Name: Geração de Axolotis Quiméricos com Membros Haploides Mutantes através de enxerto embrionário (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-01-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 17 s
Description: Aprenda a produzir axolotes quiméricos com membros haploides mutagenizados através de enxerto embrionário. Esta técnica permite triagem genética e estudo da regeneração em anfíbios.

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Gostaríamos de agradecer a Katherine Roberts por seus cuidados com a colônia de axolotl. O financiamento para este trabalho foi fornecido pelo Connecticut Innovations Regenerative Medicine Research Fund (15RMA-YALE-09 e 15-RMB-YALE-01) e pelo Instituto Nacional de Saúde Infantil e Desenvolvimento Humano Eunice Kennedy Shriver (Pós-Doutorado Individual Bolsa F32HD086942).

Os procedimentos experimentais utilizados neste protocolo foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Universidade de Yale (IACUC, 2017-10557) e estavam de acordo com todas as políticas e diretrizes federais que regem o uso de animais vertebrados. Todos os experimentos em animais foram realizados em Ambystoma mexicanum (axolotls) em instalações da Universidade de Yale.
1. Geração de embriões diploidedos
<ol><li>Obtenha embriões diploides GFP+ para servir como hospedeiros de enxerto através de acasalamento natural usando um ou dois pais gfp 24.</li>
	<li>Colete ovos diploides recém-colocados e coloque-os em uma peneira de metal.</li>
	<li>Enxágüe os ovos com 40% de solução de Holtfreter (20 mM NaCl, 0,2 mM KCl, 0,8 mM NaHCO3, 0,2 mM CaCl2, 4 mM MgSO4, pH a 7,4).</li>
	<li>Coloque os ovos em solução fresca de 40% holtfreter e armazene a 12 °C. NOTA: Embriões diploides devem ser sempre obtidos antes de passar para a geração de embriões haploides.</li>
</ol>2. Geração de embriões haploides
<ol><li>Preparação de doadores de gamete feminino<ol>
<li>48 h antes de realizar a ativação in vitro, anestesia um axolotl feminino branco ou branco/RFP sexualmente maduro por imersão em 1 g/L HEPES-buffered MS-222 em 40% solução Holtfreter25.</li>
		<li>Certifique-se de que o animal esteja totalmente anestesiado após aproximadamente 30 min de imersão, beliscando firmemente sua cauda entre o polegar e o dedo indicador. Animais totalmente anestesiados não responderão fisicamente a nenhuma pitada.</li>
		<li>Prepare uma solução de gonadotropina chorionica humana (HCG) contendo 10.000 U/mL em soro-de-soro estéril.</li>
		<li>Usando uma seringa de insulina de 30 G, injete 0,15 CC de HCG (1.500 unidades) na musculatura dorsal ao membro traseiro da fêmea anestesiada no ângulo de 45° até a linha média para evitar contato com a medula espinhal.</li>
		<li>Devolva a fêmea a uma solução de 40% de Holtfreter fresca e coloque em uma geladeira de 8-12 °C.</li>
		<li>Depois das 48h, volte a fêmea à temperatura ambiente. Coloque algumas pedras ou plantas plásticas em seu recipiente como superfícies para a colocação de ovos. NOTA: As fêmeas injetadas com HCG muitas vezes depositarão caixas de geleia vazias por várias horas antes de colocar ovos.</li>
		<li>Remova as pedras ou plantas plásticas depois que a fêmea começar a colocar ovos consistentemente.</li>
		<li>Deixe a fêmea sentar no tanque vazio por 30 min a 1 h. NOTA: A retenção de materiais para o animal colocar ovos permitirá um controle mais rigoroso da coleta de oócitos.</li>
	</ol></li>
	<li>Coleção gamete masculina<ol>
<li>Enquanto a colocação de óvulos da fêmea está parada, anestesia um axolotl masculino GFP+ sexualmente maduro para servir como doador de esperma, como na etapa 2.1.1.</li>
		<li>Coloque o macho totalmente anestesiado nas costas em toalhas de papel úmidasob um microscópio dissecando.</li>
		<li>Se o experimentador for destro, posicione a ponta de uma pipeta P1000 na base da cloaca com a mão direita.</li>
		<li>Coloque o indicador esquerdo e o polegar da mão esquerda de 2-3 cm rostral na pélvis. Aperte suavemente o animal enquanto move os dedos em direção às pernas traseiras para limpar amostras de urina permiana.</li>
		<li>Colete cada um que seja expulso da cloaca em um tubo de microcentrífuga individual. Repita esse processo para coletar de 6 a 10 amostras.</li>
		<li>Pipette 5.0 μL de cada amostra em uma placa de petri para inspecionar a qualidade do esperma usando um microscópio invertido. NOTA: Amostras concentradas de esperma são uma cor branca leitosa, normalmente variam de 5 a 20 μL, e geralmente são recuperadas após várias amostras de urina permiana de maior volume serem extraídas. O esperma será coletado na parte inferior dos tubos em amostras de maior volume quando não for incomodado. Amostras concentradas de esperma saudável são altamente motile e perdem atividade à medida que sua concentração diminui. Machos saudáveis podem produzir até 50 μL de esperma concentrado.</li>
	</ol></li>
	<li>Coleção gamete feminina<ol>
<li>Depois de obter e confirmar uma amostra de esperma saudável, anestesia o axolotl feminino injetado no HCG como na etapa 2.1.1.</li>
		<li>Coloque a fêmea totalmente anestesiada em toalhas de papel úmidas nas costas.</li>
		<li>Extrair ovos não fertilizados da fêmea usando um movimento de mão semelhante ao da etapa 2.2.4.</li>
		<li>Cole os ovos usando fórceps molhados e transfira-os para uma placa de petri de 10 cm. Trate óvulos com esperma irradiado dentro de 15 minutos de coleta.</li>
	</ol></li>
	<li>Preparação masculina de gamete e ativação in vitro<ol>
<li>Use uma pipeta P10 ou P20 para pipetar o esperma para cima e para baixo, quebrando os aglomerados para formar uma suspensão homogênea.</li>
		<li>Aproxima-se da porcentagem de esperma tomo colocando uma gota de 0,5 μL de suspensão de esperma não diluído em uma tampa de placa de petri ou slide de vidro e examinando com um microscópio invertido.</li>
		<li>Adicione 9,5 μL da solução modificada do Ringer de Marc (MMR; Tabela de Materiais) a esta amostra para fazer uma diluição de esperma 20x. Gentilmente pipette para cima e para baixo para misturar.</li>
		<li>Com um microscópio invertido, conte o esperma em três gotas de 1,0 μL da alíquota diluída de 20x em uma tampa de placa de petri ou hemocímetro para estimar a concentração de espermatozoides da suspensão não diluída.</li>
		<li>Prepare o esperma para irradiação diluindo uma alíquota da amostra original de esperma tonal para cerca de 80.000 células motile/mL em 0,1x RM estéreis.</li>
		<li>Conte o número de óvulos obtidos nos últimos 15 minutos. Adicione 0,5 μL do esperma recém-diluído da etapa 2.4,5 por óvulo a uma placa de petri. Use a ponta da pipeta para espalhar esta suspensão em uma camada de 1 mm de espessura.</li>
		<li>Usando um elevador de plástico, coloque a amostra de 4 cm das lâmpadas de um cruzador de 254 nm. Inative geneticamente o esperma irradiando a amostra com 800.000 uJ/mm2.</li>
		<li>Usando uma pipeta P10, pipeta a suspensão sobre os óvulos não fertilizados, revestindo cada óvulo com 0,25-0,5 μL de esperma irradiado. Deixe os ovos sentarem-se à temperatura ambiente por 30 min.</li>
		<li>Após 30 min, inundar os ovos com 0,1x MMR. Coloque imediatamente os ovos em uma incubadora de 8-10 °C para injeções no dia seguinte ou a 18 °C para injeções dentro de 7 horas após a ativação (hpa).</li>
		<li>Degeleia haploides usando fórceps afiados 30 min após a hidratação. Coloque imediatamente os ovos em uma incubadora de 8-10 °C para injeções no dia seguinte ou a 18 °C para injeções no mesmo dia.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Mutagênese e Manutenção haploides
<ol><li>Microinjeçãos CRISPR/Cas9<ol>
<li>Design sgRNAs usando CRISPRscan e sintetizar26,27.</li>
		<li>Para mutação multiplex, prepare um estoque de 5 sgRNAs (10 ng/μL para cada sgRNA) e proteína Cas9 (1 μg/μL). Prepare uma diluição de 100 vezes deste estoque (0,1 ng/μL por sgRNA, 10 ng/μL Cas9) para injeção. Para um gene único, a mutação de alta frequência de mutação, siga o protocolo descrito anteriormenteem 28.</li>
		<li>Injete embriões haploides no estágio 7 hpa de célula única se armazenado a 18 °C ou injete embriões no dia seguinte no estágio celular 2-8 se forarmazenado a 8-10 °C.</li>
		<li>Transfira os embriões para 1,0x MMR com 20% de polisucrose 400.</li>
		<li>Se uma única célula, injete cada embrião com uma gota de 5 nL da solução de injeção (aproximadamente 1/4 raio do ovo) contendo uma massa total de 0,5 pg/sgRNA e 50 pg proteína Cas9. Se multicelular, distribua esta massa injetando volumes menores em múltiplas células.</li>
		<li>Permita que os embriões se curem na polisucrose 400 por uma mínima de 4h e máxima de 18 h a 18 °C.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Habitação de embrião haploide<ol>
<li>Transfira os embriões para 0,1x MMR com antibiótico-antimicótico.</li>
		<li>Abrigar cada embrião em um poço individual de uma placa de 24 poços, como alguns morrerão ou se desenvolverão anormalmente. Mantenha-se em 16-18 °C. Temperaturas mais baixas podem ser usadas para prolongar o desenvolvimento, se necessário.</li>
		<li>Substitua a mídia por mmr fresco 0,1x por antibiótico-antimicótico a cada dois dias.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Preparação do embrião do hospedeiro diploide
<ol><li>Mantenha os embriões no revestimento de geleia de 12 a 16 °C até chegarem ao estágio 22 a 26.</li>
	<li>Colete os embriões prontos para enxerto, coloque-os dentro de uma peneira (tamanho de malha de 4 mm) e enxágue-os suavemente com 40% de solução de Holtfreter.</li>
	<li>Transfira os embriões para o filtro esterilizado 0,1x MMR contendo 1,5% de alvejante por até 2 min. submerga completamente os embriões na solução de alvejante e gire-os suavemente para garantir que o revestimento de geleia faça contato total com a solução de alvejante para matar os micróbios presentes nos embriões.</li>
	<li>Após 2 min, diluir a solução alvejante contendo os embriões com um volume igual de MMR esterilizado por filtro0,1x.</li>
	<li>Despeje suavemente os embriões em uma peneira higienizada (tamanho de malha de 4 mm) e enxágue os embriões cinco vezes com mmr esterilizado pelo filtro 0,1x.</li>
	<li>Coloque os embriões em pratos de petri estéreis de 10 cm com 0,1x MMR com antibióticos para desjellying (penicilina 100 unidades/mL, estreptomicina 100 μg/μL, 0,25 μg/mL, gentamicina 25 μg/mL).</li>
	<li>um estereótipo fluorescente, remova as camadas de geleia e membranas de vitellina de embriões GFP+ usando fórceps afiados (dimensões de ponta 0,05 x 0,01 mm2).</li>
	<li>Transfira os embriões GFP+ para uma nova placa de petri. Minimize a quantidade de líquido transferido da placa de petri onde eles foram desembolsados.</li>
	<li>Enxágüe os embriões hospedeiros GFP+ com MMR estéril de 0,1x com antibióticos de quatro a seis vezes para remover contaminantes.</li>
	<li>Coloque os embriões limpos a 4 °C durante a noite antes de enxertar. NOTA: O resfriamento dos embriões os torna mais rígidos e limpos separação do mesoderme do endódrmevio viável.</li>
</ol>5. Haploid-diploid Chimera Generation
<ol><li>Preparação cirúrgica de pratos e mídia<ol>
<li>Prepare pratos cirúrgicos estéreis derramando 2% de agarose autolava em 0,1x MMR em pratos de petri de 35 mm estéreis. Encha as placas de petri no meio do caminho com agarose.</li>
		<li>Depois que a agarose esfria, use um bisturi estéril para cortar um cocho inclinado de 25 mm de comprimento na agarose para manter os embriões no lugar.</li>
		<li>Encha o prato com mídia cirúrgica estéril (0,1x MMR com anti-micoplasma 2,5 μg/mL, amphoticina B 0,25 μg/mL, e ciprofloxacina 10,0 μg/mL) e refrigeração a 4 °C.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Procedimento de enxerto de embriões<ol>
<li>Coloque um doador de haploide saudável com um ou dois embriões de hospedeiro gfp+ compatíveis com estágio dentro do cocho da prato operacional pré-refrigerado contendo mídia cirúrgica (Figura 3). NOTA: Realize o procedimento em um estágio de resfriamento (10 °C ou inferior) se possível.</li>
		<li>Use dois fórceps ultrafinos e autocelavos (ponta reta, dimensões de ponta 0,05 x 0,02 mm2) para remover as camadas de ectoderme e mesoderme do hospedeiro com o botão do membro perto do centro(Figura 4). NOTA: A região de enxerto de tecido retangular abrange o broto do membro e estende-se do nono somite à metade posterior da protuberância da brânquia, cerca de 2 mm, ao longo do eixo posterior anterior. Ao longo do eixo dorsoventral, a região enxertada abrange aproximadamente 1,5 mm, incluindo os somitas para um pouco além da borda ventral da protuberância da brânquia. A região enxertada inclui todo o mesoderme de placa lateral e as metades laterais dos somitas, sem perturbar o endódrio subjacente. Veja a Figura 4 e o vídeo que acompanha para obter detalhes.</li>
		<li>Reserve o tecido hospedeiro e remova uma folha de tecido de tamanho equivalente do doador haploide usando os mesmos métodos.</li>
		<li>Coloque a folha de tecido dodoador haploide na região correspondente do embrião doador.</li>
		<li>Proteja o tecido cobrindo-o com um fragmento de vidro retangular autocolado de um vidro de cobertura de microscópio esmagado e pressionando-o suavemente para o corpo do embrião hospedeiro.</li>
		<li>Inverta o embrião doador haploide para o outro lado para colher o broto do membro para o segundo embrião hospedeiro. Repita os passos 5.2.2 a 5.2.5.</li>
		<li>Remova cuidadosamente o excesso restante de tecidos hospedeiros e o embrião doador do prato.</li>
		<li>Deixe os enxertos com as âncoras de caco de vidro no lugar por 60-75 min, verificando a cada 20 min para garantir que o vidro não tenha escorregado.</li>
		<li>Depois que os enxertos de tecido aderirem totalmente, use os fórceps para descascar lentamente as âncoras de cacos de vidro.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Manutenção de Quimera<ol>
<li>Transfira os embriões enenxertou para uma nova mídia cirúrgica e mantenha-os em 8-12 °C durante a noite para curar. Abrigar embriões individualmente enertados em placas de 12 ou 24 poços.</li>
		<li>Depois de 36-48 h, transfira os embriões enenxertou para estéril 0,1x antibiótico-antimicótico MMR. Os antibióticos fortes na mídia cirúrgica causam toxicidade em embriões enenxertos após 3 dias.</li>
		<li>Substitua a mídia por mmr fresco sem e 0,1x MMR e antibióticos a cada 2-3 dias.</li>
		<li>Mantenha os embriões enenxertoados a 18 °C até que eles sejam capazes de alimentar28.</li>
		<li>Após 1 a 2 meses de desenvolvimento e cuidado, membros haploides podem ser pontuados por pureza do enxerto usando um microscópio de dissecação fluorescente. NOTA: A presença de tecido GFP não-neural ou não derivado do hospedeiro nos membros é um indicador de enxerto impuro e muitas vezes está associada ao desenvolvimento anormal dos membros. Esses animais devem ser excluídos de análises posteriores.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Kragl, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cells+keep+a+memory+of+their+tissue+origin+during+axolotl+limb+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Cells keep a memory of their tissue origin during axolotl limb regeneration.</a> Nature. 460 (7251), 60-65 (2009).</li>
<li>Maden, M., Goodwin, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experiments+on+developing+limb+buds+of+the+axolotl+Ambystoma+mexicanum%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Embryology+and+Experimental+Morphology%22%5BJournal%5D)">Experiments on developing limb buds of the axolotl Ambystoma mexicanum.</a> Journal of Embryology and Experimental Morphology. 57, 177-187 (1980).</li>
<li>McCusker, C. D., Diaz-Castillo, C., Sosnik, J., Phan, A. Q., Gardiner, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cartilage+and+bone+cells+do+not+participate+in+skeletal+regeneration+in+Ambystoma+mexicanum+limbs%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Cartilage and bone cells do not participate in skeletal regeneration in Ambystoma mexicanum limbs.</a> Developmental Biology. 416 (1), 26-33 (2016).</li>
<li>Brun, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+analysis+of+the+eyeless+mutant+in+the+mexican+axolotl+%28Ambystoma+mexicanum%29%5BTitle%5D)+AND+%22Integrative+and+Comparative+Biology%22%5BJournal%5D)">Experimental analysis of the eyeless mutant in the mexican axolotl (Ambystoma mexicanum).</a> Integrative and Comparative Biology. 18 (2), 273-279 (1978).</li>
<li>Lopez, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mapping+hematopoiesis+in+a+fully+regenerative+vertebrate%3A+the+axolotl%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Mapping hematopoiesis in a fully regenerative vertebrate: the axolotl.</a> Blood. 124 (8), 1232-1242 (2014).</li>
<li>de Both, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+Axolotl+Heads%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Transplantation of Axolotl Heads.</a> Science. 162 (3852), 460-461 (1968).</li>
<li>Harrison, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Some+Unexpected+Results+of+the+Heteroplastic+Transplantation+of+Limbs%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Some Unexpected Results of the Heteroplastic Transplantation of Limbs.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 10 (2), 69-74 (2006).</li>
<li>Fields, E., French, V., Bryant, P. J., Bryant, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((V+Pattern+regulation+in+epimorphic+fields%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">V Pattern regulation in epimorphic fields.</a> Science. 193 (4257), 969-981 (2013).</li>
<li>Gerber, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-cell+analysis+uncovers+convergence+of+cell+identities+during+axolotl+limb+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Single-cell analysis uncovers convergence of cell identities during axolotl limb regeneration.</a> Science. 362 (6413), (2018).</li>
<li>Knapp, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+transcriptional+profiling+of+the+axolotl+limb+identifies+a+tripartite+regeneration-specific+gene+program%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Comparative transcriptional profiling of the axolotl limb identifies a tripartite regeneration-specific gene program.</a> PloS One. 8 (5), e61352(2013).</li>
<li>Campbell, L. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+expression+profile+of+the+regeneration+epithelium+during+axolotl+limb+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Dynamics%3A+an+official+publication+of+the+American+Association+of+Anatomists%22%5BJournal%5D)">Gene expression profile of the regeneration epithelium during axolotl limb regeneration.</a> Developmental Dynamics: an official publication of the American Association of Anatomists. 240 (7), 1826-1840 (2011).</li>
<li>Bryant, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Tissue-Mapped+Axolotl+De+Novo+Transcriptome+Enables+Identification+of+Limb+Regeneration+Factors%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">A Tissue-Mapped Axolotl De Novo Transcriptome Enables Identification of Limb Regeneration Factors.</a> Cell Reports. 18 (3), 762-776 (2017).</li>
<li>Gardiner, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+expression+during+the+first+28+days+of+axolotl+limb+regeneration+I%3A+Experimental+design+and+global+analysis+of+gene+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Regeneration%22%5BJournal%5D)">Gene expression during the first 28 days of axolotl limb regeneration I: Experimental design and global analysis of gene expression.</a> Regeneration. 2 (3), 120-136 (2015).</li>
<li>Flowers, G. P., Timberlake, A. T., McLean, K. C., Monaghan, J. R., Crews, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Highly+efficient+targeted+mutagenesis+in+axolotl+using+Cas9+RNA-guided+nuclease%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Highly efficient targeted mutagenesis in axolotl using Cas9 RNA-guided nuclease.</a> Development. 141 (10), Cambridge, England. 2165-2171 (2014).</li>
<li>Smith, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Chromosome-Scale+Assembly+of+the+Enormous+%2832+Gb%29+Axolotl+Genome%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">A Chromosome-Scale Assembly of the Enormous (32 Gb) Axolotl Genome.</a> bioRxiv. , 373548(2018).</li>
<li>Nowoshilow, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+axolotl+genome+and+the+evolution+of+key+tissue+formation+regulators%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">The axolotl genome and the evolution of key tissue formation regulators.</a> Nature. 559 (7712), 50-55 (2018).</li>
<li>Fankhauser, B. Y. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Effects+of+Changes+in+Chromosome+Number+on+Amphibian+Development%5BTitle%5D)+AND+%22The+Quarterly+Review+of+Biology%22%5BJournal%5D)">The Effects of Changes in Chromosome Number on Amphibian Development.</a> The Quarterly Review of Biology. 20 (1), 20-78 (1945).</li>
<li>Malacinski, G. M., Brothers, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mutant+Genes+in+the+Mexican+Axolotl%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Mutant Genes in the Mexican Axolotl.</a> Science. 184 (4142), 1142-1147 (1974).</li>
<li>Armstrong, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gynogenesis+in+the+mexican+axolotl%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Gynogenesis in the mexican axolotl.</a> Genetics. 83 (4), 783-792 (1976).</li>
<li>Flowers, G. P., Sanor, L. D., Crews, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lineage+tracing+of+genome-edited+alleles+reveals+high+fidelity+axolotl+limb+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Lineage tracing of genome-edited alleles reveals high fidelity axolotl limb regeneration.</a> eLife. 6, 1-15 (2017).</li>
<li>Shalem, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome+-+scale+CRISPR+-+Cas9+knockout+screening+in+human+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Genome - scale CRISPR - Cas9 knockout screening in human cells.</a> Science. 343 (6166), 84-87 (2014).</li>
<li>Wang, T., Wei, J. J., Sabatini, D. M., Lander, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+Screens+in+Human+Cells+Using+the+CRISPR-Cas9+System%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Genetic Screens in Human Cells Using the CRISPR-Cas9 System.</a> Science. 343 (6166), 80-84 (2014).</li>
<li>Yin, Z., Chen, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simple+Meets+Single%3A+The+Application+of%5BTitle%5D)+AND+%22CRISPR%2FCas9+in+Haploid+Embryonic+Stem+Cells.+Stem+Cells+International%22%5BJournal%5D)">Simple Meets Single: The Application of.</a> CRISPR/Cas9 in Haploid Embryonic Stem Cells. Stem Cells International. 2017, 1-6 (2017).</li>
<li>Khattak, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimized+axolotl+%28Ambystoma+mexicanum%29+husbandry%2C+breeding%2C+metamorphosis%2C+transgenesis+and+tamoxifen-mediated+recombination%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Optimized axolotl (Ambystoma mexicanum) husbandry, breeding, metamorphosis, transgenesis and tamoxifen-mediated recombination.</a> Nature Protocols. 9 (3), 529-540 (2014).</li>
<li>Vachon, P., Zullian, C., Dodelet-Devillers, A., Roy, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+the+anesthetic+effects+of+MS222+in+the+adult+Mexican+axolotl+%28Ambystoma+mexicanum%29%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Medicine%3A+Research+and+Reports%22%5BJournal%5D)">Evaluation of the anesthetic effects of MS222 in the adult Mexican axolotl (Ambystoma mexicanum).</a> Veterinary Medicine: Research and Reports. 7, 1-7 (2016).</li>
<li>Montague, T. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+Mutagenesis+by+Cas9+Protein-Mediated+Oligonucleotide+Insertion+and+Large-Scale+Assessment+of+Single-Guide+RNAs%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Efficient Mutagenesis by Cas9 Protein-Mediated Oligonucleotide Insertion and Large-Scale Assessment of Single-Guide RNAs.</a> PLoS One. 9 (5), (2014).</li>
<li>Moreno-Mateos, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CRISPRscan%3A+designing+highly+efficient+sgRNAs+for+CRISPR-Cas9+targeting+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">CRISPRscan: designing highly efficient sgRNAs for CRISPR-Cas9 targeting in vivo.</a> Nature Methods. 12 (10), 982-988 (2015).</li>
<li>Kumar, A., Simon, A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKumar%2C+A+%22Salamanders+in+Regeneration+Research%3A+Methods+and+Protocols%22">Salamanders in Regeneration Research: Methods and Protocols</a>. , Humana Press. New York, NY. (2015).</li>
<li>Hronowski, L., Gillespie, L. L., Armstrong, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+Survival+of+Haploids+of+the+Mexican+Axolotl%2C+Ambystoma+mexicanum%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Zoology%22%5BJournal%5D)">Development and Survival of Haploids of the Mexican Axolotl, Ambystoma mexicanum.</a> Journal of Experimental Zoology. 209, 41-47 (1979).</li>
<li>Schreckenberg, G. M., Jacobson, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Normal+stages+of+development+of+the+axolotl%2C+Ambystoma+mexicanum%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Normal stages of development of the axolotl, Ambystoma mexicanum.</a> Developmental Biology. 42 (2), 391-399 (1975).</li>
<li>Hertwig, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beitrage+Zum+Determinations-+Und+Regenerationsproblem+Mittels+Der+Transplantation+Haploidkerniger+Zellen%5BTitle%5D)+AND+%22Archiv+f.+Entwicklungsmechanik%22%5BJournal%5D)">Beitrage Zum Determinations- Und Regenerationsproblem Mittels Der Transplantation Haploidkerniger Zellen.</a> Archiv f. Entwicklungsmechanik. 111, 292-316 (1927).</li>
<li>Fei, J. -F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+gene+knockin+in+axolotl+and+its+use+to+test+the+role+of+satellite+cells+in+limb+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Efficient gene knockin in axolotl and its use to test the role of satellite cells in limb regeneration.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (47), 12501-12506 (2017).</li>
</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Existem alguns passos críticos em nosso protocolo para gerar quimeras haplóide-ddiploide que o técnico operacional deve considerar para resultados consistentes de enxerto.
A razão mais provável para a geração haploide falhar é devido às más condições de ativação in vitro. As quantidades adequadas de espermatozoides motile devem ser usadas para ativar óvulos. Para prolongar a motilidade, as amostras de esperma devem ser sempre mantidas a 4 °C. Antes de aplicar qualquer amostra de esperma aos óv...

Historicamente, o enxerto de tecido embrionário em anfíbios tem sido uma técnica importante para explorar mecanismos fundamentais de biologia e regeneração do desenvolvimento. O axolotl, uma espécie de salamandra, possui uma impressionante capacidade de regenerar tecidos e estruturas complexas, como membros e órgãos após lesões ou amputação. Da mesma forma impressionante, eles podem receber, sem rejeição, enxertos teciduais de outros indivíduos nos estágios embrionário, juvenil e adulto1,2,3. Regiões de embriões que produzem estruturas inteiras como membros, caudas, olhos e cabeças, e tecidos mais específicos, como neuroectoderme e somitas, podem ser enxertados entre embriões para produzir animais quiméricos1,2,4,5,6. Por quase um século, estudos desses animais quiméricos têm proporcionado insights cruciais sobre regeneração, diferenciação tecidual, controle de tamanho e padronização1,7,8.
Na última década, inúmeros estudos transcricionais de tecidos regeneradores produziram insights sobre os programas genéticos subjacentes à regeneração da salamandra9,10,11,12,13. Esses estudos se somaram a uma lista crescente de genes candidatos que, até o momento, são em grande parte descaracterizados no contexto da regeneração. Técnicas de mutagênese direcionadas, como crispr/cas, agora permitem a investigação de tais genes, e tais abordagens genéticas são muito facilitadas pelo sequenciamento recente e montagem do grande genoma axolotl14,15,16.
Buscamos desenvolver técnicas que acoplassem biologia clássica ao desenvolvimento com novas tecnologias genéticas com o objetivo de dissecar os mecanismos de regeneração. Métodos para gerar embriões haploides de axolotis e outros salamandras foram estabelecidos há décadas17. Embora essas técnicas tenham sido apontadas há muito tempo como vantagens dos salamandras como organismos modelo genéticos18, poucos estudos genéticos subsequentes incorporaram animais haploides. Usamos ativação in vitro no axolotl para produzir embriões haploides que servem como doadores de tecidos para enxerto19. Usando embriões que carregam marcadores genéticos fluorescentes, criamos métodos confiáveis para gerar membros derivados quase inteiramente de tecidos doadores(Figura 1A). Ao combinar essas duas técnicas, contornamos a letalidade embrionária tardia associada à haploide, permitindo a produção de membros heplóides totalmente desenvolvidos e enxertados(Figura1B, Figura 1Be Figura 2).
Ao conduzir a mutagênese mediada crispr/cas em embriões haploides antes do enxerto para criar axolotos quiméricos com membros haploides mutantes, podemos investigar a função genética especificamente dentro do contexto de desenvolvimento e regeneração dos membros. Isso permite o resgate de membros de fenótipos mutantes potencialmente embrionários-letais. Enquanto a microinjeção CRISPR/Cas pode gerar animais altamente mutantes, esses animais são tipicamente altamente mosaicos, com algum grau de retenção de alelos de tipo selvagem e uma variedade de mutações distintas em locais alvo14,20. A mutagênese à base de CRISPR em células haploides aumenta a penetração de mutações de perda de função de alelo único, pois não podem ser mascaradas por alelos do tipo selvagem retidos. Por essa razão, o rastreamento à base de CRISPR em linhas de células haploides é cada vez mais usado para investigar a base genética de muitos processos celulares21,22,23. Combinando rastreamento de linhagem à base de CRISPR com nossos protocolos de enxerto de bud alheio haploide, a abordagem descrita aqui pode servir como uma plataforma para telas genéticas haploides em animais vivos20.

<table><tbody><tr><td>#55 Dumont Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-1</td><td>Use apenas material Dumostar (pode ser autoclavado)</td></tr><tr><td>Anfotericina B</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A2942-20ML</td><td>20 mL</td></tr><tr><td>Antibiótico-Antimicótico 100x</td><td>Thermo Fisher</td><td>15240062</td><td></td></tr><tr><td>Ciprofloxacina</td><td>Sigma Aldrich</td><td>17850-5G-F</td><td></td></tr><tr><td>Ficoll 400 (polissacarose 400)</td><td>bioworld</td><td>40600032-3</td><td>Ficoll 400</td></tr><tr><td>Gentamicin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G1914-250MG</td><td></td></tr><tr><td>Incubadora de Aquecimento/Resfriamento</td><td>RevSci</td><td>RS-IF-233</td><td></td></tr><tr><td>Gonadotrofina Coriônica Humana</td><td>Merk</td><td></td><td>Chorulon</td></tr><tr><td>Megascript T7 Kit de Transcrição</td><td>Thermo Fisher</td><td>AM1334</td><td>40 reações</td></tr><tr><td>Miroscópio Estágio de Resfriamento</td><td>Brook Industries</td><td>Proteína</td><td></td></tr><tr><td>PNAbio</td><td>CP01-200</td> de<td>NLS Cas9</td> feita sob encomenda <td>4 tubos de ensaio de 50 &micro; g proteína cada</td></tr><tr><td>Plasmocin</td><td>Invivogen</td><td>ant-mpt-1</td><td>Nível de tratamento</td></tr><tr><td><forte>Receitas</forte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1,0x Solução de Ringer modificada de Marc (MMR)</td><td></td><td></td><td>0,1 M NaCl, 2 mM KCl, 1 mM MgSO4, 2 mM CaCl2, 0,1 mM EDTA, 5 mM HEPES (pH 7,8), ph 7,4</td></tr> Solução <tr><td>de</td><td></td><td></td> Holtfreter a 40% <td>20 mM NaCl, 0,2 mM KCl, 0,8 mM NaHCO3, 0,2 mM CaCl2, 4 mM MgSO4, pH a 7,4</td></tr></tbody></table>

geração de axolotis quiméricos com membros haploides mutantes através de enxerto embrionário

Generation of Chimeric Axolotls with Mutant Haploid Limbs Through Embryonic Grafting

Um conjunto crescente de técnicas e recursos genéticos permite aos pesquisadores sondar as origens moleculares da capacidade de algumas espécies de salamandras, como axolotlas, de regenerar membros inteiros como adultos. Aqui, delineamos técnicas usadas para gerar axolotas quiméricas com membros dianteiros haploides haploides mutagenizados cas9 que podem ser usados para explorar a função genética e a fidelidade da regeneração dos membros. Combinamos várias técnicas embrionárias e genéticas, incluindo geração haploide via ativação in vitro, mutagênese CRISPR/Cas9 e enxerto de tecido em um protocolo para produzir um sistema único para triagem genética haploide em um organismo modelo de regeneração. Essa estratégia reduz o número de animais, espaço e tempo necessários para a análise funcional dos genes na regeneração dos membros. Isso também permite a investigação de funções específicas de regeneração de genes que podem ser necessárias para outros processos essenciais, como organogênese, morfose tecidual e outros processos embrionários essenciais. O método descrito aqui é uma plataforma única para a realização de triagem genética haploide em um sistema de modelo vertebrado.

O desenvolvimento de embriões haploides pode ser distinguido de embriões diploides pelo fenótipo29da sua "síndrome haploide". Em estágio de enxerto, os embriões haploides exibem curvatura reduzida ao longo do eixo anterior-posterior e cerco incompleto do plugue de gema (Figura 3A). Um microscópio fluorescente pode ser usado para garantir que os embriões haploides estejam livres de expressão gfp paternalmente derivada<s...

Este objetivo deste protocolo é produzir axolotos quiméricos com membros dianteiros haploides derivados de tecido doador mutagenizado de Cas9 usando técnicas de enxerto de tecido embrionário.

Geração de Axolotis Quiméricos com Membros Haploides Mutantes através de enxerto embrionário

A growing set of genetic techniques and resources enable researchers to probe the molecular origins of the ability of some species of salamanders, such as ...

Este protocolo permite a produção de membros haploides mutagenizados que podem ser usados para triagem genética no axolotl. Em haploides, mesmo mutagênese de baixo nível pode produzir perda de fenótipos de função dentro das células. Esta técnica de enxerto também pode ser usada para resgatar fenótipos letais embrionários.Este método pode ser usado para estudar a regeneração em qualquer espécie anfíbia que seja amenável à fertilização in vitro e enxerto. Antes de usar embriões haploides como doadores, recomendamos praticar e confirmar o sucesso dos enxertos entre os embriões diploides positivos e negativos. Para a preparação do doador de gameta feminino, anestesiar uma axolotl feminina RFP branca ou branca sexualmente madura para servir como doadora de gameta.Após confirmar a falta de resposta à simulação da dor, use uma seringa de insulina calibre 30 para injetar 0,15 mililitros de gonadotropina coriônica humana na musculatura dorsal para o membro traseiro. Insira a seringa em um ângulo de 45 graus até a linha média para evitar o contato com a medula espinhal. Coloque o animal injetado na solução fresca de 40% holtfreter e transfira o axolotl para uma geladeira de 8 a 12 graus Celsius por 48 horas.Em seguida, volte a fêmea à temperatura ambiente. Enquanto a fêmea está colocando ovos, coloque um macho totalmente anestesiado na posição supina em toalhas de papel úmido sob um microscópio dissecando e posicione a ponta de uma pipeta P1000 na base da cloaca com a mão dominante. Coloque o outro indicador e o polegar de dois a três centímetros rostral para a pelve e aperte suavemente o animal enquanto move os dedos em direção às pernas traseiras para liberar as amostras de urina espergênicas coletando cada amostra em um novo tubo de microcentrifuuge.Em seguida, transfira cinco microlitros de cada amostra para uma placa de Petri para inspecionar a qualidade do esperma usando um microscópio invertido. Após a contagem, dilui o esperma para uma concentração de oito vezes 10 para a quarta célula por mililitro em 0,1X mmr estéril e transferir 0,5 microliters de células espermatozoides por óvulo para uma nova placa de Petri. Em seguida, use a ponta da pipeta para espalhar a suspensão para uma camada de um milímetro de espessura e use um elevador plástico para colocar a amostra a quatro centímetros das lâmpadas de um crosslinker de 254 nanômetros para irradiação em oito vezes 10 para o quinto microjoules por milímetro quadrado.Depois de coletar uma amostra saudável de esperma, coloque a fêmea na posição supina em uma pilha de toalhas de papel úmidas e use um movimento de descarga semelhante para extrair óvulos não fertilizados da axolotl fêmea. Em seguida, use fórceps molhados para transferir os ovos para uma placa de Petri de 10 centímetros. Dentro de 15 minutos após a coleta, use uma pipeta P10 para distribuir o esperma irradiado sobre os óvulos não fertilizados que cobrem cada óvulo com 0,25 a 0,5 microliters de esperma inativado.Depois de permitir que os ovos fiquem em temperatura ambiente por 30 minutos, inunde os ovos com 0,1X MMR. Trinta minutos após a hidratação, use fórceps afiados para desapropriar os ovos e coloque os ovos a 18 graus Celsius para microinjeção dentro de sete horas. Para gerar uma quimera haploide-diploide, coloque um doador haploide saudável com um ou dois estágios combinados GFP embriões diploides diploides positivos dentro do cocho de um prato operacional pré-refrigerado contendo meio cirúrgico em um estágio de resfriamento de 10 graus Celsius ou inferior.Use duas fórceps de ponta reta autoclavadas ultra finas para remover todo o botão do membro e as camadas de tecido ectoderm circundante e mesoderm e reserve o tecido hospedeiro. Remova uma baia de tecido de tamanho equivalente do doador de haploide e coloque a baia de tecido do doador haploide na região correspondente do embrião hospedeiro. Fixar o tecido com um fragmento de vidro retangular autoclaved de um vidro de microscópio esmagado e pressione suavemente o tecido no corpo do embrião hospedeiro.Deixe a âncora no lugar por 60 a 75 minutos verificando a cada 20 minutos para confirmar que o vidro não escorregou antes de usar as fórceps para retirar o fragmento da tampa. Transfira os embriões engrafados para um meio cirúrgico fresco, permitindo que eles se curem a 8 a 12 graus Celsius durante a noite antes de abrigar os embriões engrafados individualmente em placas de 12 ou 24 poços. 38,7% dos oócitos desenvolveram-se em embriões haploides normalmente desenvolvidos.Na fase de enxerto, os embriões haploides exibem uma curvatura reduzida ao longo do eixo anterior-posterior e um gabinete incompleto do plugue de gema. Além disso, um microscópio fluorescente pode ser usado para confirmar que os embriões haploides estão livres da expressão GFP derivada paternamente. Enxertos impuros e falhos produzem uma variedade de fenótipos.Quando os enxertos são limpos e normalmente desenvolvidos, a expressão GFP deve ser limitada principalmente ao plexo braquial, a rede neural derivada da medula espinhal hospedeira. A expressão de GFP pontual também está presente em células únicas que parecem ser neurônios sensoriais em células hospedeiras derivadas do sangue que migram para o membro em desenvolvimento. Quando os doadores positivos de RFP são usados, os membros do enxerto haploide exibem uma expressão universal de RFP.Durante todo o desenvolvimento, membros haploides não mutagenizados são significativamente mais curtos do que os membros dianteiros diploides opostos em animais quiméricos. Membros haploides não mutagenizados se regeneram totalmente, embora demonstrem um pequeno atraso em alcançar o estágio de crescimento digital em comparação com os diploides. Lembre-se de usar técnica estéril e remova e substitua completamente as camadas completas de tecido de mesoderm e ectoderm do hospedeiro embrionário, a fim de produzir um membro limpo mente enxertado.Membros mutantes podem ser amputados e pontuados para fenótipos de regeneração. Alelos mutantes podem ser quantificados com sequenciamento de próxima geração. Combinada com mutagênese CRISPR-Cas9, nossa técnica de enxerto nos permitiu conduzir uma tela de seleção negativa de genes-alvo na regeneração de membros haploides.

generation-chimeric-axolotls-with-mutant-haploid-limbs-through

Research

JoVE Journal

Genetics

Genética

Um guia passo-a-passo para a geração de embriões alvo zebrafish quimérico de transplante em fase de blástula ou gástrula.

A criação de embriões quiméricos Zebrafish por Transplante

Zebrafish transplante de células permite a combinação de genética e da embriologia para gerar quimeras tecidos específicos. Este vídeo demonstra gástrula encenado transplantes de células que têm permitido o nosso laboratório para investigar o papel das populações astroglial e pistas de orientação específica durante a formação da comissura no prosencéfalo.

Tecido alvo quimeras embrionárias: Zebrafish celular Gástrula Transplante

Devido ao córion duro e macio embriões, manipulação de embriões medaka está mais envolvido do que em zebrafish. Este vídeo mostra passo-a-passo os procedimentos de como manipular embriões medaka, incluindo dechorionation, montagem em agarose para a imagem latente e transplante de células para a produção de quimeras. Estes procedimentos são essenciais para a utilização medaka zebrafish e em um laboratório para tirar o máximo proveito de seus recursos complementares para a análise genética de...

Dechorionation de Embriões Medaka e Transplante de Células de Geração de Quimeras

Ao enxertar grânulos embebidos em fatores de crescimento ou inibidores específicos de vias de sinalização em embriões em desenvolvimento, é possível testar diretamente seus efeitos in vivo. Neste protocolo, grânulos são enxertados no broto do membro para determinar os efeitos dessas moléculas na expressão gênica e na transdução de sinal.

Alongamento das Beads em Desenvolvimento de frango Limbs embrião para Identificar caminhos da transdução de sinal que afeta Gene Expression

Genes essenciais para a sobrevivência colocam obstáculos técnicos para a criação de linhas de mutantes. Saltos contorna a letalidade combinando genoma edição com transplante de células de germes primordial para criar animais selvagem-tipo carregando mutações do germline. Saltos também permite a geração eficiente de homozigotos mutantes nulos na geração1 F. Aqui, o passo de transplante é demonstrado.

Transplante de células de germes primordial para baseado em CRISPR/Cas9 saltos em Xenopus

Aqui apresentamos os protocolos de ecocardiografia para aquisição de imagens bidimensionais e tridimensionais do coração pulsante de salamandra axolotl (Ambystoma mexicanum), uma espécie de modelo na regeneração do coração. Estes métodos permitem a avaliação longitudinal da função cardíaca em uma alta resolução spatiotemporal.

Ecocardiografia 2D e 3D no Axolotl (Ambystoma Mexicanum)

É apresentado aqui um protocolo para executar a batida-para fora do gene tempo-e espaço-restrito em cordas espinais do Axolotl injetando o complexo de CAS9-gRNA no canal central da medula espinal seguido pelo Electroporation.

Gene direto knock-out de células-tronco neurais da medula espinhal Axolotl via eletroporação de complexos de proteína-gRNA CAS9

Este artigo descreve como realizar um método cirúrgico para inibir a formação de epiderme de feridas durante a regeneração do membro axolotl, suturando imediatamente a pele de espessura total sobre o plano de amputação. Este método permite que os pesquisadores investiguem os papéis funcionais da epiderme da ferida durante os estágios iniciais da regeneração dos membros.

Inibição da Formação de Epiderme ferida através de cirurgia de retalho de pele completa durante a regeneração do membro axolotl

Membros recombinantes são um poderoso modelo experimental que permite estudar o processo de diferenciação celular e a geração de padrões sob a influência de sinais embrionários. Este protocolo apresenta um método detalhado para a geração de membros recombinantes com células mesodérmicas de membros de frango, adaptáveis a outros tipos celulares obtidos de diferentes organismos.

Ensaio de membros recombinantes de frango para entender morfogênese, padronização e primeiros passos na diferenciação celular

Apresenta-se um protocolo para cirurgia de osteotomia femoral com o uso de fixação interna em axolotes maduros. O procedimento pode ser utilizado para realizar estudos comparativos sobre regeneração de membros e consolidação de fraturas em anfíbios aquáticos.

Estabilização de uma osteotomia de fêmur com fixação de placa em Ambystoma mexicanum

Neste protocolo, mostramos como preparar tecido de axolote para microscopia de força atômica (AFM) e realizar medições de indentação na cartilagem intacta e em regeneração.

Medições de Microscopia de Força Atômica de Cartilagem em Membros de Axolote Intactos e em Regeneração

Aprenda a produzir axolotes quiméricos com membros haploides mutagenizados através de enxerto embrionário. Esta técnica permite triagem genética e estudo da regeneração em anfíbios.

Geração de Axolotis Quiméricos com Membros Haploides Mutantes através de enxerto embrionário

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