Name: Um modelo pré-clínico para avaliar a recuperação do cérebro após acidente vascular cerebral agudo em ratos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-11-06T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 15 s
Description: Aprenda a estabelecer um modelo pré-clínico de AVC isquêmico em ratos usando oclusão/reperfusão da artéria cerebral média. Este método validado permite avaliar a recuperação neurológica e o volume do infarto cerebral ao longo de 90 dias.

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Este trabalho foi apoiado pela National Natural Science Foundation of China (81603315, 81603316), Key R & D plano da província de Jiangxi na China (20171ACH80001), projetos de cooperação industrial e acadêmica em faculdades e universidades da província de Fujian em China (2018Y41010011).

O procedimento e o uso de indivíduos animais foram aprovados pelo Instituto Nacional de Saúde para o cuidado e uso de animais de laboratório. Este protocolo é ajustado especificamente para os testes de oclusão/refusão da artéria cerebral média (MCAO/R) e função sensóriomotora.
1. Design experimental e agrupamento
<ol><li>Use um modelo mcao/r de rato para rastrear um método de modelo isquêmico cerebral de rato com lesão cerebral mais grave e maior relação de sucesso do modelo usando a pontuação de Longa e coloração TTC.<ol>
<li>Realize o experimento em ratos sprague-dawley machos pesando 260 a 330 g que têm 7 a 9 semanas de idade. O peso real do rato é de 275 ± 15 g para 275 g, 300 ± 10 g para 300 g, e 320 ± 10 g para 320 g.</li>
		<li>Use os seguintes sete agrupamentos (peso, tipo do parafuso da linha, tempo do infarto): grupo 1 com 15 ratos (275 g, 2636, 2 h); grupo 2 com 15 ratos (275 g, 2636, 3 h); grupo 3 com 15 ratos (275 g, 2838, 2 h); grupo 4 com 15 ratos (275 g, 2838, 3 h); grupo 5 com 13 ratos (300 g, 3040, 3 h); grupo 6 com 10 ratos (320 g, 3040, 3 h); grupo 7 com 13 ratos (300 g, 3043, 3 h).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Estude o estado de recuperação cerebral por coloração TTC e use testes de função sensóriomotor adequados para indicar os déficits funcionais de longo prazo pelo teste bilateral de assimetria, teste de caminhada em grade, teste de rotarod e teste de corda de elevação após 1, 35, 60, 90 dias de MCAO/R.<ol>
<li>Use ratos sprague-dawley masculinos pesando 300 ± 10 g que são 8-9 semanas de idade.</li>
		<li>Use os seguintes cinco agrupamentos: um grupo de controle (normal) com 20 ratos; um grupo de 1 dia com 16 ratos; um grupo de 35 dias com 16 ratos; um grupo de 60 dias com 17 ratos; e um grupo de 90 dias com 19 ratos.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Após a pontuação do Longa na etapa 1.1 ou testes funcionais sensóriomotores na etapa 1.2, anestesiar e decapitar todos os ratos para coloração TTC.</li>
</ol>2. Estabelecimento de um modelo unilateral mcao/r em ratos9
NOTA: Durante a operação, use os microfóricos suavemente para evitar a quebra do vaso sanguíneo. Evite danos aos nervos e outros vasos sanguíneos no pescoço do rato quando o vaso está isolado. Devem ser tomados cuidados para apresentar técnica asséptica adequada para todos os procedimentos cirúrgicos de sobrevivência. A técnica ilustrada mais tarde no vídeo deve ser praticada através de todo o procedimento.
<ol><li>Ao longo da cirurgia, manter a temperatura corporal dos ratos em 37,0 ± 0,5 °C em um termostato pequeno animal. Prepare quatro suturas de 6 cm 5-0.</li>
	<li>Defina a taxa de fluxo de oxigênio de uma pequena máquina de anestesia animal (com um dispositivo de tratamento de gás residual) em 0,4-0,6 L/min e a concentração de isoflurano seja de 5%. Coloque o rato na máquina de anestesia.</li>
	<li>Depois que o animal desmaiou, coloque o rato em uma mesa de fixação cirúrgica. Conecte a boca do rato à máscara da máquina de anestesia (a taxa de fluxo de oxigênio permanece inalterada; ajuste a concentração de isoflurano para ser 3%). Confirme que o animal entrou na anestesia profunda observando uma falta de tensão nas extremidades, reflexos da córnea e dor.</li>
	<li>Corrija seus membros para se deitar na mesa de operação com bandagens de papel (ou outras ferramentas).</li>
	<li>Retire o revestimento do pescoço com uma máquina de barbear elétrica e esterilizar com 75% de álcool (iodophor é melhor). Consertar a boca do rato com um gancho.</li>
	<li>Corte 2-3 cm ao longo da forma longitudinal central do pescoço com tesoura oftalmológico.</li>
	<li>Separe a artéria carótida comum. Separe o músculo subcutâneo com fórceps oftálmicos. Use um retrator caseiro para expor totalmente o campo de visão. Depois de separar o músculo anterior da traqueia com fórceps oftalmológicos, separe ao longo do tendão sternocleidomastoide direito até que a artéria carótida comum seja visível.</li>
	<li>Isolar a artéria carótida comum, a artéria carótida externa e a artéria carótida interna com fórceps oftalmológicos. Ligate a artéria carótida comum (nó duro), artéria carótida externa longe do coração (nó duro), e artéria carótida interna (nó solto) com suturas 5-0. Forre a artéria carótida externa perto do fim do coração com suturas 5-0.</li>
	<li>Insira um parafuso de linha. Corte uma pequena abertura na artéria carótida externa usando tesoura oftalmológico e insira suavemente um parafuso de fio. Ligate a sutura da artéria carótida externa que tem sido em nó solto e cortar a artéria carótida externa.<ol>
<li>Solte o nó solto da artéria carótida interna e continue inserindo o parafuso de fio até o início da artéria cerebral média (sutura marcada). Em seguida, cortar o parafuso de linha exposta.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Após o tempo isquêmico é atingido (2-3 h), corrigir a fratura da artéria carótida externa com um microforceps, e gentilmente retirar o parafuso de linha com outro microforceps. Quando a extremidade dianteira do parafuso da linha é retirada completamente da artéria carótida interna, ligate a artéria carótida externa que foi alinhada com suturas 5-0, e retire então o parafuso da linha completamente.</li>
	<li>Solte a artéria carótida comum, e daub ~ 50.000 U de pó de sódio de penicilina na superfície da ferida para evitar a infecção. Sutura músculos subcutâneos e pele com 4 suturas.</li>
	<li>Dê ~ 0,2 mL de sosselo estéril para o rato por via oral usando uma seringa de 1 mL (injeção de SQ-PEN é melhor) para evitar a escassez de água pós-operatória depois de colocar o rato de volta para a gaiola.</li>
	<li>Escolha os animais após 24 horas de refusão de acordo com a pontuação10da Longa. Selecione animais com pontuação de Longa de 1 a 3 para a próxima coloração TTC no passo 1.1, e animais com pontuação de Longa de 2 a 3 para o estudo de 1, 35, 60, 90 dias no passo 1.2. NOTA: Pontuação de Longa10: 0 pontuação, sem déficit neurológico; 1 pontuação, falha em estender o foreclaw esquerdo; 2 pontuação, circulando para a esquerda; 3 pontuação, caindo para a esquerda; 4 pontuação, não pode andar espontaneamente e tem uma consciência deprimida.</li>
	<li>Analise a pontuação do Longa por ANOVA de sentido único. Os valores mostrados representam média ± S.D. P < 0,05 indicam diferença.</li>
</ol>3. Mancha ttc
NOTA: O molde e a lâmina da fatia do cérebro de rato devem pre-ser refrigerados em um refrigerador de -20 °C antes do uso para impedir a adesão causada por uma grande diferença de temperatura. Durante a coloração, evite a adesão entre as fatias cerebrais e a placa de cultura, o que pode resultar em coloração insuficiente.
<ol><li>Anestesie o rato por injeção intraperitoneal de hidrato de cloro de 400 mg/kg após a pontuação da Longa na etapa 1.1 ou testes funcionais sensóriomotores na etapa 1.2.</li>
	<li>Decapite o rato com tesoura cirúrgica ou com um aparato de decapitação de ratos. Retire o cérebro com tesoura cirúrgica e fórceps hemostáticos.</li>
	<li>Coloque o cérebro na geladeira em -20 °C por 30 min para facilitar o corte.</li>
	<li>Retire o cérebro da geladeira e coloque-o em molde pré-resfriado fatia do cérebro de rato. Corte o cérebro em seis seções consecutivas de 2 mm de espessura com uma lâmina pré-resfriada.</li>
	<li>Manchar as seções com 2% 5-triphenyl-2H-tetrazolium cloreto (TTC) em uma placa de cultura de 6 poços.</li>
	<li>Cultura as seções de 30 a 60 min a 37 °C em uma cama de agitação. Vire as seções a cada 10 min até que a área de isquemia cerebral e a área normal sejam claramente brancas e vermelhas.</li>
	<li>Forre as fatias do cérebro verticalmente, a fim da parte de trás para a frente do cérebro. Use uma régua para garantir que o comprimento total de cada linha é o mesmo. Tire fotos com câmera digital.</li>
	<li>Analise o volume do infarto.<ol>
<li>Pré-tratamento da foto com software photoshop<ol>
<li>Importe a foto usando photoshop CS6. 00:00-00:14</li>
			<li>Clique selecione para selecionar as fatias do cérebro, clique em Select | Inverso. 00:15-00:36</li>
			<li>Clique em primeiro plano para selecionar preto e clique OK. 00:37-00:42</li>
			<li>Pressione alt +excluir para preencher a cor de fundo, e CTRL +D para desmarcar. 00:43-00:46</li>
			<li>Clique no Arquivo | Economize para desktop. 00:47-01:08</li>
		</ol>
</li>
		<li>Pré-tratamento da foto com o software Image Pro Plus.<ol>
<li>Software Open Image Pro Plus 6.0 e importar a foto. 01:09-01:24</li>
			<li>Para modificação de defeitos, ajuste o brilho com a ferramenta de aprimoramento do contraste, para que o fundo seja preto. 01:25-01:37</li>
			<li>Use a ferramenta mediana no filtro para remover os destaques. 01:38-01:46</li>
		</ol>
</li>
		<li>Calcule a área do cérebro esquerda (normal) com o software Image Pro Plus<ol>
<li>Selecione a cor usando segmentação e ajuste o valor do H/S/I,de modo que as fatias do cérebro sejam separadas do fundo preto. 01:47-02:12</li>
			<li>Retorno à Contagem | Tamanho. 02:13-02:16</li>
			<li>Clique na Contagem | Divida objetos em eita para separar o cérebro da linha média. O software irá distinguir automaticamente as áreas do cérebro esquerdo e direito. 02:17-02:49</li>
		</ol>
</li>
		<li>Calcule a área cerebral do infarto certo com o software Image Pro Plus<ol>
<li>Implementar passo 3.8.1-3.8.2. 02:50-03:14</li>
			<li>Selecione contagem | Tamanho. 03:15-03:21</li>
			<li>Clique no Sorteio | Mesclar ferramenta objetos em Eit. Selecione manualmente a área isquêmica e clique em Contar para calcular a área isquêmica. 03:16-05:31</li>
		</ol>
</li>
		<li>Calcule a área do cérebro da saúde com o software Image Pro Plus<ol>
<li>Implementar passo 3.8.1-3.8.2. 05:32-06:44</li>
			<li>Selecione a cor usando segmentação e ajuste o valor do H/S/I,de modo que a parte normal das fatias do cérebro seja separada do fundo preto. 06:45-07:10</li>
			<li>Retorno à Contagem | Tamanho e clique na contagem para calcular esta área. 07:11-07:21</li>
			<li>Clique em Objetos Divididos em Eitir para separar o cérebro da linha média. O software irá distinguir automaticamente as áreas do cérebro esquerdo e direito. 07:22-08:08</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Calcule o volume do infarto (%) e infarto e diminuir o volume (%): Volume infarto (%) = [área do infarto direito/(2 x área do cérebro esquerdo)] x 100. Infarto e diminuir o volume (%) = [(área do cérebro esquerdo - área do cérebro de saúde direita) / (2 x área do cérebro esquerdo)] x 100. NOTA: O cérebro direito é a parte lesada. Os dados foram analisados por ANOVA univia. Os valores mostrados representam média ± S.D. P < 0,05 indicam diferença.</li>
</ol>4. Avaliação da função sensório-motora
NOTA: Ratos (300 g, 3040 parafuso de linha, 3 h tempo infarto cerebral) com uma pontuação de Longa de 2-3 foram selecionados para realizar os experimentos de função sensório-motora de 1 a 90 dias. Mantenha a calma e não perturbe os animais durante este período de estudo. Os dados foram analisados pela ANOVA bisvial. Os valores mostrados representam média ± S.D. P < 0,05 indicam diferença.
<ol><li>Teste bilateral de assimetria11<ol>
<li>Envolva fita de papel (5 cm de comprimento, 0,8 cm de largura) na parte saphenous de cada foreclaw de um rato três vezes com pressão igual.</li>
		<li>Para cada rato, registre o número de vezes que cada foreclaw é contatado e fita removida em 5 min com câmera, incluindo tempos de pata não afetados e tempos de pata afetados.</li>
		<li>Após 30 min, repita os passos 4.1.1 e 4.1.2 novamente.</li>
		<li>Calcule o valor médio do viés sensório-motor (%): Viés sensório-motor (%) = (tempos de pata não afetados - tempos de pata afetados)/(tempos de pata não afetados + tempos de pata afetados) x 100</li>
	</ol>
</li>
	<li>Teste de caminhada em grade<ol>
<li>Coloque o rato no centro de uma plataforma de superfície de grade elevada (área: 1 m2; altura: 90 cm) com aberturas de grade de 2,5 cm2.</li>
		<li>Empurre os quadris do rato levemente para incentivar o rato a atravessar a superfície da grade.</li>
		<li>Registre o número de falhas no pé feitas pelos membros não afetados (à direita) e afetados (à esquerda) e o número total de passos em 1 min com câmera.</li>
		<li>Calcule os tempos de erro: Tempos de erro (%) = membro (direito) afetado - membro afetado (esquerdo)/número total da etapa x 100. NOTA: O número total de etapas abaixo dos dados de 20 etapas foi removido.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Teste Rotarod12,13<ol>
<li>Configure o aparelho de fadiga de barra rotativa de rato (diâmetro de 90 mm) de ratos usando o software de suporte a uma velocidade de 13 rpm durante um período de 5 min no computador.</li>
		<li>Comece os programas de computador e coloque o rato nos degraus rotarod ao mesmo tempo.</li>
		<li>Termine um julgamento se o rato cair do degrau ou continuar andando por 5 min e registre o tempo rotativo.</li>
		<li>Ter o descanso de rato por 30 min.</li>
		<li>Repita os passos 4.3.2-4.3.4 duas vezes mais e escolha o valor máximo para ser o último tempo rotativo.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Levantamento do teste de corda14<ol>
<li>Coloque o instrumento de corda de elevação (70 cm de altura; a corda tem 0,2 cm de diâmetro e 40 cm de comprimento) sobre a mesa.</li>
		<li>Tenha o rato segurar a corda com seus membros anteriores e pendurar o rato.</li>
		<li>Registre o tempo de suspensão e calcule as pontuações. NOTA: Uma pontuação de 3: 0 a 2 na corda; Uma pontuação de 2: 3-4 s na corda; Uma pontuação de 1: 5 a 6 s na corda; Uma pontuação de 0: mais de 7 s na corda.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Kong, L. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neutralization+of+chemokine-like+factor+1%2C+a+novel+C-C+chemokine%2C+protects+against+focal+cerebral+ischemia+by+inhibiting+neutrophil+infiltration+via+MAPK+pathways+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroinflammation%22%5BJournal%5D)">Neutralization of chemokine-like factor 1, a novel C-C chemokine, protects against focal cerebral ischemia by inhibiting neutrophil infiltration via MAPK pathways in rats.</a> Journal of Neuroinflammation. 11, 112(2014).</li>
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</ol>

Os autores não têm nada a divulgar.

Muitos modelos que estabelecem métodos e indicadores comportamentais que são bem utilizados na isquemia cerebral aguda podem não ter mudanças significativas nos estágios de recuperação e sequela da isquemia cerebral16,17. No entanto, o número de pacientes com isquêmico cerebral nos estágios de recuperação e sequela é o maior. É essencial selecionar um modelo animal adequado para os estágios de recuperação e sequela do acidente vascular cerebral da isquemia.
<...

A isquemia cerebral é dividida em três etapas com diferentes indicadores pós-AVC: o estágio agudo (dentro de 1 semana), a fase de recuperação (1 semana a 6 meses) e a fase sequelae (mais de 6 meses). Atualmente, a maioria dos estudos se concentra no estágio agudo da isquemia cerebral por causa de seu efeito significativo e modelos de pesquisa multi-relativos1,2,3. No entanto, os estágios de recuperação e sequelas da isquemia cerebral não podem ser ignorados devido à sua complicação a longo prazo das deficiências. Portanto, o objetivo deste estudo é explorar um modelo animal estável, confiável e relativamente simples para pesquisar os estágios de recuperação e sequela da isquemia cerebral.
Entre os muitos modelos experimentais de isquemia cerebral, usamos oclusão da artéria cerebral média (MCAO) via inserção de parafuso de fio na artéria cerebral média direita (MCA). Este modelo é semelhante ao acidente vascular cerebral humano, que pode produzir maiores volumes de infarto, resultar em muitos distúrbios comportamentais relacionados ao acidente vascular cerebral, e pode permitir a refusão de sangue (R), removendo o parafuso de linha4,5,6. MCAO/R também é considerado o modelo animal padrão-ouro da isquemiacerebral 7. Além disso, a gravidade da lesão cerebral depende do diâmetro e do comprimento de inserção do parafuso de linha, a duração da isquemia cerebral e o peso animal (ratos maiores têm cérebros maiores e vasos cerebrais mais grossos)8. Portanto, alterando o tipo de parafuso de linha, o tempo infarto e o peso do rato, um modelo adequado pode ser encontrado para os estágios de recuperação e sequela da isquemia cerebral em ratos MCAO/R. Para validar o modelo de rato, realizamos um estudo de 1 dia, 35 dias, 60 dias e 90 dias do modelo MCAO/R usando experimentos de coloração TTC e função sensóriomotor (um teste bilateral de assimetria, um teste de caminhada em grade, um teste de rotarod e um teste de corda de elevação).

<table><tbody><tr><td>Microscópio anatômico</td><td>Leica (Alemanha)</td> <td>S8</td><td>Instrumento operacional microscópico</td></tr><tr><td>Lâmina</td><td>Gellette</td><td>/</td><td>Corte de seções cerebrais</td></tr><tr><td>Cama de agitação de temperatura constante</td><td>Taicang Fábrica de equipamentos experimentais</td><td>THZ-C</td><td>Para manter as seções cerebrais coradas uniformemente e a uma temperatura constante</td></tr><tr><td>Câmera digital</td><td>Canon</td><td>700D</td><td>Para tomar fotos de TTC coloração</td></tr><tr><td>Barbeador elétrico</td><td>Shanghai Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd.</td><td>3000 #</td> <td>Remoção de pêlos do pescoço de ratos</td></tr><tr><td>Fórceps Hamostático</td><td>Xangai Medical device Co., Ltd.</td><td>14 cm</td><td>Usando para remoção do cérebro</td></tr><tr><td>Image Pro Plus Software</td><td>Media Cybernetics Inc.</td><td>6.0</td><td>Analise o volume do infarto</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>RWD Ciências da Vida</td><td>217170702</td><td>Gás anestésico</td></tr><tr><td>Microfórceps</td><td>Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.</td><td>Microshear vascular de Microshear de micromanipulação de</td> <td>10 cm</td></tr><tr><td></td><td>Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.</td><td>10 cm</td><td>Micromanipulação</td></tr><tr><td>vascular fórceps oftálmico</td><td>Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.</td>Tesoura <td>Pphthalmic auxiliar da anatomia da pele e do músculo</td>de <td>10 cm</td></tr><tr><td></td><td>Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.</td><td>10 cm</td><td>Usando-se para cortar a pele do molde da fatia do cérebro do rato</td></tr><tr><td></td><td>do pescoço Shanghai Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd.</td><td>400 g</td><td>Para o corte padrão e uniforme do tecido cerebral</td></tr><tr><td>Aparelho de fadiga de barra rotativa de rato</td><td>Anhui Zhenghua Biological Instrument and Equipment Co., Ltd.</td><td>ZH-300B</td><td>Para testar a função sensório-motora,</td></tr><tr><td>a máquina de anestesia de pequenos animais</td><td>Shanghai Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd.</td><td>ABM3000</td><td>Uma máquina anestésica de gás</td></tr><tr><td>Termostato de animais pequenos</td><td>Beijing Damida Technology Co., Ltd.</td><td>DM.7-YLS-20A</td><td>Para manter a temperatura corporal do animal constante durante a operação</td></tr><tr><td>Tesoura cirúrgica</td><td>Shanghai Medical device Co., Ltd.</td><td>16 cm</td><td>Usando-se para decapitar e remover o cérebro</td></tr><tr><td>Sutura</td><td>Shanghai Jinhuan Medical Devices Co., Ltd.</td><td>4-0 / 5-0</td><td>Uso para suturas de pele e músculo / Uso para ligaduras vasculares</td></tr><tr><td>Parafuso de rosca</td><td>Beijing Cinontech Co., Ltd.</td><td>2636/2838/3040/3043-A4</td><td>Bloqueio da artéria cerebral média em ratos</td></tr><tr><td>5-trifenil-2H-cloreto de tetrazólio (TTC)</td><td>Sigma</td><td>LOT#BCBP3272V</td><td>Reagente de coloração de seção cerebral</td></tr></tbody></table>

um modelo pré-clínico para avaliar a recuperação do cérebro após acidente vascular cerebral agudo em ratos

A Preclinical Model to Assess Brain Recovery After Acute Stroke in Rats

O objetivo deste estudo foi estabelecer e validar um modelo de isquemia cerebral animal nos estágios de recuperação e sequela. Um modelo de oclusão/refusão da artéria cerebral média (MCAO/R) em ratos machos sprague-dawley foi escolhido. Ao alterar o peso do rato (260-330 g), o tipo de parafuso de linha (2636/2838/3040/3043) e o tempo de infarto cerebral (2-3 h), uma pontuação maior de Longa, um volume maior de infarto e uma maior relação de sucesso do modelo foram rastreados usando a pontuação da Longa e manchas ttc. A condição ideal do modelo (300 g, 3040 parafuso de linha, 3 h tempo de infarto cerebral) foi adquirida e utilizada em um período de observação de 1-90 dias após a refusão através da avaliação das funções sensório-motoras e volume infarto. Nestas condições, o teste bilateral da assimetria teve uma diferença significativa de 1 a 90 dias, e o teste grid-walking teve uma diferença significativa de 1 a 60 dias; ambas as diferenças podem ser um teste funcional sensorimotor adequado. Assim, a condição mais adequada de um novo modelo de rato nos estágios de recuperação e sequela da isquemia cerebral foi encontrada: 300 g de ratos que se submeteram ao MCAO com um parafuso de linha 3040 para um infarto cerebral de 3 h e depois reperfundido. Os testes funcionais sensorimotores apropriados foram um teste bilateral de assimetria e um teste de caminhada em grade.

Usando o procedimento acima mencionado para um modelo MCAO/R com escore de Longa e coloração TTC, diferentes tratamentos de peso médio (275/300/320 g), tipos de parafuso (2636/2838/3040/3043; Tabela 1) e os tempos isquêmicos (2-3 h) e a refusão de 1 dia foram usados para selecionar para o modelo óptimo da isquemia do cérebro nos ratos. Parâmetros de modelo de 300 g de peso, 3040 parafuso de linha e 3 h de tempo de infarto cerebral foram os mais adequados para o maior infa...

O objetivo deste estudo é estabelecer e validar um modelo animal para pesquisa nos estágios de recuperação e sequela da isquemia cerebral testando infarto cerebral e função sensóriomotor após oclusão/refusão da artéria cerebral média (MCAO/R) após 1-90 dias em ratos.

Um modelo pré-clínico para avaliar a recuperação do cérebro após acidente vascular cerebral agudo em ratos

The purpose of this study was to establish and validate an animal brain ischemia model in the recovery and sequela stages. A middle cerebral artery ...

Este estudo utiliza um modelo animal estabelecido para pesquisar a recuperação e os estágios de sequelas da isquemia cerebral. As principais vantagens desta técnica são que ela é estável, confiável e relativamente simples. Comece colocando um rato anestesiado em uma mesa de fixação cirúrgica.Durante toda a cirurgia, mantenha a temperatura corporal do rato a 37 graus Celsius em um termostato animal pequeno. Conecte a boca à máscara da máquina de anestesia e confirme anestesia profunda por falta de tensão na extremidade, reflexos da córnea e dor. Fixar os membros do rato na mesa de operação usando ataduras de papel.Com uma máquina de barbear elétrica, retire o casaco do pescoço e esterilize o pescoço com 75% de álcool. Use uma tesoura oftálmica para cortar de dois a três centímetros ao longo da forma longitudinal central do pescoço. E então com fórceps oftálmicos, separe o músculo subcutâneo.Use retrátil caseiro para expor totalmente o campo de visão. Deve-se tomar cuidado para apresentar técnica asséptica adequada para todos os procedimentos cirúrgicos de sobrevivência. A técnica ilustrada posteriormente no vídeo deve ser praticada através de todo o procedimento.Use os micro fórceps

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Indução cirúrgica de uma lesão cerebral isquêmico no rato é um modelo amplamente utilizado para a pesquisa acidente vascular cerebral. Aqui nós demonstram a indução de isquemia cerebral focal por oclusão da artéria cerebral média. Visualização do infarto resultantes de coloração histológica e ressonância magnética também é mostrada.

Modelo de isquemia focal cerebral por oclusão Suture Endovascular da artéria cerebral média no Rat

A fim de compreender a patofisiologia de acidente vascular cerebral, é importante o uso de modelos fiáveis. Este documento descreve um dos modelos de AVC mais utilizados em camundongos, denominado o meio modelo de oclusão da artéria cerebral (MCAo) (também denominado o filamento intraluminal ou modelo de sutura) com a reperfusão.

Abordagem cirúrgica para oclusão da artéria cerebral média e reperfusão induzida por acidente vascular cerebral em ratos

Apresentado aqui é um protocolo para estabelecer infarto agudo de pontina em um modelo de rato através de estimulação elétrica com um único pulso.

Estabelecimento de Infarto Agudo de Pontina em Ratos por Estimulação Elétrica

Este protocolo descreve uma nova técnica de medição dos três parâmetros mais importantes de lesão cerebral isquêmica no mesmo conjunto de amostras cerebrais de roedores. Usar apenas uma amostra cerebral é altamente vantajoso em termos de custos éticos e econômicos.

Medição de edema cerebral pós-acidente vascular cerebral, zona de infarto e quebra da barreira hematoencefálica em um único conjunto de amostras cerebrais de roedores

Descrito aqui é o modelo de derrame fototrombótico, onde um derrame é produzido através do crânio intacto induzindo a oclusão microvascular permanente usando iluminação laser após a administração de um corante fotossensível.

Modelagem de AVC em Camundongos: Lesões Corticais Focais por Fototrombose

Diferentes modelos de oclusão da artéria cerebral média (MCAo) são usados em pesquisas experimentais de derrame. Aqui, é descrito um modelo experimental de AVC de MCAo transitório através da artéria carótida externa (ECA), que visa imitar o AVC humano, no qual o trombo cerebrovascular é removido devido à lise espontânea de coágulo ou terapia.

Modelagem de AVC em Camundongos: Oclusão da Artéria Cerebral Média Transitória através da Artéria Carótida Externa

Este protocolo demonstra um modelo único de acidente vascular cerebral em camundongo com um infarto de tamanho médio e uma excelente taxa de sobrevida. Esse modelo permite que os pesquisadores pré-clínicos do AVC estendam a duração da isquemia, usem camundongos envelhecidos e avaliem os resultados funcionais a longo prazo.

Modelo de Oclusão Transcraniana da Artéria Cerebral Média Modificada para Estudo de Resultados de Acidente Vascular Cerebral em Camundongos Idosos

Modelos in vivo de ratos são ferramentas indispensáveis para investigar os mecanismos patológicos e alvos terapêuticos do AVC isquêmico. Este trabalho descreverá a realização de coloração por imunofluorescência em fatias de cérebro infartadas após oclusão da artéria cerebral média (MCAO) em ratos.

Avaliação da sinalização de morte celular por imunofluorescência em um modelo de rato de AVC isquêmico

Células olfativas ensheathing (OECO) são células da crista neural que permitem o crescimento dos neurônios olfativos primários. Esta propriedade específica pode ser utilizado para transplantação celular. Apresentamos aqui um modelo de transplante celular baseado na utilização de OECs em um modelo de lesão do nervo laríngeo.

Transplante de células olfativas Ensheathing para avaliar a recuperação funcional após a lesão do nervo periférico

Este protocolo demonstra a implementação de um otimizado N-metil-D-glucamine (NMDG) método de recuperação protetora de preparação de fatia do cérebro. Uma formulação única mídia é usada para obter confiavelmente fatias de cérebro saudável de animais de qualquer idade e para diversas aplicações experimentais.

Preparação de fatias de cérebro aguda usando um otimizado N-metil-D-método de proteção de recuperação glucamine

Aprenda a estabelecer um modelo pré-clínico de AVC isquêmico em ratos usando oclusão/reperfusão da artéria cerebral média. Este método validado permite avaliar a recuperação neurológica e o volume do infarto cerebral ao longo de 90 dias.

Um modelo pré-clínico para avaliar a recuperação do cérebro após acidente vascular cerebral agudo em ratos

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