença fatal.

<table><tbody><tr><td>Lâmina Cirúrgica</td><td>Bard-Parker</td><td>371215</td><td>Incisão</td></tr><tr><td>Forano (Isoflurano, USP)</td><td>Baxter</td><td>NDC 10019-360-40</td><td>anestesia</td></tr><tr><td>BD Angiocath 16 G</td><td>BD</td><td>381157</td><td>tubo de intubação, dreno torácico</td></tr><tr><td>BD 1 mL Seringa de insulina</td><td>BD</td><td>329652</td><td>administrar buprinex no pós-operatório</td></tr><tr><td>Biogel Cirurgiões Luvas Cirúrgicas</td><td>Biogel</td><td>30460-01</td><td>luvas cirúrgicas estéreis</td></tr><tr><td>Wahl BravMini+ Trimmer</td><td>Braintree Scientific</td><td>CLP-41590 P</td><td>local cirúrgico de barbear</td></tr><tr><td>SU5416</td><td>Cayman Chemical</td><td>13342</td><td>Sugen&nbsp;</td></tr><tr><td>Iluminador de fibra óptica</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-41723-02</td><td>luz para intubação</td></tr><tr><td>Surgipro II 4-0 Sutura</td><td>Covidien</td><td>VP831X</td><td>Fechamento dos músculos intercostais</td></tr><tr><td>Polysorb 5-0 Sutura</td><td>Covidien</td><td>GL-885</td><td>Fechamento da pele</td></tr><tr><td>Câmara de indução superior deslizante média</td><td>DRE Veterinary</td><td>12570</td><td>fornecimento de oxigênio e isoflurano</td></tr><tr><td>DRE Compact 150 Roedor Máquina de anestesia</td><td>DRE Veterinary</td><td>373</td><td>fornecimento de oxigênio e isoflurano</td></tr><tr><td>Kit de cauterizador de pequenos vasos</td><td>Ferramentas de ciência fina</td><td>18000-00</td><td>cauterizador para minimizar o sangramento</td></tr><tr><td>Ventilador para pequenos animais VentElite</td><td>Harvard Apparatus</td><td>55-7040</td><td>ventilador</td></tr><tr><td>MouseSTAT Jr</td><td>Kent Scientific</td><td>MSTAT-JR</td><td>oxímetro de pulso e monitor de freqüência cardíaca</td></tr><tr><td>Sensor de oxímetro de pulso de pata de rato</td><td>Kent Scientific</td><td>SPO2-MSE</td><td>oxímetro de pulso e sensor de pata de frequência cardíaca</td></tr><tr><td>PhysioSuite RightTemp</td><td>Kent Scientific</td><td>PS-02</td><td>almofada de temperatura</td></tr><tr><td>PVP Prep Solution</td><td>Medline</td><td>MDS093944</td><td>Limpeza local cirúrgico</td></tr><tr><td>Campo poli-revestido</td><td>Medline</td><td>NON21002Z</td><td>cobrir animal</td></tr> 3 <tr><td>mL seringa</td><td>Medline</td><td>SYR103010</td><td>administrar fluidos no pós-operatório</td></tr><tr><td>Kits Microcirúrgicos, Integra&nbsp;</td>Ferramentas cirúrgicas <td>Miltex</td><td>95042-540</td><td>: espéculo de arame liso, sonda de ponta dupla, McPherson-Vannas Tesoura de íris reta, tesoura de íris reta</td></tr><tr><td>Pinça hemostática - Micro-Jacobson-Mosquito</td><td>Miltex</td><td>17-2602</td><td>mosquito</td></tr><tr><td>Buprenorfrina HCl 0,3 mg/mL</td><td>Par Pharmaceutical</td><td>NDC 42023-179-01</td><td>Alívio da dor</td></tr><tr><td>Cooley-Mayo tesoura curva Pilling</td><td></td><td>352090</td><td>Tesoura grande</td></tr><tr><td>Gerald Pinça de tecido</td><td>Pilling</td><td>351900</td><td>Fórceps</td></tr><tr><td>de tecido Wangesnsteen</td><td>Pilling</td><td>342929</td><td>pinça atraumática</td></tr><tr><td>Pilling Porta-agulha vascular fina</td><td>Pilling</td><td>354962DG</td><td>porta-agulha</td></tr><tr><td>Crotaline</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C2401-1G</td><td>MCT</td></tr><tr><td>Surflash 20 G IV Cateter</td><td>Terumo</td><td>SR * FF2051</td><td>Para leitura de pressão durante a colheita de órgãos</td></tr><tr><td>ADVantage PV System com 1,2 Fr Catheter</td><td>Transonic Inc</td><td>ADV500</td><td>Registre a pressão da artéria pulmonar e do ventrículo direito</td></tr><tr><td>Médio Hemoclip</td><td>Weck</td><td>523700</td><td>vasos ligados</td></tr><tr><td>Aplicador de clipe de ligação aberta; Aplicador de</td><td>hemoclipe</td><td>Weck Horizon</td><td>237081</td> médio e curvo</tr><tr><td>Microscópio cirúrgico</td><td>Zeiss OPMI MD</td><td>1808</td><td>ampliação</td></tr></tbody></table>

a pneumonectomia esquerda combinado com monocrotaline ou sugen como modelo de hipertensão pulmonar em ratos

The Left Pneumonectomy Combined with Monocrotaline or Sugen as a Model of Pulmonary Hypertension in Rats

Neste protocolo, detalhamos os passos processuais corretos e precauções necessárias para com êxito executar uma pneumonectomia esquerda e induzir PAH em ratos com a administração adicional de monocrotaline (MCT) ou SU5416 (Sugen). Podemos também comparar esses dois modelos para outros modelos PAH comumente utilizados na investigação. Nos últimos anos, o foco dos modelos animais PAH mudou-se para estudar o mecanismo de angioproliferation de lesões plexiforme, no qual o papel do fluxo sanguíneo pulmonar aumentado é considerado como um gatilho importante no desenvolvimento da severa pulmonar remodelação vascular. Um dos mais promissores modelos de roedores de hiperfluxo pulmonar é a pneumonectomia esquerda unilateral, combinada com um hit"segundo" do MCT ou Sugen. A remoção do pulmão esquerdo leva ao fluxo sanguíneo pulmonar aumentado e turbulento e remodelação vascular. Atualmente, não há nenhum procedimento detalhado da cirurgia pneumonectomia em ratos. Este artigo detalha um protocolo passo a passo do procedimento cirúrgico pneumonectomia e cuidados pós-operatórios em ratos Sprague Dawley masculinos. Resumidamente, o animal é anestesiado e o peito é aberto. Uma vez que a artéria pulmonar esquerda, veia pulmonar e brônquio são visualizados, eles são ligados e o pulmão esquerdo é removido. Em seguida, fechado no peito e o animal recuperado. O sangue é forçado a circular apenas no pulmão direito. Este aumento da pressão vascular leva a uma remodelação progressivo e oclusão de pequenas artérias pulmonares. O segundo hit do MCT ou Sugen é usado uma semana depois da cirurgia para induzir disfunção endotelial. A combinação do aumento do fluxo sanguíneo no pulmão e disfunção endotelial produz grave PAH. A principal limitação deste procedimento é que ele requer habilidades cirúrgicas gerais.

De acordo com o sistema de classificação aceites, hipertensão pulmonar caracteriza-se por uma pressão média de artéria pulmonar (PAPm) excedeu os limites superiores da pressão normal de artéria pulmonar (i.e., 25 mm Hg). No grupo MCT + pneumonectomia, grave PAH desenvolvido por dia 21, com um aumento PAPm (Figura 1). A PAPm é calculado pela fórmula:
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A roedor pneumonectomia esquerda é uma técnica valiosa na investigação de hipertensão pulmonar. Aqui, apresentamos um protocolo para descrever o procedimento de pneumonectomia de rato e cuidados pós-operatórios para garantir mínima morbidade e mortalidade.

A pneumonectomia esquerda combinado com Monocrotaline ou Sugen como modelo de hipertensão pulmonar em ratos

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats ...

Este protocolo é significativo porque produz o melhor modelo possível para hipertensão arterial pulmonar. Nenhum outro modelo produz as lesões plexiformes encontradas em pacientes com AP. A principal vantagem é que dobramos o fluxo de sangue no pulmão direito e artéria pulmonar, causando danos endoteliais e forçando os pulmões a trabalhar duas vezes mais duro.Nosso grupo desenvolveu um modelo altamente eficiente de hipertensão arterial pulmonar para desenvolver terapêutica. Além da hipertensão arterial pulmonar, este método pode ser útil na medicina regenerativa e poderia dar uma visão de outras doenças com aumento do fluxo pulmonar, como defeitos cardíacos congênitos ou pacientes pós-pneumonectomia. Para alguém que nunca realizou essa técnica, meu conselho é seguir o protocolo exatamente e ter certeza de que o cirurgião pode ver exatamente o que está fazendo.Depois de anestesiar o rato com 4% de isoflurane, o animal é entubado usando uma luz de ganso de fibra óptica para iluminar a traqueia. Insira um cateter de calibre 16 na laringe e use um espelho frio para observar a condensação da umidade na respiração expirada do cateter para confirmar a intubação. Conecte o rato ao ventilador e coloque o rato sob o microscópio na posição de decúbito direito em uma almofada de aquecimento Celsius de 37 graus.Segure os membros dianteiros com fita adesiva e use cortadores para raspar o tórax esquerdo por trás da perna dianteira até o final da caixa torácica. Limpe a pele exposta com três soluçãos sequenciais de iodo povidone de 10% e lenços de 70% de etanol, e coloque um oxímetro de pulso no pé do rato para monitorar a frequência cardíaca e a saturação de oxigênio durante toda a cirurgia. Agora, ajuste o microscópio e leve a visão cirúrgica em foco.Em seguida, coloque uma cortina estéril sobre o corpo do rato e a bandeja de instrumentos para criar um ambiente estéril. E, finalmente, coloque instrumentos estéreis na bandeja de instrumentos estéreis. Para realizar uma pneumonectomia esquerda, use tesoura Cooley-Mayo e fórceps de tecido Gerald para cortar um buraco de dois a três centímetros na cortina cirúrgica, e use uma lâmina cirúrgica para fazer uma incisão lateral de dois centímetros de comprimento no tórax esquerdo.Use a tesoura Cooley-Mayo para cortar cada camada de tecido até que as costelas e músculos intercostais sejam expostos. Use um mosquito para fazer um buraco através do músculo do terceiro espaço intercostal. Usando uma sonda de duas pontas, mova o pulmão para visualizar a artéria pulmonar, e use a tesoura McPherson-Vannas Iris para abrir os músculos intercostais a uma largura de cerca de um a dois centímetros.Coloque um pequeno retrátil auto-retentor na pleura esquerda para manter as costelas e músculos abertos, e mova o pulmão esquerdo mais baixo no abdômen para permitir o acesso à artéria pulmonar e ao brônquio. Para ligadura do brônquio principal esquerdo e artéria pulmonar, primeiro, carregue um Hemoclip médio em um aplicador de clipe ligante e use as fórceps atraumáticas Wangensteen para levantar cuidadosamente a porção superior do pulmão esquerdo para expor a artéria pulmonar. Feche o clipe e o aplicador ao redor da artéria, tomando cuidado para não fechar ou romper a veia azygos esquerda.E abra ainda mais a incisão usando a amígdala para separar as fibras musculares. Depois de carregar outro Hemoclip médio no aplicador do clipe ligante, use as fórceps atraumáticas e fórceps de tecido padrão para levantar a porção inferior do pulmão para fora da incisão até que o brônquio principal esquerdo e a veia pulmonar esquerda sejam visualizados. Ligar cuidadosamente o brônquio principal esquerdo e a veia pulmonar junto com o segundo Hemoclip, e use uma tesoura para remover o pulmão sem cortar ou rasgar o clipe.Em seguida, use um pequeno pedaço de gaze estéril para absorver qualquer sangue e conter qualquer sangramento. Use o suporte de agulha e uma sutura de prolene 4-0 para fechar as costelas e músculos intercostais. Antes de fechar os músculos intercostais, insira um cateter de 16 bitolas na cavidade torácica longe da incisão cirúrgica e no sétimo espaço intercostal, e remova imediatamente a agulha, deixando o cateter no lugar.Coloque uma sutura de 5-0 na pele e ao redor do tubo torácico para que, quando o tubo torácico for removido, o orifício seja amarrado e amarre as suturas para fechar as costelas. Feche a pele e o espaço subcutâneo com uma sutura 5-0 em execução, e use uma seringa de três mililitros para evacuar o ar da cavidade pleural através do cateter para restaurar a pressão negativa normal no tórax. Use um suporte de agulha para fixar imediatamente o cateter para evitar que o ar volte para a cavidade torácica.Retire o cateter e amarre a sutura para fechar o orifício. No grupo pneumonectomia e monocrotalina, a hipertensão pulmonar grave desenvolve-se até o dia 21, como evidenciado por um aumento na pressão média da artéria pulmonar em comparação com o controle de animais falsos não tratados. No grupo pneumonectomia mais Sugen, a pressão média da artéria pulmonar é três vezes maior do que no grupo controle.A pressão sistólica ventricular direita também é muito maior tanto nos animais tratados com monocrotalina quanto em Sugen, em comparação com o grupo controle. Em hematoxilina e eosina manchadas seções normais de tecido pulmonar de ratos, espaços entre os alvéolos e as estruturas alveolares são aparentes, e os vasos são claros e de espessura normal. No pulmão da hipertensão arterial pulmonar, há evidência de remodelação, espessamento das paredes do vaso, constrição grave dos vasos e inflamação e arterite pulmonar focal.O animal tem que compensar a perda de um pulmão, por isso é importante ser paciente durante o período de recuperação. Monitore os sinais vitais e dê oxigênio adicional ou volume pulmonar conforme necessário. Sugen cria apoptose endielial que é sinal clínico relevante de hipertensão arterial pulmonar.O modelo de pneumonectomia esquerda em roedores abriu caminho para os cientistas estudarem anormalidades de fluxo e desenvolverem novos tratamentos para hipertensão arterial pulmonar. Devido ao uso de isoflurane, Sugen e/ou MCT neste modelo, os equipamentos de proteção individual devem ser usados o tempo todo.

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A hipertensão arterial pulmonar (HAP) é uma doença das arteríolas pulmonares que leva à sua obliteração e ao desenvolvimento de insuficiência ventricular direita. Modelos de HAP em roedores são essenciais para a compreensão da fisiopatologia da HAP. Aqui demonstramos a caracterização hemodinâmica, com cateterismo cardíaco direito e ecocardiografia, em camundongos e ratos.

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Aqui, apresentamos um protocolo para um ex vivo pulmão câncer modelo que imita as etapas de progressão do tumor e ajuda a isolar um tumor primário, circulam células tumorais e lesões metastáticas.

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Estenose atrial esquerdo (LAS) é uma nova técnica cirúrgica para estudar os mecanismos subjacentes arterialization venoso pulmonar e hipertensão pulmonar do grupo 2 (PH). Aqui, apresentamos um protocolo para contrair o átrio esquerdo usando um clipe de titânio para causar arterialization venoso pulmonar e moderar o PH em um rato.

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Aqui, apresentamos otimizações para um modelo de transplante de pulmão de rato que servem para melhorar os resultados. Fornecemos um guia de tamanho para manguitos com base no peso corporal, uma estratégia de medida para determinar o4º espaço intercostal, métodos de fechamento de feridas e coleta de líquido e tecido de LBA (lavado broncoalveolar).

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A insuficiência cardíaca direita (ICD) é caracterizada por dilatação e hipertrofia cardíaca do lado direito, levando a disfunção ventricular e atrial. As condições cardiopulmonares associadas à ICD são acompanhadas por um risco aumentado de arritmias cardíacas. Este artigo descreve um modelo padronizado de FTE induzida por bandagem da artéria pulmonar associada a arritmogênese ventricular e atrial aumentada.

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Aqui, é introduzido o método de indução de hipertensão arterial pulmonar associada à fibrose pulmonar (FP-HP) modelo de rato por meio da injeção de bleomicina nas vias aéreas. Também fornecemos uma abordagem passo a passo para validar esse modelo animal.

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Aprenda a realizar pneumonectomia esquerda combinada com Monocrotaline ou Sugen em ratos para modelar hipertensão pulmonar arterial. Este método reproduz lesões plexiformes observadas em pacientes humanos.

A pneumonectomia esquerda combinado com Monocrotaline ou Sugen como modelo de hipertensão pulmonar em ratos

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