Name: Técnicas de necropsia da raiva em animais grandes e pequenos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-07-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 56 s
Description: Aprenda técnicas seguras de necropsia para coleta de tecidos cerebrais em animais de pequeno e grande porte destinados ao diagnóstico da raiva. Os métodos manuais minimizam a geração de aerossóis e reduzem riscos zoonóticos para técnicos em campo e laboratório.

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Estamos gratos ao departamento de estado de saúde de Nova Iorque Wadsworth Center para apoiar este projeto. Nós também gostaríamos de reconhecer o apoio de Amy Willsey e Frank Blaisdell do departamento de saúde Wadsworth Center, e LL Ranch, Altamont, NY.

Todos os métodos descritos foram aprovados pelo Comitê institucional de cuidado e uso de animais do centro Wadsworth (IACUC).
1. preparação
<ol><li>Don PPE, com proteção ocular mínima (óculos ou escudo facial), máscara cirúrgica ou N-95 e luvas sem látex.</li>
	<li>Prepare a área de trabalho, idealmente um gabinete de biossegurança (BSC), com uma cobertura de superfície de trabalho descartável (por exemplo, papel kraft ou almofadas absorventes) e instrumentos de necropsia limpos (Figura 1).</li>
	<li>Coloque o espécime na superfície de trabalho e use instrumentos para manipulá-lo para avaliar a condição da amostra, incluindo evidências de decomposição, danos ao crânio, perigos potenciais (por exemplo, Quills de porco-espinho, lâminas de bisturi) e a qualidade da decapitação.</li>
</ol>2. método ventral
Nota: quando o espécime é decapitado corretamente na linha da mandíbula, o forame Magnum e o côndilo occipital serão expostos. O método ventral é menos complicado para recuperar o cerebelo e o tronco cerebral.
<ol><li>Posicione a amostra com o lado ventral para cima e o nariz dirigindo distalmente em direção à parte de trás do BSC.</li>
	<li>Segure um martelo ortopédico/malho na mão direita (se destro) e ao mesmo tempo segurar um formão vereadores na mão esquerda.</li>
	<li>Posicione o cinzel em um ângulo de 45 ° com o ponto de canto do cinzel que dirige entre o lado direito do osso temporal e do osso occipital que faz uma abertura de "V".</li>
	<li>Bata o topo do cinzel com o martelo até que os dois ossos separados. Faça o corte ao adjacente ao osso basisfenóide.</li>
	<li>Repita no lado esquerdo do osso temporal/osso occipital (Figura 2a).</li>
	<li>Dobre a área "V" do crânio para baixo com o cinzel. Expor toda a área de rombencéfalo do cérebro (cerebelo e tronco encefálico) (Figura 2b).</li>
	<li>Retire o tronco cerebral e cerebelo com tesouras e fórceps. Retire todas as peças restantes do crânio se o tronco cerebral e cerebelo não saiu em uma única peça.</li>
</ol>3. método dorsal
Nota: se a amostra tiver uma decapitação fraca (forame Magnum não visível) e o pescoço não puder ser facilmente removido durante a necropsia ou se houver suspeita de dano ao cerebelo, o método dorsal deve ser utilizado.
<ol><li>Posicione o espécime dorsalmente com o nariz dirigindo distalmente em direção à parte de trás do BSC.</li>
	<li>Usando o tenacula do tumor, segure o músculo temporal esquerdo com os dentes do tenacula e trave apertando o punho.</li>
	<li>Corte o músculo temporal para baixo ao osso com a faca de cinzeladura afiada.</li>
	<li>Gire o espécime 180 ° com tenacula e faca (não mão) e repita o processo no músculo temporal oposto. Expor o crânio.</li>
	<li>Posicione um cinzel em um ângulo de 45 ° com o ponto de canto do cinzel no centro do crânio na conjuntura do osso parietal e sulco.</li>
	<li>Bata a parte superior do cinzel com um martelo até que uma abertura horizontal seja feita na metade superior do crânio no osso parietal.</li>
	<li>Gire o espécime 180 ° e repita o processo no lado oposto.</li>
	<li>Insira o ponto do cinzel na extremidade do corte 1 (Figura 3a) e a 90 ° de abertura horizontal. Golpeie com o martelo até que a abertura alcangue o osso occipital (aproximadamente 10 cm dependendo em cima do tamanho do espécime).</li>
	<li>Enrole o espécime e repita no lado oposto no final do corte 2. Nota: com a amostra dorsal e nariz posicionado em direção à parte de trás do BSC, as aberturas no crânio se assemelham a um "U" de cabeça para baixo.</li>
	<li>Insira os dentes da tenacula no crânio na parte inferior do "U" e levante-se para si mesmo. Expor a extremidade caudal do encéfalo e do cerebelo (Figura 3B).</li>
	<li>Use a tesoura como uma colher e retire o cerebelo inteiro de dentro da cavidade.</li>
	<li>Use fórceps de tecido para provocar o tronco cerebral do forame.</li>
</ol>4. grande método animal
<ol><li>Posicione a amostra de modo que a parte dorsal do crânio esteja em contato com a superfície da necropsia com a porção caudal do crânio e o forame Magnum voltado para o técnico.</li>
	<li>Insira a faca de estilete modificada no forame Magnum entre a medula espinhal e as meninges espinhais na medida do possível.</li>
	<li>Pontuação em torno da medula espinhal para separar o cerebelo e tronco cerebral das meninges da coluna vertebral. Depois que a faca é inserida através do forâmen Magnum, suavemente o ângulo da faca para seguir ao longo do crânio, tanto quanto possível.</li>
	<li>Insira uma espátula química ou uma colher fina e longa no espaço entre o tecido neural e as meninges espinhais.</li>
	<li>Sonda em torno da medula espinhal e cerebelo para garantir a conexão com as meninges da coluna vertebral foram cortados.</li>
	<li>Segure o tronco cerebral com fórceps. Com a outra mão, avance a colher rostralmente então dorsalmente para colher acima do cerebelo. Puxe simultaneamente para trás na haste de cérebro com o fórceps e retire o cerebelo usando a colher. Nota: pode demorar mais do que uma tentativa de recuperar cerebelo adequado para o teste de raiva.</li>
</ol>5. pós necropsia
<ol><li>Elimine todos os materiais descartáveis (luvas, almofadas, revestimentos de área de trabalho) e os tecidos não utilizados em resíduos bioperigosos.</li>
	<li>Limpe e desinfete todos os instrumentos com o método disponível (por exemplo, máquina de lavar louça industrial, autoclave, desinfetante químico, ebulição).</li>
	<li>Limpe e desinfete todas as superfícies de trabalho com 20% de lixívia e/ou 70% etanol.</li>
</ol>

<ol><li>Centers for Disease Control and Prevention (CDC). <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((West+Nile+virus+activity+-+United+States%2C+2009%5BTitle%5D)+AND+%22MMWR+Morbidity+and+Mortality+Weekly+Report%22%5BJournal%5D)">West Nile virus activity - United States, 2009.</a> MMWR Morbidity and Mortality Weekly Report. 59 (25), 769-772 (2010).</li>
<li>McDaniel, C. J., Cardwell, D. M., Moeller, R. B. Jr, Gray, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Humans+and+cattle%3A+A+review+of+bovine+zoonoses%5BTitle%5D)+AND+%22Vector+Borne+and+Zoonotic+Diseases%22%5BJournal%5D)">Humans and cattle: A review of bovine zoonoses.</a> Vector Borne and Zoonotic Diseases. 14 (1), 1-19 (2014).</li>
<li>Spickler, A. R. Zoonotic diseases. Merck Veterinary Manual. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases">https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases</a> (2019).</li>
<li>Wenner, L., Pauli, U., Summermatter, K., Gantenbein, H., Vidondo, B., Posthaus, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aerosol+generation+during+bone-sawing+procedures+in+veterinary+autopsies%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Pathology%22%5BJournal%5D)">Aerosol generation during bone-sawing procedures in veterinary autopsies.</a> Veterinary Pathology. 54 (3), 425-436 (2017).</li>
<li>Green, F. H. Y., Yoshida, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characteristics+of+aerosols+generated+during+autopsy+procedures+and+their+potential+role+as+carriers+of+infectious+agents%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Occupational+and+Environmental+Hygiene%22%5BJournal%5D)">Characteristics of aerosols generated during autopsy procedures and their potential role as carriers of infectious agents.</a> Applied Occupational and Environmental Hygiene. 5 (12), 853-858 (1990).</li>
<li>Barrat, J. Simple technique for the collection and shipment of brain specimens for rabies diagnosis. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBarrat%2C+J+%22Laboratory+techniques+in+Rabies+4th+Edition%22">Laboratory techniques in Rabies 4th Edition</a>. Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Koprowski, H. , World Health Organization. 425-427 (1996).</li>
<li>Ness, S. L., Bain, F. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+to+perform+an+equine+field+necropsy%5BTitle%5D)+AND+%22American+Association+of+Equine+Practitioners%22%5BJournal%5D)">How to perform an equine field necropsy.</a> American Association of Equine Practitioners. 55, 313-316 (2009).</li>
<li>Animal & Plant Health Agency. Sample requirements for TSE testing and confirmation – EURL guidance. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://protect2.fireeye.com/url?k=09f00f8d-55d40ec4-09f2f6b8-0cc47aa8d394-3f805f032cc98df8&u=https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf">https://protect2.fireeye.com/url?k=09f00f8d-55d40ec4-09f2f6b8-0cc47aa8d394-3f805f032cc98df8&u=https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf</a> (2019).</li>
<li>New York State Department of Health, Wadsworth Center. Rabies reports. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports">https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports</a> (2019).</li>
<li>CDC. Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing: A minimum standard for rabies diagnosis in the United States. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf">https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf</a> (2019).</li>
<li>Miller, L. D., Davis, A. J., Jenny, A. L., Fekadu, M., Whitfield, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surveillance+for+lesions+of+bovine+spongiform+encephalopathy+in+U.S.+cattle%5BTitle%5D)+AND+%22Developments+in+Biological+Standardizations%22%5BJournal%5D)">Surveillance for lesions of bovine spongiform encephalopathy in U.S. cattle.</a> Developments in Biological Standardizations. 80, 119-121 (1993).</li>
<li>Andrews, C., Gerdin, J., Patterson, J., Buckles, E. L., Fitzgerald, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eastern+equine+encephalitis+in+puppies+in+Michigan+and+New+York+states%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Veterinary+Diagnostic+Investigation%22%5BJournal%5D)">Eastern equine encephalitis in puppies in Michigan and New York states.</a> Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 30 (4), 633-636 (2018).</li>
<li>Appler, K., Brunt, S., Jarvis, J. A., Davis, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clarifying+indeterminate+results+on+the+rabies+direct+fluorescent+antibody+test+using+real-time+reverse+transcriptase+polymerase+chain+reaction%5BTitle%5D)+AND+%22Public+Health+Reports%22%5BJournal%5D)">Clarifying indeterminate results on the rabies direct fluorescent antibody test using real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction.</a> Public Health Reports. 134 (1), 57-62 (2019).</li>
<li>Chapter 7. Brain removal. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Laboratory+techniques+in+Rabies+5th+Edition%22">Laboratory techniques in Rabies 5th Edition</a>. Rupprecht, C. E., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. , World Health Organization. 67-72 (2018).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a revelar.

Espécimes submetidos à necropsia da raiva muitas vezes têm uma história de sinais clínicos compatíveis com uma doença neurológica. A presença de doença clínica pode estar associada a uma variedade de distúrbios, incluindo doenças zoonóticas, aumentando o risco para a equipe de um laboratório de infecção adquirida. Para reduzir esses riscos, foram implementadas técnicas que diminuem o manuseio e a manipulação de espécimes.
Os métodos demonstrados representam um evento de necropsia para remover ...

Trabalhar no assoalho do necropsia de um laboratório da raiva é inerentemente perigoso. Às vezes, os espécimes chegam com os Quills incorporados do porco-espinho, objetos extrangeiros que incluem setas/balas/pelotas ou fragmentos de osso expor que podem penetrar o envoltório protetor do transporte. O empacotamento impróprio pode conduzir ao escapamento, pondo em perigo indivíduos que desempacotam espécimes. Além do que ferimento físico, os técnicos do necropsia arriscam a exposição aos agentes infecciosos zoonóticos desconhecidos do CNS e dos líquidos de corpo dos espécimes. Adicionalmente, os ectoparasitas transportados pelo espécime podem transmitir outras doenças zoonóticas, pois as pulgas e carrapatos são comumente observadas em animais submetidos. Dependendo da localização geográfica e das espécies envolvidas, as doenças expostas variam. Arbovírus, como o vírus da encefalite eqüina Oriental (EEEV) ou o vírus do Nilo Ocidental (WNV), doenças transmitidas por carrapatos, incluindo doença de Lyme ou tularemia, bactérias que causam febre Q ou tuberculose, e os priões infecciosos nomeam um pequeno número dos possíveis perigos1 , 2. º , a 3.
O objetivo destes métodos é demonstrar técnicas de necropsia seguras e eficientes usando instrumentos que minimizam o potencial de aerosolização ao contrário de ferramentas elétricas ou serras4,5. Comumente, a necropsia de pequenos animais no laboratório de raiva requer o corte dos músculos cranianos e o uso de martelo e cinzel para abrir a porção dorsal caudal do calvarium6. Remover esta área do calvarium expõe o cérebro traseiro, incluindo o cerebelo inteiro e a haste de cérebro craniana. Técnicas de necropsia modificadas podem ser realizadas na parte ventral do crânio, evitando os grandes músculos cranianos e regiões mais grossas do crânio. Entretanto, estas técnicas modificadas do necropsia são somente possíveis quando o espécime é sem vértebras cervicais.
Da mesma forma, o tecido cerebral em grandes animais pode ser removido separando os músculos cranianos e abrindo a porção dorsal caudal do crânio7. Um esforço considerável é exigido para expor o cerebelo e o tronco de cérebro porque os crânios de animais maiores são geralmente mais grossos. Para evitar penetrar no crânio, a cabeça de um animal grande é posicionada para que a porção ventro-caudal do crânio esteja voltada para o técnico. Usando instrumentos modificados, o cerebelo e o tronco encefálico são removidos através do forame Magnum. Isto é semelhante ao método de aquisição da amostra recomendado pelo laboratório de referência da União Europeia TSE para investigações de encefalopatia espongiforme transmissível (TSE)8. As vértebras cranianas devem ser removidas de antemão para fornecer acesso ao forame Magnum.
A aplicação destas técnicas é benéfica para técnicos adequadamente treinados em laboratórios de raiva. Enquanto o laboratório da raiva recebe amostras de vários tamanhos, dos bastões juvenis aos cavalos de esboço adultos9, o técnico tem diversos métodos a escolher de baseado na circunstância individual. O método demonstrado para um grande animal também é apropriado para os veterinários que realizam necropsias no campo, uma vez que o transporte de uma cabeça grande animal inteiro para o teste de raiva é complicado e caro. A implementação de qualquer uma dessas técnicas irá melhorar a segurança, diminuindo o potencial de produção de aerossóis, reduzir o manuseio da amostra e economizar tempo de processamento. No entanto, como o campo não tem as mesmas vantagens que um laboratório criado específico para o teste de raiva, é essencial que quaisquer modificações feitas nesses procedimentos se concentrem na segurança, especialmente no uso de equipamentos de proteção individual (EPI).

<table><tbody><tr><td>Colher de química</td><td>Qualquer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>tesoura de maionese curvada, afiada e romba</td><td>Sklar</td><td>14-2055</td><td>Tesoura de operação Sklar 5-1/2 polegadas Anel de dedo de aço inoxidável de grau premium OU cabo curvado afiado/sem corte</td></tr><tr><td>Grande faca de escultura afiada de qualidade de restaurante</td><td>Dexter</td><td>P94848</td><td>8" Faca utilitária recortada, cabo branco</td></tr><tr><td>Bloqueio tumor-tenáculo</td><td>Diamond Scientific e Faca de</td> estilete modificada Surgicals <td>N/A</td><td>Czerny Tenaculum Forcep</td></tr><tr><td>(lâmina de 6,5 polegadas de comprimento escultura faca moída a 0,5 polegada de largura)</td><td>Dexter</td><td>P94848</td><td>Modificado 8" Faca utilitária recortada, cabo branco</td></tr><tr><td>Martelo ortopédico de martelo-martelo</td><td>Mortech</td><td>N/A</td><td>Postmortem com gancho</td></tr><tr><td>Cinzel de osso ortopédico afiado de vereador</td><td>Shandon</td><td>60-5</td><td>Lâmina de Cinzel do Conselheiro: 2 in x 2.25 in padrão 7 in</td></tr><tr><td>Colher de sopa afiada ou outra colher de cabo longo</td><td>Qualquer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinça de curativo de tecido de ponta lisa sem dentes</td><td>Pinça de Curativo de Polegar Shandon</td><td></td><td>63-03</td> Shandon</tr><tr><td>Broad Point Luvas sem pó sem látex</td><td>Qualquer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Óculos de segurança, óculos de proteção ou protetor facial</td><td>Qualquer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cirurgia ou máscara N-95</td><td>Qualquer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>papel Kraft, papel pardo, almofada absorvente, etc</td>. <td>Qualquer</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

técnicas de necropsia da raiva em animais grandes e pequenos

Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals

O laboratório de raiva do departamento de saúde de Nova York (NYSDOH) recebe entre 6.000 a 9.000 espécimes anualmente e realiza testes de raiva para todo o estado, com exceção da cidade de Nova York. Os necropsias do laboratório da raiva uma variedade de animais que variam no tamanho dos bastões aos bovids. A maioria destes espécimes são animais exibindo sinais neurológicos, no entanto, menos de 10% realmente teste positivo para a raiva; implicando trauma, lesões ou outros agentes infecciosos como a causa destes sintomas. Devido ao risco de aerosolizar agentes infecciosos não diagnosticados, o laboratório da raiva não utiliza ferramentas elétricas ou serras. Três técnicas de necropsia serão apresentadas para animais cujos crânios são impenetráveis com tesouras. O laboratório implementou essas técnicas para diminuir a exposição potencial a agentes infecciosos, eliminar a manipulação desnecessária da amostra e reduzir o tempo de processamento. As vantagens de uma técnica preferida oposto a outra estão sujeitas ao indivíduo treinado que processa o espécime.

Todas as amostras terrestres submetidas com crânios entre 31 de janeiro de 2019 e 28 de fevereiro de 2019 tiveram informações sobre a presença de um pescoço e o método de necropsia coletado. Durante esse tempo, 170 cabeças foram necropsiadas com 18 espécies representadas. 52% (89/170) foram Decapitated corretamente. O restante teve pelo menos uma vértebra unida que inclui três espécimes inteiros do corpo. Utilizou-se o método ventral 75% (128/170) do tempo, dos quais os pescoços estavam p...

O objetivo deste protocolo é demonstrar técnicas de necropsia seguras em animais pequenos e grandes para obter amostras de tecido satisfatórias para o teste de raiva.

Técnicas de necropsia da raiva em animais grandes e pequenos

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the ...

A coleta de tecidos para testes de raiva tem perigos óbvios e não aparentes. O técnico deve utilizar os métodos mais seguros disponíveis e usar equipamentos de proteção individual adequados. Esses protocolos fornecem técnicas seguras de necropsia sem o uso de ferramentas elétricas ou serras, minimizando a produção de aerossóis.O protocolo animal de grande porte também pode ser realizado no campo. O uso do método de recuperação de amostras de animais de grande porte no campo elimina o desafio de transportar uma cabeça de animal pesando mais de 45 quilos para o laboratório. O método animal de grande porte é semelhante ao protocolo europeu para recuperação de amostras de encefalopatia espongiforme transmissível e pode ser usado para qualquer investigação usando o tronco cerebral e o cerebelo.Para recuperar o cerebelo e o tronco cerebral pelo método ventral, posicione o lado ventral da amostra para cima com o nariz direcionado distally para a parte de trás do armário de biossegurança. Segurando um martelo ortopédico na mão dominante e um cinzel de vereador na outra mão, posicione o cinzel em um ângulo de 45 graus com o ponto de canto para o cinzel na abertura em forma de V entre o lado direito dos ossos temporais e occipital. Atinja o topo do cinzel com o martelo até que os dois ossos se separem.E faça um corte adjacente ao osso basefenóide. Separe os ossos temporais e occipitais do lado esquerdo do espécime como apenas demonstrado. E use o cinzel para dobrar a região V do crânio para baixo para expor toda a área de rombenceon do cérebro.Em seguida, use tesouras e fórceps para colher o tronco cerebral e o cerebelo, removendo quaisquer pedaços de tecido restantes do crânio, conforme necessário. Se a amostra não permitir a posição de recuperação ventral a amostra dorsalmente, com o nariz direcionado distally para a parte de trás do armário de biossegurança. E use um tumor tenacula para agarrar o músculo temporal esquerdo com os dentes do tenacula.Aperte a alça para travar os dentes ao redor do tecido e use uma faca de escultura afiada para cortar o músculo temporal até o osso. Gire o espécime 180 graus com o tenacula e a faca e repita a incisão no músculo temporal oposto para expor o crânio. Retorne a cabeça à sua orientação original e coloque o cinzel em um ângulo de 45 graus com o ponto de canto para o cinzel no centro do crânio na conjuntura dos ossos parietal e intraparietal.E golpeie o topo do cinzel com o martelo até que uma abertura horizontal seja feita na metade superior do crânio no osso parietal. Gire o espécime 180 graus e faça uma abertura no lado oposto do crânio como apenas demonstrado. Posicione a cabeça conforme necessário para inserir o ponto do cinzel no final do primeiro corte em um ângulo de 90 graus até a abertura horizontal e golpee o cinzel até que a abertura atinja o osso occipital.Enrole o espécime para fazer uma abertura no osso occipital oposto da mesma maneira. As aberturas no crânio devem se assemelhar a um U.Insira os dentes do tenacula no crânio na parte inferior do você e puxe o osso para trás para expor a extremidade caudal do cerebrum e do cerebelo. Em seguida, use uma tesoura como uma colher para arrancar todo o cerebelo de dentro da cavidade.E use fórceps de tecido para provocar o tronco cerebral do forame. Para a recuperação do cerebelo e do tronco cerebral, posicione a amostra para que a parte dorsal do crânio esteja em contato com a superfície da necropsia. Com a parte caudal do crânio e foie magnum de frente para a frente do armário de biossegurança.Segure o tronco cerebral com fórceps. Insira uma faca de estilete modificada no foie magnum entre a medula espinhal e as meninges espinhais o mais longe possível e vasculhe ao redor da medula espinhal para separar o cerebelo e o tronco cerebral das meninges espinhais. Então, puxe a haste para fora do forame com fórceps.Quando a faca tiver sido inserida através do foie magnum, gire suavemente a lâmina para seguir ao longo do crânio o máximo possível e insira uma espátula de metal ou faca com uma alça longa o suficiente para alcançar sob o cérebro no espaço entre o tecido neural e as meninges espinhais. Sonda ao redor do cerebelo para garantir que as conexões com as meninges espinhais tenham sido cortadas. Quando as meninges tiverem sido completamente cortadas, avancem a espátula rostrally e dorsal para colher o cerebelo.Em seguida, colher o cerebelo com a espátula. Todas as amostras terrestres submetidas com crânios entre 31 de janeiro de 2019 e 28 de fevereiro de 2019 tiveram informações sobre a presença de um pescoço e o método de necropsia coletados. Durante esse período, 170 cabeças foram necropsiadas com 18 espécies representadas.52% foram devidamente decapitados. O restante tinha pelo menos uma vértebra anexada, incluindo três espécimes do corpo inteiro. Utilizou-se o método ventral em 75% das vezes.Desses, os pescoços estavam presentes em 49. Três animais de grande porte foram submetidos e, em dois casos, foi utilizado o protocolo animal de grande porte. Um esquilo foi submetido com um crânio esmagado e simplesmente cortar a pele expôs o tecido cerebral para que nenhum dos métodos demonstrados fosse usado.Os tecidos utilizados para fazer slides de microscopia e ou extraídos de métodos moleculares ao processar vários animais evitam contaminação cruzada usando novos instrumentos de luvas e uma área de trabalho limpa. Tenha cuidado ao realizar esses protocolos, pois os espécimes podem estar infectados com vírus da raiva ou outras doenças zoonóticas. Observe que objetos pontiagudos também podem estar presentes dentro dos espécimes.

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Este artigo descreve os procedimentos para a realização de um exame post-mortem básicas de um mouse ou rato, ea coleta de órgãos básica, bem como mais tipos de amostra desafiador para avaliação histológica, microbiológica e PCR.

Necropsia de diagnóstico e coleta de tecido e amostra selecionada em ratos e camundongos

Este vídeo demonstra a coloração imuno-histoquímica para detecção de antígenos do vírus da raiva no tecido cerebral de camundongos infectados. O processo inclui desparafinização e tratamento com álcool, seguido de tratamento proteolítico para aumentar a acessibilidade ao antígeno. A coloração imuno-histoquímica revela precipitados vermelhos, confirmando a presença de antígenos antirrábicos na seção tecidual.

Uma coloração imuno-histoquímica para a detecção de antígenos do vírus da raiva

Este protocolo fornece uma visão geral dos procedimentos para o isolamento do RNA para o perfil de transcriptomic do nó de linfa de tecidos de animais de grandes porte, incluindo etapas na identificação e excisão dos gânglios linfáticos do gado e animais selvagens, abordagens de amostragem para fornecer consistência em vários animais e considerações mais resultados representativos para a preservação de pós coleta e processamento para a análise do RNA.

Coleta e processamento de linfonodos de animais de grandes porte para a análise do RNA: preparando-se para estudos de linfonodo Transcriptomic de espécies de animais grandes

Novel, técnicas de compensação de tecido compatível com imunocoloração, como a imagem 3D final de órgãos com solventes limpos, permitem a visualização 3D da infecção cerebral pelo vírus da raiva e seu ambiente celular complexo. As fatias grossas, anticorpo-etiquetadas do tecido de cérebro são feitas opticamente transparentes para aumentar a profundidade da imagem latente e para permitir a análise 3D pela microscopia confocal da exploração do laser.

Imagem latente 3D de alta resolução da infecção do vírus da raiva no tecido solvente-cancelado do cérebro

O teste imunoistoquímico rápido direto (DRIT) oferece uma organização mundial para a saúde animal e organização mundial da saúde (OIE/OMS) reconhecida alternativa ao teste de anticorpo fluorescente direto (DFA) para o diagnóstico de raiva. Este teste permite aplicações baseadas em campo que podem ser executadas em aproximadamente 1 h em cima das impressões do cérebro usando a microscopia de luz.

Vigilância aumentada da raiva usando um teste Imunoistoquímico rápido direto

Este protocolo introduz um procedimento de funcionamento padrão do laboratório para o teste diagnóstico de antígenos do lyssavirus nos bastões em Formosa.

Procedimento de funcionamento padrão para a vigilância do Lyssavirus da população do bastão em Formosa

Um Pan-lyssavirus Nested transcrição reversa da polimerase em cadeia foi desenvolvida para detectar especificamente todos os lissavírus conhecidos. A validação utilizando amostras cerebrais da raiva de diferentes espécies animais mostrou que este método tem sensibilidade e especificidade equivalentes ao teste padrão-ouro de anticorpos fluorescentes e pode ser utilizado para o diagnóstico rotineiro da raiva.

Avaliação de uma reação em cadeia da polimerase de transcrição reversa universal aninhada para a detecção de lissavírus

Apresentamos um protocolo completo para o diagnóstico pós-morte da raiva animal em condições de campo usando um teste de diagnóstico imunocromatográfico rápido (RIDT), desde a amostragem da biópsia cerebral até a interpretação final. Também descrevemos outras aplicações usando o dispositivo para análise molecular e genotipagem viral.

Teste de diagnóstico imunocromatográfico rápido pós-morte de campo para configurações limitadas de recursos com outras aplicações moleculares

Este protocolo apresenta uma abordagem baseada em qRT-PCR para determinar o número de cópia genética do vírus da raiva (N) dentro de várias estruturas anatômicas cerebrais bovinas usando transcrição in vitro.

Quantitação do vírus da raiva em várias estruturas cerebrais bovinas

Este protocolo demonstra o ensaio de reação em cadeia da polimerase com transcrição reversa em tempo real (RT-PCR) pan-lyssavirus LN34 desde a coleta do tecido até a interpretação dos resultados, incluindo atualizações nas sequências e formulações de primers para melhorar o desempenho do ensaio para alguns lyssavirus e lagomorfos não anti-rábicos. Também demonstramos a configuração do ensaio para um formato multiplexado LN34 de poço único (LN34M).

Diagnóstico post-mortem de raiva em animais pelo ensaio de reação em cadeia da polimerase com transcrição reversa em tempo real LN34 atualizado e multiplexado

Aprenda técnicas seguras de necropsia para coleta de tecidos cerebrais em animais de pequeno e grande porte destinados ao diagnóstico da raiva. Os métodos manuais minimizam a geração de aerossóis e reduzem riscos zoonóticos para técnicos em campo e laboratório.

Técnicas de necropsia da raiva em animais grandes e pequenos

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