Name: Um modelo confiável e reprodutível tamanho crítico segmentar defeito Femoral em ratos estabilizada com um fixador externo personalizado (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-03-24T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 20 s
Description: Aprenda a criar defeitos femorais segmentados em ratos com fixador externo personalizado para pesquisa ortopédica. Este protocolo reprodutível avalia mecanismos de cicatrização óssea e terapias regenerativas de forma acessível.

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Este trabalho foi apoiado por uma concessão de equipamentos de NIH 1S10OD023676-01 com suporte adicional, fornecida através de departamentos de Ortopedia e reabilitação da Universidade de Wisconsin e da faculdade de medicina e saúde pública. Queremos reconhecer o UW Carbone Cancer Center suporte Grant P30 CA014520 e uso de seu pequeno Animal Imaging Facility, bem como NIH Grant de formação 5T35OD011078-08 para suporte de H. Martin. Agradecemos também Michael e Mary Sue Shannon pelo apoio da parceria regeneração músculo-esqueléticas.

Os ratos utilizados neste estudo receberam cuidados diários, em conformidade com as diretrizes de AVMA sobre a eutanásia dos animais: 2013 edição16. O Comité de uso na Universidade de Wisconsin-Madison e institucional Cuidado Animal avaliaram e aprovaram este protocolo experimental antes do início do projeto.
1. os animais
<ol><li>Use os outbreds ratos machos Sprague-Dawley pesando aproximadamente 350 g.</li>
</ol>2. preparação de Bone Morphogenetic proteína-2 (rhBMP-2) embebido esponja andaimes
Nota: A preparação do andaime deve ocorrer apenas antes da implantação no fêmur (ver passo 6.14).
<ol><li>Siga as instruções do fabricante para o uso de um kit de enxerto de osso de rhBMP-2 estabelecida contendo uma esponja de colagénio, liofilizado de rhBMP-2 e água estéril para reconstituição17. Manter a esterilidade, reconstitua o rhBMP-2 com água estéril para uma concentração de 1,5 mg/mL.</li>
	<li>Usando uma tesoura esterilizada e uma régua estéril, apare a esponja de colagénio encharcado de rhBMP-2 para remodelar para caber uma 5 x 3 mm x defeito de 3 mm.</li>
	<li>Usando uma seringa, distribua a solução de rhBMP-2 uniformemente sobre a esponja de colágeno que é absorvida.</li>
</ol>3. preparação do dispositivo de fixação externa personalizada
Nota: Ver figura 1A , para obter uma lista mais completa de dimensões.
<ol><li>Cortar alumínio estoque folha (tipo 6061, 0,088" espessura) de duas peças (1,4" x 6") usando um quebra-cabeças ou outra ferramenta apropriada.</li>
	<li>Montar uma peça na máquina de trituração e, usando um 1/8" 90°-ponto carboneto broca moinho, corte quatro ranhuras de «V» (0,035" profunda) longitudinalmente. Deixe a outra parte livre de cortes.</li>
	<li>Cortar chapas individuais de 0,3" largura de duas peças (figura 1B). Medir e fazer furos de parafuso de rosca 4-40. Toque em placa com ranhuras 'V' com o segmento de 4-40. Perfure a placa sem ranhuras para um treino de corpo #4 parafuso.</li>
	<li>Areia de ambas as partes para arredondar cantos e reduzir o peso (Figura 1).</li>
	<li>Dane-se peças, juntamente com 4-40, de 18-8 botão cabeça tampa parafusos de aço inoxidável (0,25") para que os sulcos estão alinhados contra a placa simples (Figura 1)</li>
</ol>4. analgesia e procedimento anestésico
<ol><li>Induzi anestesia, colocando o rato na câmara de indução entregando L 4 O2/min com 4% de isoflurano. Atenção: Pessoal de pesquisa deve evitar a inalação de gás anestésico e manter capa adequada e ventilação no laboratório.</li>
	<li>Remover o rato da câmara depois do rato perde braço endireitante reflex, anexar um cone de nariz e coloque a dose de manutenção da anestesia através do nariz (taxa de entrega de2 O para 2-3 L/min e 0,8% de isoflurano).</li>
	<li>Coloque o rato sobre a almofada de aquecimento ou sob a luz de aquecimento para evitar a hipotermia.</li>
	<li>Confirme a profundidade adequada de anestesia por beliscar o dedo do pé ou teste do reflexo palpebral.</li>
	<li>Aplica lubrificação aos olhos para impedir a secagem da córnea.</li>
	<li>Entrega uma injeção subcutânea de liberação prolongada buprenorfina (1 mg/kg) no porta-malas/dorso do rato, longe do sítio cirúrgico, para proporcionar analgesia por até 3 dias após a cirurgia.</li>
</ol>5. asséptica preparação e inibidores de antibióticos
<ol><li>Raspe a área em torno do hindleg usando a 13th costela, o pé, da linha mediana dorsal e a linha média ventral como as margens.</li>
	<li>Área de matagal raspada usando gaze estéril de 2 x 2 embebido com 10% de iodo-povidona seguido por 70% EtOH (4 vezes cada, alternando).</li>
	<li>Administre uma injeção intramuscular de cefazolina (20 mg/kg) no quadríceps operativa.</li>
	<li>Administre enrofloxacina (0,25 mg/ml) em água potável por 7 dias no pós-operatório para protecção antibiótica contínua.</li>
	<li>Coloque ratos sobre alimentos com medicamentos (por exemplo, Uniprim) para a duração do estudo para evitar infecções do tracto de pino.</li>
	<li>Aplique pomada antibiótica dupla para a interface pele-pin uma vez diariamente por 3 dias no pós-operatório. Nota: Evitar qualquer pino de fixação externa ou grampear afrouxamento que pode contribuir para o desenvolvimento de uma infecção.</li>
</ol>6. ato cirúrgico
Nota: Certifique-se uma concertada ao esforço para manter um campo esterilizado e o espaço de trabalho e siga a técnica estéril durante a totalidade do caso.
<ol><li>Estenda a perna depilada através de drape fenestrado, claro pegajoso e capa cirúrgica banco em toalhas estéreis para criar um campo estéril.</li>
	<li>Palpar o fêmur e use uma lâmina de 15 # para criar uma incisão ântero-lateral, através da pele, estendendo-se desde a patela para o grande trocanter no fêmur proximal.</li>
	<li>Incise cuidadosamente a fáscia da perna lateral ao longo do septo intermuscular para separar o músculo vasto lateral do quadríceps anteriormente os isquiotibiais posteriormente até o fêmur lateral é exposto. Preserve a inserção do tendão glúteo abdutor sobre o grande trocanter.</li>
	<li>Executar uma dissecção cuidadosa, de tecidos moles circunferencial de atraumática e expor o fêmur no seu meio da diáfise começando na superfície lateral. Para fazer isso, use uma lâmina #15 suavemente, cortar o músculo longe do osso subjacente, mantendo a lâmina paralela contra o contorno da superfície óssea. Use um elevador periosteal para levantar o músculo longe do osso exposto como ele é dissecado e proceder ao redor da diáfise femoral até 7-10 mm da diáfise central foi libertado de tecidos moles, por todos os lados para se preparar para ostectomy. Nota: Evite lesões o vasculonervoso femoral medial.</li>
	<li>Insira quatro fios de Kirschner (k) de 1.0 mm: 2 proximal e distal no fêmur perpendicular ao fêmur lateral, 2 dirigido em linha reta lateral para medial. Certifique-se de todos os pinos se envolver ambos os córtices (bicorticais) para estabilidade adequada (Figura 2A).</li>
	<li>Comece com o pino mais distal, apenas ao nível do epicôndilo lateral. Gabarito de lugar liberar para o fêmur distal lateral e introduza um fio de Kirschner 1,0 ponta roscada.</li>
	<li>Mantém a posição do gabarito no osso, identifica onde o pino mais proximal entrará o osso baseado os furos do gabarito. Uma vez que a posição é determinada, cuidadosamente incise paralelo às fibras do tendão glúteo conforme necessário para criar um pequeno espaço no tecido para o pino proximal a passagem, minimizando assim danos iatrogênicos ao tendão. Perfure um 1,0 mm não roscados fio de Kirschner esta lacuna, novamente, garantindo que o pino de encaixe ambos os córtices (Figura 2B).</li>
	<li>Manter a posição do gabarito em contacto com o osso e perfurar dois 1.0 mm roscada fios de Kirschner, um de cada lado do local do defeito do futuro. Certifique-se de pinos envolver ambos os córtices (Figura 2).</li>
	<li>Coloque o fixador externo bar nível 1 cm acima da pele e aparafuse firmemente, a barra de bloqueio. Clip os comprimentos de pino em excesso (Figura 2D).</li>
	<li>Prepare-se para o ostectomy (criação de defeito) colocando um afastador pequeno, curvado em torno do fêmur anterior e posterior para proteger os tecidos moles circundantes, músculo e feixe vasculonervoso. Utilizando uma oscilação sagital ~ 5 mm da lâmina da Serra, muito cautelosamente, criar um defeito segmentar 5mm através do meio da diáfise. Aplica uma luz, uma pressão uniforme com a serra para evitar desnecessária da fratura (Figura 2E).</li>
	<li>Aplica pequenas quantidades de irrigação (temperatura 0,9% solução salina normal estéril (NS)) conforme a necessidade, ao criar o defeito para evitar necrose térmica do osso.</li>
	<li>Lave a ferida com 10 mL de NS depois de criar o defeito.</li>
	<li>Administre 0,1 mL de bupivacaína a 0,25% com epinefrina (1: 200, 000) a ferida como um analgésico e um vasoconstritor.</li>
	<li>Inserir o andaime (5 x 3 x 3 mm) de esponja de colágeno ou de rhBMP-2 embebido esponja (da etapa 2) para o defeito. Cada andaime deve ser dimensionada adequadamente para abranger o comprimento e volume do defeito, ajudando a esponja fica em posição. Nota: neste ponto, complexos mRNA podem ser preparados e injetados conforme descrito nas etapas abaixo de 7,1-7,3 se realizando imagens de bioluminescência.</li>
	<li>Feche o avião muscular usando o padrão interrompido simples com uma sutura absorvível de 4-0. Fechar a camada de pele usando um padrão de execução subcuticular com sutura de 4-0 e cola para fechar as lacunas ao redor dos pinos protuberantes de pele.</li>
	<li>Retire o cone de nariz, permanecendo na rampa de aquecimento, o rato e monitorar continuamente até que o rato é capaz de manter sempre uma postura ereta. Neste ponto, coloque em uma gaiola limpa para se recuperar.</li>
</ol>7. preparação de mRNA complexado e imagens de bioluminescência
Nota: Transfection com complexos mRNA deve ser realizada durante a cirurgia 1 dia antes da imagem latente de luminescência. Use técnicas estéreis ao manusear o mRNA.
<ol><li>Mix 10 µ l de mRNA codificação para Gaussia luciferase (estoque concentração de 1 µ g / µ l) com 30 µ l do agente transfecting lipídico.</li>
	<li>Permitem os complexos mRNA-lipídios para formar incubando pelo menos 5 min à temperatura ambiente. O agente transfecting lipídico irá condensar as moléculas de mRNA, estabilizando-os e melhorando a eficiência do transfection. Nota: Se os complexos não são usados imediatamente, armazená-los no gelo por um período máximo de 1 h.</li>
	<li>Utilizando uma pipeta de µ l 20 equipados com pontas filtradas, injete metade do volume de complexos mRNA para as extremidades distais e proximais do defeito, respectivamente.</li>
	<li>No dia seguinte, 3 min antes de imagem, anestesia o rato utilizando isoflurano inalado como descrito anteriormente no passo 4.1.</li>
	<li>Posicione o rato em um na vivo de imagem câmara equipada com um cone de nariz entregando manutenção isoflurano (isoflurano 0,8%, taxa de entrega O2 de 2-3 L/min).</li>
	<li>Injete coelenterazine resuspended em soro fisiológico na dose de 4 mg/kg de peso corporal na proximidade do defeito.</li>
	<li>Adquirir imagens de bioluminescência com o na vivo de imagem de sistema (IVIS) de acordo com instruções18 as indicações do fabricante.</li>
</ol>8. protocolo de imagem
<ol><li>Depois de calibrar a máquina radiográfica simples, um sistema de raio x19, anestesiamos rato utilizando isoflurano inalado como descrito anteriormente (ver passo 4.1) e posicione o rato em um cone de nariz com isoflurano inalado (0,8% de isoflurano, O2 taxa de entrega de 2-3 L/min) para uma radiografia do fêmur ântero-posterior (AP).<ol>
<li>Enquanto o rato está em prostração esternal, avançar o cirúrgico membro posterior para frente, flexão no quadril e sufocar a articulação. Flexione a articulação de asfixiar a aproximadamente 90°. Fita do lado de plantar pata no chão, perto da parede do corpo. Posição da tíbia para a frente do fémur para eliminar a possibilidade de sobrepor os ossos. Para fornecer ligeira abdução do quadril, coloque uma esponja translúcida (cerca de 15 mm de espessura) na região da virilha. Em seguida, obter uma imagem (crânio-caudal) ântero-posterior do fêmur.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Repita essa visão radiográfica do fêmur AP imediatamente após a cirurgia, semanas 4 e 12 semanas. Use fita e gaze para posicionar adequadamente a extremidade do animal para imagem consistente e de qualidade.</li>
	<li>Retire o cone de nariz o rato e monitorar continuamente até que o rato é capaz de manter sempre uma postura ereta. Em seguida, coloque de volta para a jaula.</li>
</ol>9. histológico procedimento
<ol><li>Eutanásia em ratos em uma câmara com inalado CO2 de acordo com padrões éticos de AVMA16.</li>
	<li>Após eutanásia, raspar o membro posterior, remover a pele da extremidade operativa e desarticular o fêmur no quadril. Retire todo tecido mole do fémur operativo (incluindo todos os músculos, tendões e ligamentos). Deixe apenas uma fina camada de músculo em torno do local do defeito para proteger danos inadvertidos durante a dissecção da região de cura.</li>
	<li>Coloque o fêmur em 10% neutro tamponado formalina em temperatura ambiente por 3-4 dias para permitir a fixação. Manter um formol de 15:1 a relação entre o volume de tecido. Altere a solução, uma vez que o processo de fixação no meio.</li>
	<li>Descalcificar o fêmur em uma solução de pH 6,5 15% ácido etilenodiaminotetracético ácido (EDTA) por 3-4 semanas. Colete seriais radiografias para determinar o ponto de extremidade de descalcificação.</li>
	<li>Bissetriz do fêmur longitudinalmente com um corte de anterior posterior no plano sagital médio. Submeta o tecido para incorporação de parafina padrão e hematoxilina e eosina (H & E) coloração.</li>
	<li>Envie H & E slides para uma patologista para avaliação histológica.</li>
</ol>

<ol><li>Filipowska, J., Tomaszewski, K. A., Niedźwiedzki, Ł, Walocha, J. A., Niedźwiedzki, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+vasculature+in+bone+development%2C+regeneration+and+proper+systemic+functioning%5BTitle%5D)+AND+%22Angiogenesis%22%5BJournal%5D)">The role of vasculature in bone development, regeneration and proper systemic functioning.</a> Angiogenesis. 20 (3), 291-302 (2017).</li>
<li>Charalambous, C. P., Akimau, P., Wilkes, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hybrid+monolateral-ring+fixator+for+bone+transport+in+post-traumatic+femoral+segmental+defect%3A+A+technical+note%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Orthopaedic+and+Trauma+Surgery%22%5BJournal%5D)">Hybrid monolateral-ring fixator for bone transport in post-traumatic femoral segmental defect: A technical note.</a> Archives of Orthopaedic and Trauma Surgery. 129 (2), 225-226 (2009).</li>
<li>Xing, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+of+a+bilateral+femoral+large+segmental+bone+defect+mouse+model+potentially+applicable+to+basic+research+in+bone+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">Establishment of a bilateral femoral large segmental bone defect mouse model potentially applicable to basic research in bone tissue engineering.</a> The Journal of Surgical Research. 192 (2), 454-463 (2014).</li>
<li>Chadayammuri, V., Hake, M., Mauffrey, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Innovative+strategies+for+the+management+of+long+bone+infection%3A+A+review+of+the+Masquelet+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Patient+Safety+in+Surgery%22%5BJournal%5D)">Innovative strategies for the management of long bone infection: A review of the Masquelet technique.</a> Patient Safety in Surgery. 9 (32), (2015).</li>
<li>Koettstorfer, J., Hofbauer, M., Wozasek, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Successful+limb+salvage+using+the+two-staged+technique+with+internal+fixation+after+osteodistraction+in+an+effort+to+treat+large+segmental+bone+defects+in+the+lower+extremity%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Orthopaedic+and+Trauma+Surgery%22%5BJournal%5D)">Successful limb salvage using the two-staged technique with internal fixation after osteodistraction in an effort to treat large segmental bone defects in the lower extremity.</a> Archives of Orthopaedic and Trauma Surgery. 132 (19), 1399-1405 (2012).</li>
<li>Fragomen, A. T., Rozbruch, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+mechanics+of+external+fixation%5BTitle%5D)+AND+%22The+Musculoskeletal+Journal+of+Hospital+for+Special+Surgery%22%5BJournal%5D)">The mechanics of external fixation.</a> The Musculoskeletal Journal of Hospital for Special Surgery. 3 (1), 13-29 (2007).</li>
<li>O’Toole, R. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+prospective+randomized+trial+to+assess+fixation+strategies+for+severe+open+tibia+fractures%3A+Modern+ring+external+fixators+versus+internal+fixation+%28FIXIT+Study%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Trauma%22%5BJournal%5D)">A prospective randomized trial to assess fixation strategies for severe open tibia fractures: Modern ring external fixators versus internal fixation (FIXIT Study).</a> Journal of Orthopaedic Trauma. 31, S10-S17 (2017).</li>
<li>Fürmetz, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+transport+for+limb+reconstruction+following+severe+tibial+fractures%5BTitle%5D)+AND+%22Orthopedic+Reviews%22%5BJournal%5D)">Bone transport for limb reconstruction following severe tibial fractures.</a> Orthopedic Reviews. 8 (1), 6384(2016).</li>
<li>Dohin, B., Kohler, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Masquelet%E2%80%99s+procedure+and+bone+morphogenetic+protein+in+congenital+pseudarthrosis+of+the+tibia+in+children%3A+A+case+series+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Children%27s+Orthopaedics%22%5BJournal%5D)">Masquelet’s procedure and bone morphogenetic protein in congenital pseudarthrosis of the tibia in children: A case series and meta-analysis.</a> Journal of Children's Orthopaedics. 6 (4), 297-306 (2012).</li>
<li>Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fracture+healing%3A+Mechanisms+and+interventions%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Rheumatology%22%5BJournal%5D)">Fracture healing: Mechanisms and interventions.</a> Nature Reviews Rheumatology. 11, 45-54 (2015).</li>
<li>Pascher, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+delivery+to+cartilage+defects+using+coagulated+bone+marrow+aspirate%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Therapy%22%5BJournal%5D)">Gene delivery to cartilage defects using coagulated bone marrow aspirate.</a> Gene Therapy. 11 (2), 133-141 (2004).</li>
<li>Glatt, V., Matthys, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adjustable+stiffness%2C+external+fixator+for+the+rat+femur+osteotomy+and+segmental+bone+defect+models%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Adjustable stiffness, external fixator for the rat femur osteotomy and segmental bone defect models.</a> Journal of Visualized Experiments. (92), (2014).</li>
<li>Betz, O. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+percutaneous+gene+delivery+to+enhance+healing+of+segmental+bone+defects%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Bone+and+Joint+Surgery%22%5BJournal%5D)">Direct percutaneous gene delivery to enhance healing of segmental bone defects.</a> The Journal of Bone and Joint Surgery. 88 (2), 355-365 (2006).</li>
<li>Fang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stimulation+of+new+bone+formation+by+direct+transfer+of+osteogenic+plasmid+genes%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Stimulation of new bone formation by direct transfer of osteogenic plasmid genes.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (12), 5753-5758 (1996).</li>
<li>Kaspar, K., Schell, H., Toben, D., Matziolis, G., Bail, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+easily+reproducible+and+biomechanically+standardized+model+to+investigate+bone+healing+in+rats%2C+using+external+fixation%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedizinische+Technik%22%5BJournal%5D)">An easily reproducible and biomechanically standardized model to investigate bone healing in rats, using external fixation.</a> Biomedizinische Technik. 52 (6), Berlin. 383-390 (2007).</li>
<li>Leary, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((AVMA+guidelines+for+the+euthanasia+of+animals%3A+2013+edition%5BTitle%5D)+AND+%22American+Veterinary+Medical+Association%22%5BJournal%5D)">AVMA guidelines for the euthanasia of animals: 2013 edition.</a> American Veterinary Medical Association. , (2013).</li>
<li>McKay, W. F., Peckham, S. M., Badura, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comprehensive+clinical+review+of+recombinant+human+bone+morphogenetic+protein-2+%28INFUSE+Bone+Graft%29%5BTitle%5D)+AND+%22International+Orthopaedics%22%5BJournal%5D)">A comprehensive clinical review of recombinant human bone morphogenetic protein-2 (INFUSE Bone Graft).</a> International Orthopaedics. 31 (6), 729-734 (2007).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Living+lmage+Software%22">Living lmage Software</a>. , Perkin Elmer. (2006).</li>
<li>Bassett, J. H. D., Van Der Spek, A., Gogakos, A., Williams, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+X-ray+imaging+of+rodent+bone+by+faxitron%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Quantitative X-ray imaging of rodent bone by faxitron.</a> Methods in Molecular Biology. , 499-506 (2012).</li>
<li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+bone+healing+models%3A+Standards%2C+tips%2C+and+pitfalls+results+of+a+consensus+meeting%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Small animal bone healing models: Standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting.</a> Bone. 49 (4), 591-599 (2011).</li>
<li>Lieberman, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+regional+gene+therapy+with+bone+morphogenetic+protein-2-producing+bone-marrow+cells+on+the+repair+of+segmental+femoral+defects+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Bone+and+Joint+Surgery%22%5BJournal%5D)">The effect of regional gene therapy with bone morphogenetic protein-2-producing bone-marrow cells on the repair of segmental femoral defects in rats.</a> The Journal of Bone and Joint Surgery. 81 (7), 905-917 (1999).</li>
<li>Tsuchida, H., Hashimoto, J., Crawford, E., Manske, P., Lou, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineered+allogeneic+mesenchymal+stem+cells+repair+femoral+segmental+defect+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Research%22%5BJournal%5D)">Engineered allogeneic mesenchymal stem cells repair femoral segmental defect in rats.</a> Journal of Orthopaedic Research. 21 (1), 44-53 (2003).</li>
<li>Jiang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+standardized+massive+bone+defect+model+in+rats+employing+an+internal+eight-hole+stainless+steel+plate+for+bone+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Tissue+Engineering+and+Regenerative+Medicine%22%5BJournal%5D)">Novel standardized massive bone defect model in rats employing an internal eight-hole stainless steel plate for bone tissue engineering.</a> Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 12 (4), 2162-2171 (2018).</li>
<li>Baltzer, A. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+enhancement+of+fracture+repair%3A+Healing+of+an+experimental+segmental+defect+by+adenoviral+transfer+of+the+BMP-2+gene%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Therapy%22%5BJournal%5D)">Genetic enhancement of fracture repair: Healing of an experimental segmental defect by adenoviral transfer of the BMP-2 gene.</a> Gene Therapy. 7 (9), 734-739 (2000).</li>
<li>Li, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+defect+animal+models+for+testing+efficacy+of+bone+substitute+biomaterials%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Translation%22%5BJournal%5D)">Bone defect animal models for testing efficacy of bone substitute biomaterials.</a> Journal of Orthopaedic Translation. 3 (3), 95-104 (2015).</li>
</ol>

Os autores declaram não concorrentes interesses financeiros ou benefícios. Não houve nenhum benefício recebido diretamente ou indiretamente pelos autores do presente artigo.

Pequenos animais modelos de lesões ortopédicas, como fraturas ósseas completa habilitar pesquisa que explora os mecanismos de osteogênese e avaliar o potencial terapêutico de biomateriais20. Este estudo apresenta um rato defeito segmentar modelo estabilizado por um fixador externo personalizado que uma equipe do laboratório e a engenharia biomédica pode prontamente se reproduzem para novos estudos de reparação de osso de osteossíntese de carga.
Estudos anteriores usando...

Cirurgia de trauma ortopédico centra-se no tratamento de uma ampla gama de fraturas complexas. Crítica óssea segmentar diafisária defeitos provaram-se difíceis de tratar clinicamente devido a diminuição da capacidade regenerativa da musculatura circundante e periósteo, bem como a falha de localizadas angiogênese1. Técnicas modernas de tratamento incluem fixação operativa com enxerto ósseo, atrasou o enxerto ósseo (Masquelet), transporte ósseo, fusão ou amputação2,3,4. Na maioria dos pacientes que têm a função ambulatorial preservada após o trauma, com bom funcionamento Membros distais, salvamento de membro é claramente a melhor opção de tratamento5. Estes tratamentos de salvamento muitas vezes exigem intervenções cirúrgicas encenadas um longo tempo de tratamento. Alguns autores têm sugerido que a fixação externa é superior em comparação com a área de superfície de fixação interna para estas aplicações devido aos danos do tecido diminuição durante o implante, diminuiu implantada e ajustabilidade pós-operatório aumentada de o fixador de6. No entanto, um prospectivo randomizado controlado está em andamento para ajudar a esclarecer esta controvérsia de interno versus fixação externa em graves fraturas expostas da tíbia7. Infelizmente, com qualquer tratamento selecionado, significativas taxas de complicação e falha persistirem8,9. Com qualquer método de tratamento, no que diz respeito a perda óssea segmentar, o cirurgião deve lidar com defeitos segmentares de diafisárias que apresentam desafios significativos. Correções de defeitos segmentares devem maximizar a estabilização óssea e simultaneamente reforçar o processo osteogênico10,11.
Devido a importância clínica e, no entanto, o menor volume de defeitos segmentares diafisárias tamanho crítico, um modelo animal eficaz, pode ser reproduzido é necessário para permitir que equipes de pesquisa para o avanço de técnicas de tratamento e, finalmente, melhorar os resultados clínicos. Os pesquisadores precisam estudar na vivo fisiológica mecanismos cura em um modelo animal mamífero. Embora tais modelos de fixação externa já existem12,13,14,15, esperamos fornecer um método mais confiável para não-uniões nos animais não tratados, diminuição de custos através da escolha de materiais acessíveis de fixador e contorno um protocolo cirúrgico simples, de fácil aplicação para estudos futuros. O objetivo principal do presente protocolo é estabelecer um modelo confiável e reprodutível de um defeito crítico diafisário em ratos. O procedimento foi avaliado pela estabilização e consolidação óssea em fêmures de ratos durante 12 semanas. Os objetivos secundários incluídos: fazendo um modelo acessível como um custo eficaz possível, simplificar a abordagem cirúrgica e a estabilização e assegurar a ética cuidar dos animais. Os autores e a equipe de pesquisa conduziram experimentos preliminares com uma gama de diferentes biomateriais e potenciais terapias regenerativas para melhorar a cicatrização nesse defeito segmentar.

<table><tbody><tr><td>0,9% Solução salina estéril</td><td>Baxter</td><td>2F7124</td><td>Usado para irrigar feridas e reidratação</td></tr><tr><td>10% Iodo/Povidona</td><td>Carefusion</td><td>1215016</td><td>Usado para preparar a pele</td></tr><tr><td>10% Formalina tamponada neutra</td><td>VWR</td><td>89370094</td><td>Usado como fixador</td></tr><tr><td>Fio kirschner não rosqueado de 1mm</td><td>DePuy Synthes</td><td>VW1003.15</td><td>Esterilizado, usado para o pino</td></tr> <tr><td>mais proximalFio kirschner rosqueado de 1mm</td><td>DePuy Synthes</td><td>VW1005.15</td><td>Esterilizado, usado para os 3 slots de pinos mais distais</td></tr><tr><td>Gaze 2x2</td><td>Covidien</td><td>4006130</td><td>Esterilizado, usado para preparar a pele e absorver sangue</td></tr><tr><td>4-0 Vicryl Suture</td><td>Ethicon</td><td>4015304</td><td>Usado para fechar camadas musculares e de pele</td></tr><tr><td>4-40 x 0,25",18-8 parafusos de cabeça de botão de aço inoxidável</td><td>Fixador externo genérico</td><td></td><td> montagem</td></tr><tr><td>4200 Driver sem fio</td><td>Stryker</td><td>OR-S-4200</td><td>Usado para perfurar fios kirschner</td></tr><tr><td>4x4 gaze</td><td>Covidien</td><td>1219158</td><td>Esterilizado, usado para absorver sangue</td></tr><tr><td>70% Etanol</td><td></td><td></td><td>Usado para preparar a pele</td></tr><tr><td>Baytril</td><td>Bayer Healthcare LLC, Divisão de saúde animal</td><td>312.10010.3</td><td>Adicionado à água como antibiótico</td></tr><tr><td>Cefazolin</td><td>Hikma Produtos farmacêuticos</td><td>8917156</td><td>Antibiótico pré-operatório</td></tr><tr><td>CleanCap Gaussia Luciferase mRNA (5moU)</td><td>TriLink Biotechnologies</td><td>L-7205</td><td>Codificação de mRNA modificada para Gaussia Luciferase, manter no gelo durante o uso</td></tr><tr><td>Tecnologia NanoLight</td><td>nativa de celenterazina</td><td>303</td><td>Substrato para Guassia Luciferase, usado para avaliar a atividade da luciferase in vivo</td></tr><tr><td>Pomada antibiótica dupla</td><td>Johnson & Johnson consumer Inc</td><td>8975432</td><td>Aplicado a locais de pinos pós-operatórios como tratamento de feridas</td></tr><tr><td>Microblade de corte duplo</td><td>Stryker</td><td>5400-003-410</td><td>Usado para criar defeito de 5mm no fêmur</td></tr><tr><td>Ácido Etilenodiamina Tetracético (EDTA)</td> <td>Fisher</td><td>BP120-500</td><td>Usado para descalcificar o osso para preparar para histologia</td></tr><tr><td>Buprenorfina de liberação prolongada</td><td>ZooPharm</td><td></td><td>Usado como alívio da dor de 3 dias</td></tr><tr><td>Fenestrado cortinas</td><td>3M</td><td>1204025</td><td>Usado para estabelecer campo estéril</td></tr><tr><td>Cabo de peça de mão para TPS</td><td>Stryker</td><td>OR-S-5100-4N</td><td>Usado para criar defeito de 5 mm no fêmur</td></tr><tr><td>Almofada de aquecimento</td><td>K & H Pet Products</td><td>121239</td><td>Manutenção da temperatura corporal do rato</td></tr><tr><td>Chave de fenda hexagonal</td><td>Wiha</td><td>263/1/16 " X 50</td><td>Aperto do fixador externo</td></tr><tr><td>Câmara de indução</td><td>Anestesia genérica</td><td></td><td>para ratos</td></tr><tr><td>Infundir esponja de colágeno com proteína morfogênica óssea humana recombinante-2</td><td>Medtronic</td><td>7510200</td><td>Tratamento clinicamente relevante usado como controle positivo</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Clipper</td><td>10250</td><td>Anestesia para ratos</td></tr><tr><td>IVIS</td><td>Perkin Elmer</td><td>124262</td><td>Modalidade de imagem de bioluminescência</td></tr><tr><td>Jig</td><td>Custom</td><td></td><td>Usado para colocar pinos bicorticais</td></tr><tr><td>Lipofectamine MessengerMAX</td><td>Fisher Scientific</td><td>LMRNA003</td> agente <td>complexante de mRNA que permite a entrega de mRNA</td></tr><tr><td>Sensorcaine-MPF (Bupivicane (0,25%) e Epinefrina (1:200.000))</td><td>APP Pharmaceuticals, LLC</td><td>NDC 63323-468-37</td><td>Aplicado ao local cirúrgico para alívio da dor e vasoconstrição</td></tr><tr><td>Água estéril</td><td>Hospira</td><td>8904653</td><td>Usado como solvente para pó de cefazolina</td></tr><tr><td>Placas fixadoras externas de titânio</td><td>Preparado sob medida</td><td></td><td>em casa com sucata de titânio e fresadora</td></tr><tr><td>Sistema de Desempenho Total (TPS) Console</td><td>Stryker</td><td>OR-S-5100-1</td><td>Usado para criar defeito de 5mm no fêmur</td></tr><tr><td>TPS MicroSaggital Saw</td><td>Stryker</td><td>OR-S-5100-34</td><td>Usado para criar defeito de 5mm no fêmur</td></tr><tr><td>Ultrafocus Faxitron com</td><td>DXA Faxitron</td><td></td><td>Modalidade de imagem radiográfica de alta resolução</td></tr><tr><td>Dieta de rato uniprim</td><td>Envigo</td><td>TD.06596</td><td>Dieta de rato medicada</td></tr><tr><td>Interruptor de mão universal para TPS</td><td>Stryker</td><td>OR-S-5100-9</td><td>Usado para criar 5mm defeito no fechamento</td></tr> da <tr><td>pele</td> do<td>esparadrapo</td><td>3M</td><td>1469</td> do tecido de Vetbond</tr> do fêmur</tbody></table>

um modelo confiável e reprodutível tamanho crítico segmentar defeito femoral em ratos estabilizada com um fixador externo personalizado

A Reliable and Reproducible Critical-Sized Segmental Femoral Defect Model in Rats Stabilized with a Custom External Fixator

Pesquisa ortopédica confia pesadamente em modelos animais para estudar mecanismos de consolidação óssea em vivo , bem como investigar as novas técnicas de tratamento. Tamanho crítico defeitos segmentares são desafiadores para tratar clinicamente, e os esforços de investigação poderiam beneficiar de um modelo animal pequeno confiável, ambulatório de defeitos segmentares femoral. Neste estudo, apresentamos um protocolo cirúrgico otimizado para a criação consistente e reproduzível de um defeito de diáfise crítica de 5 mm em um rato de fêmur estabilizado com fixador externo. A diáfise ostectomy foi realizada usando um gabarito personalizado para colocar 4 bicortically de fios de Kirschner, que foi estabilizada com um dispositivo adaptado de fixador externo. Uma serra de osso oscilante foi usada para criar o defeito. Ou uma esponja de colagénio sozinha ou uma esponja de colágeno embebida em rhBMP-2 foi implantada para o defeito, e a consolidação óssea foi monitorada durante 12 semanas usando radiografias. Após 12 semanas, ratos foram sacrificados e análise histológica foi executada no controle excisado e tratados fêmures. Defeitos ósseos contendo apenas esponja de colagénio resultaram na não-sindicalizados, tratamento de rhBMP-2 rendeu a formação de uma remodelação óssea periosteal de insensível e nova. Fixação de animais bem recuperada após o implante e externa for bem-sucedida na estabilização dos defeitos femorais durante 12 semanas. Este modelo cirúrgico simplificado poderia ser facilmente aplicado para estudar a consolidação óssea e testar novos biomateriais ortopédicos e terapias regenerativas em vivo.

Cirurgias foram realizadas em cerca de uma hora por um cirurgião com a ajuda de um assistente. Após a otimização cirúrgica, intrae complicações pós-operatórias foram grandemente minimizadas e usam de aparato jig assegurado tamanho consistente (5 x 3 x 3 mm) e localização de defeitos femorais. Ratos foram ambulatorial imediatamente após recuperação da anestesia e não pareceu ter qualquer padrões comportamentais alteradas; sua marcha não era antalgic, e eles não pareciam ser perturbado com ...

In vivo dos mamíferos modelos de defeitos ósseos tamanho crítico são essenciais para pesquisadores estudando mecanismos de curativas e terapias ortopédicas. Aqui, apresentamos um protocolo para a criação de defeitos reproduzíveis, segmentares, fêmur em ratos estabilizados utilizando fixação externa.

Um modelo confiável e reprodutível tamanho crítico segmentar defeito Femoral em ratos estabilizada com um fixador externo personalizado

Orthopedic research relies heavily on animal models to study mechanisms of bone healing in vivo as well as investigate the new treatment techniques. ...

Este protocolo cirúrgico utiliza um modelo de defeito segmentar externo consistente e reprodutível para avaliar os mecanismos de cicatrização do osso e o uso de potenciais terapias regenerativas. Simplificamos uma cirurgia desafiadora para a criação e estabilização de um modelo de defeito ósseo segmental que seja acessível e econômico, mantendo-se adequado para estudos de cura longitudinal. Esta técnica é particularmente traduzível para o tratamento de defeitos ósseos diafísicos traumáticos de tamanho crítico que podem se beneficiar da estabilização com fixação externa, embora o modelo exija um estudo mais aprofundado.Para evitar uma fratura durante a perfuração dos pinos, use altas rotações por minuto e uma baixa pressão para perfurar o córtex lateral, em seguida, diminua as rotações por minuto para avançar. Depois de preparar o andaime de um kit de enxerto ósseo de tubo de proteína morfogenética óssea, de acordo com as instruções do fabricante, use uma tesoura estéril e uma régua estéril para aparar a esponja de colágeno para caber um defeito de cinco por três por três milímetros. Em seguida, use uma seringa para distribuir a solução de proteína morfogenética óssea-2 uniformemente sobre a superfície da esponja, até que todo o volume da solução seja absorvido.Em seguida, raspe a área ao redor da perna traseira de um rato anestesiado usando a 13ª costela, pata traseira e linhas médias dorsais e ventrais como margens, seguidas por quatro esfoliantes alternados sequenciais da pele exposta com gaze estéril encharcada em 10% povidone-iodo e 70% etanol. Para induzir o defeito femoral, estenda a perna raspada através de uma cortina clara e pegajosa fenestrada e cubra o banco cirúrgico em toalhas estéreis para criar um campo estéril. Palpar o fêmur e usar uma lâmina número 15 para criar uma incisão anterolateral através da pele que se estende da patela até o maior trochanter no fêmur proximal.Incisar cuidadosamente a fáscia lateral da perna ao longo do septo intermuscular para separar o vasto músculo lateral do quadríceps anteriormente dos tendões posteriormente até que o fêmur lateral seja exposto. Mantendo uma lâmina de bisturi número 15 paralelamente ao contorno da superfície óssea, corte suavemente o músculo do osso subjacente para realizar uma dissecção cuidadosa e circunferencial de tecido mole e iniciar na superfície lateral, exponha o fêmur em sua diafísica média. Use um elevador periosteal para levantar o músculo para longe do osso exposto à medida que é dissecado, e prossiga ao redor do eixo femoral até que sete a dez mililitros de diáfise central tenha sido limpo de tecido mole em todos os lados.Em seguida, coloque um pino apenas no nível do epicôndyl lateral, seguido pela colocação de um gabarito no fêmur distal lateral, e insira um fio Kirschner de ponta de um milímetro. Em seguida, mantendo a posição do gabarito no osso, identifique onde o pino mais proximal entrará no osso com base nos orifícios do gabarito. Incisar cuidadosamente paralelamente às fibras do tendão glúteo, conforme necessário, para criar uma pequena lacuna no tecido para que o pino proximal passe, minimizando danos iatrogênicos no tendão.Perfurar um fio k sem rosca de um milímetro na abertura e comparar a altura do pino perfurado com o pino solto para confirmar que o pino envolve ambos os cortices. Mantenha a posição do gabarito em contato com o osso e fure dois fios k-fio roscados de um milímetro, um em cada lado do local de defeito futuro, garantindo que os pinos engajem ambos os cortices, e coloque o nível externo da barra fixador um centímetro acima da pele. Parafuso firmemente, travando a barra no lugar e clipe os comprimentos do pino em excesso.Coloque um pequeno retrátil curvo ao redor do fêmur anterior e posterior para proteger o tecido mole circundante, o músculo e o feixe neurovascular, e use uma lâmina de serra oscilante sagital de aproximadamente cinco milímetros, e luz, até mesmo pressão, para criar com muito cuidado um defeito segmental de cinco milímetros através da diáfise média. Lave a ferida com 10 mililitros de soro fisiológico 0,9% normal após a criação do defeito, e administre 0,1 mililitros de bupivacaína de 0,25% com epinefrina na ferida como analgésico e vasoconstritor. Insira o andaime de esponja embebido em proteína morfogenética ósseo-2 no defeito, e use uma sutura 4-0 absorvível no padrão simples interrompido para fechar o plano muscular.Em seguida, feche a camada de pele usando uma sutura absorvível de 4-0 em um padrão subcuticular em execução, em seguida, cola da pele para fechar quaisquer lacunas ao redor dos pinos salientes, e obter uma imagem radiográfica anterior-posterior do fêmur imediatamente, e quatro e 12 semanas após a cirurgia. Defeitos de controle negativos contendo apenas uma esponja de colágeno não mostram evidência de ponte osteogênese entre as bordas ósseas proximal e distal. Uma pequena quantidade de remodelagem óssea nova pode ser vista diretamente adjacente à borda do fêmur cortado, enquanto o defeito em si mostra falta de material ósseo, presença de cartilagem e algum hematoma residual.Defeitos contendo proteína morfogenética óssea-2 esponja encharcada demonstram cicatrização óssea significativa logo após quatro semanas após a cirurgia, como evidenciado pela ponte insensível radiopaque através do defeito. Em 12 semanas, uma nova deposição mineral significativa se formou em todo o defeito. Novos ossos periosteais significativos podem ser observados no insensível estendendo-se da borda do fêmur cortado e as espículas de osso tecido e lamelar desenvolveram-se ao longo do defeito.Além disso, o depoimento da cartilagem não é visto. A imagem via Sistema de Imagem Vivo após a remoção do fixador externo permite a visualização das células transfecidas bioluminescentes dentro do defeito. Por exemplo, células na cavidade medular luminesce após transfecção com codificação de mRNA complexa para a luciferase gaussia, e poderiam ser usadas para medir mudanças biológicas na expressão de um gene ou proteína de interesse durante o processo de cura.A colocação do pino é importante para garantir uma fixação externa estável e duradoura. Os pinos devem ser diretamente perpendiculares ao fêmur, e paralelos uns aos outros, para minimizar a quebra e infecção. Usando esse modelo, mecanismos biológicos, como expressões proteicas específicas, podem ser monitorados para entender melhor a cicatrização, e diferentes biomateriais ou terapias de andaimes também podem ser testados para eficácia terapêutica.Esperamos que essa técnica permita que os futuros pesquisadores estudem de forma mais eficiente e eficaz a cura ortopédica com fixação externa para que seus achados possam ser traduzidos para melhores sucessos clínicos. Evite inalar gases anestésicos, use equipamentos de proteção individual adequados ao manusear formalina e EDTA, e tome cuidado ao manusear instrumentos cirúrgicos, particularmente a broca e a serra óssea oscilante.

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioengenharia

Uma restrição da pesquisa pré-clínica no campo do reparo ósseo é a falta de controle experimental sobre o ambiente mecânico local dentro de uma lesão óssea em cicatrização. Relatamos o projeto e o uso de um fixador externo para reparo ósseo com a capacidade de alterar a rigidez do fixador in vivo.

A rigidez ajustável, Fixador Externo para os Rat Femur Osteotomia e segmentar defeito ósseo Models

Modelos animais são frequentemente empregados para mimetizar lesões ósseas graves em pesquisas biomédicas. Devido ao seu pequeno tamanho, o estabelecimento de lesões ósseas estabilizadas em camundongos está além das capacidades da maioria dos grupos de pesquisa. Aqui, descrevemos um método simples para estabelecer e analisar defeitos femorais experimentais em camundongos.

Um Defeito modelo simples Critical porte Femoral em Ratos

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Estabelecimento de um Defeito Modelo segmentar Femoral Critical-size em Ratos estabilizada por osteossíntese Placa

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Aqui, apresentamos um protocolo para a criação de um defeito em cavidade em caixa em tecido de diáfise femoral de ratos. Este modelo pode avaliar o desempenho do biomaterial sob estresse biomecânico e explorar mecanismos de regeneração óssea relacionados à osteogênese intramembranosa.

Criando um modelo de defeito de cavidade em caixa no osso cortical do fêmur de rato

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Modelo de defeito ósseo diáfiso semi-segmentar em ratos para avaliação do desempenho de substituto ósseo em regiões portadoras

O estudo combina de forma inovadora suturas e agulhas de titânio para fixação interna estável em um modelo de fratura radial em rato. A cicatrização das fraturas foi avaliada por meio de microtomografia computadorizada (micro-CT), e neurônios do gânglio da raiz dorsal primária (DRG) foram isolados e cultivados para investigação adicional.

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Um modelo confiável e reprodutível tamanho crítico segmentar defeito Femoral em ratos estabilizada com um fixador externo personalizado

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