Name: Ensaio Light Spot-Based para análise de Drosophila larval Phototaxis (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-09-27T14:45:00.000+00:00
Duration: 7 min 16 s
Description: Aprenda a realizar ensaios de spot de luz para analisar fototaxia em larvas de Drosophila. Este método permite rastrear movimentos de evitação à luz e estudar bases neurológicas do comportamento.

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Este trabalho é apoiado pela Fundação de ciência natural da China (31671074) e fundos de pesquisa fundamentais para as universidades provinciais de Zhejiang (2019XZZX003-12).

1. preparação de larvas de Drosophila
<ol><li>Prepare o meio padrão constituído por farinha de milho cozida (73 g), Agar (5,6 g), farelo de soja (10 g), levedura (17,3 g), xarope (76 mL) e água (1000 mL).</li>
	<li>Levante todas as moscas a 25 ° c no meio padrão em um quarto com um ciclo claro/escuro de 12 h/12 h.</li>
</ol>2. preparação de placas de agar
<ol><li>Prepare 1,0% de solução de agar. Pesar 3 g de agar em um copo de 500 mL com um equilíbrio, em seguida, adicione 300 mL de água destilada. Coloc um papel da folha sobre o disjuntor para impedir que a água evoque. Aqueça o copo em um microondas para ferver.</li>
	<li>Tire o copo e mexa bem com uma haste de vidro, em seguida, aqueça em um forno de microondas para ferver. Repita até que o líquido seja completamente transparente e fluido. Nota: a solução de agar quente final deve estar livre de bolhas de ar; caso contrário, despejar o agar na placa resultará em superfície irregular e amolgada da placa de agar, que afetará os testes de comportamento larval subsequentes. A concentração da solução de agar não deve ser demasiado alta ou baixa. Se a concentração é demasiado elevada, a reflexão difusa clara na placa do ágar será forte e manchar o limite claro/escuro. Se a concentração for muito baixa, as larvas deixarão vestígios na placa. Ambos os erros irão dificultar o processamento de vídeo mais tarde no protcol.</li>
	<li>Despeje lentamente a solução de agar quente em uma placa de Petri (diâmetro 15 cm) até que o fundo é uniformemente coberto com uma camada de agar (~ 4 mm de espessura), e esfriar à temperatura ambiente (RT) até que a solução de agar é solidificada.</li>
	<li>A placa do agar deve ser usada quando é preparada recentemente. Se não for, despeje uma camada de água na superfície e guarde-a no refrigerador a 4 ° c para uso posterior.</li>
</ol>3. set-up do sistema de estimulação visual
<ol><li>Selecione a fonte de luz LED: luz azul collimada LED a 470 nm ou luz branca quente. Nota: a fonte de luz pode ser substituída com luz LED de qualquer outro comprimento de onda. Neste experimento, o LED de luz azul é usado como exemplo.</li>
	<li>Role uma parte grossa de folha de alumínio ou de cartão preto (assegure a opacidade) para dar forma a um cilindro aberto de 12 cm do comprimento com um diâmetro similar àquele do diodo emissor de luz azul com um diâmetro de 3 cm. Deixe a extremidade superior do cilindro cobrir a extremidade dianteira do LED de luz azul. Cubra a extremidade inferior com um cartão preto com um pequeno furo redondo (0,5 cm de diâmetro) no centro. Isto constitui a fonte de luz do sistema de set-up.</li>
	<li>Fixar a fonte de luz preparada para o quadro de ferro com um clipe, certificando-se a luz LED projeta para baixo em direção ao desktop. Incline ligeiramente o cilindro. O ângulo entre o plano do cilindro e o plano vertical é de cerca de 10 ° (ver Figura 1). Ligue a luz LED azul 470 nm à ficha "LED1" do controlador LED de alta potência. Ligue o driver, gire o botão no canto superior direito do driver para selecionar o canal 470 nm, em seguida, clique em LED. Em seguida, quando a tela exibe "√", um ponto de luz azul aparecerá na área de trabalho. Nota: se o cilindro de vazamentos de luz, além do pequeno buraco redondo, recomenda-se usar fita preta sobre as peças vazando para se certificar de que apenas o furo pode passar a luz através.</li>
	<li>Clique em OK e gire o botão para ajustar a intensidade da luz. Gire o botão para uma intensidade de luz maior de 50 mA. Meça e registre o espectro da luz com um espectrómetro.</li>
	<li>Mova a posição da fonte de luz para cima e para baixo para ajustar o diâmetro do ponto de luz para 2 cm. O ambiente de trabalho deve ser preto para um melhor efeito de contraste.</li>
	<li>Gire o botão para escolher a intensidade da luz de acordo com as necessidades experimentais. Use um console compacto do medidor de poder com um sensor padrão do poder do fotodiodo para medir o poder claro máximo e mínimo no ponto, grava-o, mede três vezes, e toma o valor médio. Nota: recomenda-se usar um sensor do poder do fotodiodo para medir a intensidade de luz para a luz de um comprimento de onda específico e para usar um sensor térmico da potência para medir a intensidade de luz para a luz branca.</li>
	<li>Calcule a intensidade da luz no ponto de luz dividindo a potência de luz medida pela área do sensor. Nota: por exemplo, se a potência de luz medida na etapa 2,6 é de 20 pW e área do sensor é 0,81 mm2, a intensidade de luz é 24,69 PW/mm2 (dividindo 20 PW por 0,81 mm2).</li>
</ol>4. set-up do sistema de imagem
<ol><li>Fixe uma câmara Web de alta resolução com um clip de ferro, a cerca de 10 cm acima do ponto de luz no ambiente de trabalho (Figura 1).</li>
	<li>Ajuste a orientação da lente da câmera para a área de trabalho. Ligue a câmara a um computador através de uma interface USB.</li>
	<li>Coloque uma placa de agar na área de trabalho logo abaixo da câmera.</li>
	<li>Abra o software "AMCAP 9.22" no computador com o Windows 7, e o ponto de luz será mostrado automaticamente na janela do AMcap. Mova a câmera ligeiramente para a esquerda ou para a direita para garantir que o ponto luminoso esteja próximo ao centro da janela. Certifique-se de que a câmera não bloqueia o caminho de luz. O ponto luminoso deve ser completo e redondo. Nota: o software pode ser encontrado em http://amcap.en.softonic.com/.</li>
	<li>Fixe um filtro passa-banda de 850 nm ± 3 Nm com um clipe a 5-7 mm logo abaixo da câmara. Nota: o diâmetro do filtro é de cerca de 2,5 cm, e a lente da câmera é inferior a 1 cm de diâmetro, de modo que o filtro pode cobrir o campo visual da câmera. Com o filtro abaixo da câmera, o ponto de luz não deve ser visto na janela do AMcap.</li>
	<li>Coloque três LEDs geradores de luz infravermelha (comprimento de onda central = 850 nm) uniformemente em torno da placa de agar. Cada LED deve ser cerca de 5 cm de distância da borda da placa de agar, e a face da lente do LED deve estar em um ângulo de 70 ° para baixo em direção à placa de agar. Ligue os LEDs à alimentação através do conversor AC-to-DC. Nota: é melhor fixar as posições e ângulos dos LEDs de luz infravermelha para garantir a consistência do brilho do campo em vários ensaios experimentais e facilitar o processamento de vídeo posterior.</li>
	<li>Coloque uma placa preta entre o computador e o dispositivo. Defina o brilho da tela do computador para evitar que a luz da tela do computador afete o experimento. Nota: Mantenha o ambiente escuro quando medir o comprimento de onda ou a intensidade da luz.</li>
</ol>5. definindo parâmetros de imagem
<ol><li>No menu do software AMcap, escolha Options | Dispositivo de vídeo | Formato de captura, e definir o tamanho do pixel do vídeo capturado para 800 x 600 e taxa de quadros para 60 fps.</li>
	<li>Remova o filtro a câmera, coloque uma régua a câmera e ajuste o foco da câmera para tornar a linha de escala clara e paralela à largura do campo de exibição de vídeo.</li>
	<li>Clique em capturar | Configurar | Captura de vídeo para selecionar o caminho de salvamento, clique em Iniciar gravação, registre a distância real correspondente a 600 pixels e calcule a proporção de cada pixel para a distância real.</li>
</ol>6. gravação video do comportamento da vacância clara
<ol><li>Manter uma temperatura de 25,5 ° c através de todos os experimentos. Controle a temperatura ambiente com um condicionador de ar, se necessário. Mantenha a umidade constantemente em 60% com um humidificador.</li>
	<li>Faça um pequeno vídeo da posição do ponto de luz denominado "lightarea1". Em seguida, mova o filtro 850 nm ± 3 Nm de volta para cobrir a lente da câmera. Nota: ao gravar o comportamento larval, a lente da câmera é coberta pelo filtro 850 nm ± 3 Nm para que o ponto de luz não seja mostrado no vídeo. O ponto de luz pode ser reconstruído em vídeos com larvas mais tarde com o MATLAB. Não altere a posição da câmera e evite alterar a proporção de cada pixel para a distância real medida na etapa 4,3.</li>
	<li>Gire sobre uma luz (isto é, uma luz do quarto) faraway do dispositivo experimental. Abaixe a luz o mais baixo possível, contanto que as larvas possam claramente ser vistas com os olhos. Retire as larvas do meio de cultura com uma colher, gentilmente escolha uma larva de terceiro instar, e lave-a limpa com água destilada. Tenha cuidado para lavar a larva um de cada vez para evitar a interferência da fome. Um único experimento requer pelo menos 20 larvas.</li>
	<li>Transfira a larva para o centro da placa de agar colocada a câmera durante a etapa 3,3. Remova delicadamente o excesso de água da larva com uma escova ou use o papel blotting para remover a água da larva para impedir a reflexão da luz a lente. Desligue a luz do quarto e permita que a larva aclimatar por 2 minutos no ambiente escuro.</li>
	<li>Ligue a luz LED para gerar luz infravermelha, e escovar suavemente a larva para o centro da placa. Quando a larva começa a rastejar em linha reta, gire a placa para fazer a cabeça da larva em direção ao ponto de luz. Certifique-se de que ele rastreia direto desde o início, ou então ele pode não obter acesso ao ponto de luz.</li>
	<li>Clique em capturar | Configurar | Captura de vídeo para selecionar o caminho de salvamento e clique em Iniciar gravação para gravar. Permita que a larva rasteje para o ponto claro, incorpore o ponto claro, a seguir deixe o ponto claro até que esteja quase fora do campo de visão. Clique em parar gravação. Se a larva se afastar do ponto de luz antes de chegar perto, clique diretamente em parar a gravação.</li>
	<li>Afaste o filtro da câmara. Faça um pequeno vídeo da posição do ponto de luz denominado "lightarea2" e compare-o com "lightarea1" para garantir que a posição do ponto de luz não seja alterada. Se uma alteração de posição óbvia for observada, descarte os dados.</li>
</ol>7. análise de dados
<ol><li>Use SOS17 para extrair contorno do corpo animal e parâmetros de movimento de vídeos usando métodos de processamento de imagem como descrito anteriormente17. Nota: parâmetros incluindo headSpeed (velocidade da cabeça larval), tailSpeed (velocidade da cauda larval), midSpeed (velocidade do ponto médio larval da linha de esqueleto), e cmSpeed (velocidade do centroide larval) foram usados para medir a velocidade de movimento larval. Os parâmetros que incluem o headTheta (o ângulo entre as linhas de cabeça-ponto médio e Midpoint-Tail) e headOmega (a velocidade de mudança de headTheta) foram usados para medir a dobra larval do corpo e a velocidade angular da dobra.</li>
</ol>

<ol><li>Grossfield, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Geographic+distribution+and+light-dependent+behavior+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Geographic distribution and light-dependent behavior in Drosophila.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 68, 2669(1971).</li>
<li>Godoy-Herrera, R. C. L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+behaviour+of+Drosophila+melanogaster+larvae+during+pupation%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Behaviour%22%5BJournal%5D)">The behaviour of Drosophila melanogaster larvae during pupation.</a> Animal Behaviour. 37, (1989).</li>
<li>Busto, M., Iyengar, B., Campos, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+dissection+of+behavior%3A+modulation+of+locomotion+by+light+in+the+Drosophila+melanogaster+larva+requires+genetically+distinct+visual+system+functions%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Genetic dissection of behavior: modulation of locomotion by light in the Drosophila melanogaster larva requires genetically distinct visual system functions.</a> Journal of Neuroscience. 19, 3337(1999).</li>
<li>Mazzoni, E. O., Desplan, C., Blau, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Circadian+pacemaker+neurons+transmit+and+modulate+visual+information+to+control+a+rapid+behavioral+response%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Circadian pacemaker neurons transmit and modulate visual information to control a rapid behavioral response.</a> Neuron. 45, 293(2005).</li>
<li>Keene, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distinct+visual+pathways+mediate+Drosophila+larval+light+avoidance+and+circadian+clock+entrainment%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Distinct visual pathways mediate Drosophila larval light avoidance and circadian clock entrainment.</a> Journal of Neuroscience. 31, 6527(2011).</li>
<li>Keene, A. C., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Seeing+the+light%3A+photobehavior+in+fruit+fly+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Neurosciences%22%5BJournal%5D)">Seeing the light: photobehavior in fruit fly larvae.</a> Trends in Neurosciences. 35, (2012).</li>
<li>Kane, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensorimotor+structure+of+Drosophila+larva+phototaxis%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Sensorimotor structure of Drosophila larva phototaxis.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, E3868(2013).</li>
<li>Humberg, T. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dedicated+photoreceptor+pathways+in+Drosophila+larvae+mediate+navigation+by+processing+either+spatial+or+temporal+cues%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications.+9%22%5BJournal%5D)">Dedicated photoreceptor pathways in Drosophila larvae mediate navigation by processing either spatial or temporal cues.</a> Nature Communications. 9. 1260, (2018).</li>
<li>Gong, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two+pairs+of+neurons+in+the+central+brain+control+Drosophila+innate+light+preference%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Two pairs of neurons in the central brain control Drosophila innate light preference.</a> Science. 330, (2010).</li>
<li>Yamanaka, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuroendocrine+Control+of+Drosophila+Larval+Light+Preference%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Neuroendocrine Control of Drosophila Larval Light Preference.</a> Science. 341, 1113(2013).</li>
<li>Zhao, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+disinhibitory+mechanism+biases+Drosophila+innate+light+preference%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">A disinhibitory mechanism biases Drosophila innate light preference.</a> Nature Communications. 10, (2019).</li>
<li>Gong, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Neuronal+Pathway+that+Commands+Deceleration+in+Drosophila+Larval+Light-Avoidance%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Bulletin.+Feb%22%5BJournal%5D)">A Neuronal Pathway that Commands Deceleration in Drosophila Larval Light-Avoidance.</a> Neuroscience Bulletin. Feb. 27, (2019).</li>
<li>Larderet, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organization+of+the+Drosophila+larval+visual+circuit%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Organization of the Drosophila larval visual circuit.</a> eLife. 6, (2017).</li>
<li>Sawin-McCormack, E. P., Sokolowski, M. B., Campos, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+and+genetic+analysis+of+Drosophila+melanogaster+photobehavior+during+larval+development%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurogenetics%22%5BJournal%5D)">Characterization and genetic analysis of Drosophila melanogaster photobehavior during larval development.</a> Journal of Neurogenetics. 10, (1995).</li>
<li>Farca, L. A., von Essen, A. M., Widmer, Y. F., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light+preference+assay+to+study+innate+and+circadian+regulated+photobehavior+in+Drosophila+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Light preference assay to study innate and circadian regulated photobehavior in Drosophila larvae.</a> Journal of Visualized Experiments. 74 (74), e50237(2013).</li>
<li>Xiang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light-avoidance-mediating+photoreceptors+tile+the+Drosophila+larval+body+wall%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Light-avoidance-mediating photoreceptors tile the Drosophila larval body wall.</a> Nature. 468, 921(2010).</li>
<li>Gomez-Marin, A., Partoune, N., Stephens, G. J., Louis, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Automated+tracking+of+animal+posture+and+movement+during+exploration+and+sensory+orientation+behaviors%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Automated tracking of animal posture and movement during exploration and sensory orientation behaviors.</a> PLoS ONE. 7, e41642(2012).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a revelar.

Este protocolo apresenta o ensaio de ponto de luz para testar a capacidade de larvas de Drosophila para escapar da luz. Este ensaio permite rastrear o comportamento das larvas antes de entrar, durante o encontro, e depois de deixar um ponto de luz. Detalhes do movimento larval podem ser capturados e analisados. O ensaio do ponto claro é muito simples e possui a pratiqubilidade forte. O custo de todo o dispositivo não é alto. No experimento, a luz LED é usada como fonte de luz. Ele pode ser substituído por fontes...

As larvas de Drosophila melanogaster mostram um comportamento óbvio de evitar a luz durante o estágio de forrageamento. Drosophila larval Phototaxis tem sido investigação, especialmente nos últimos 50 anos1,2,3,4,5,6,7 ,8. Nos últimos anos, apesar do fato de que 1) muitos neurônios que mediando a vacância clara larval foram identificados4,5,9,10,11,12 e 2) o conectoma completo do sistema visual larval na definição das sinapses foi estabelecido13, os mecanismos neural que subjacente Phototaxis larval permanecem pela maior parte obscuros.
Vários ensaios comportamentais têm sido utilizados no estudo de fototaxia larval. Podem ser divididos em grande parte em duas classes: um que envolve gradientes claros espaciais e o outro que envolve inclinações claras temporais. Para ensaios espaciais de gradiente de luz, a arena é dividida em número igual de seções em claro e escuro. A arena pode ser dividida em metades claras e escuras2,4ou quadrantes claros e escuros14,15, ou pode mesmo ser separado em quadrados claros e escuros alternativos como em um tabuleiro de damas7. Geralmente, as placas de agar são usadas para o ensaio de gradiente de luz espacial, mas os tubos que são divididos em seções leves e escuras alternadas também podem ser usados10,14.
Na versão mais antiga dos ensaios, a iluminação luminosa geralmente origina-se abaixo das larvas. Entretanto, a iluminação em umas versões mais novas origina pela maior parte de acima, desde que os olhos larval (por exemplo, os órgãos de bolwig que são sensíveis às intensidades claras baixas ou médias16) são contidos no esqueleto esqueleto opaco com aberturas para na frente superior. Isso faz com que as larvas mais sensíveis à luz de direções frontais superiores do que de baixo para trás direções7. Para ensaios de gradiente de luz temporal, a intensidade da luz é espacialmente uniforme na arena, mas a intensidade muda ao longo do tempo. Além do que a luz de onda quadrada temporal (isto é, piscando de ligar/desligar ou luz forte/fraca3,7), aluz temporally de variação que se conforma a uma rampa linear na intensidade é usada igualmente8 para medir a sensibilidade das larvas a um estímulo de luz temporalmente em mudança.
Um terceiro tipo de ensaio Phototaxis é a navegação luz direcional Scape, que envolve a iluminação de cima em um ângulo de 45 °7. Antes do trabalho de Kane et al.7, apenas parâmetros grosseiros como o número de larvas em regiões claras e escuras, frequência de torneamento e comprimento da trilha foram calculados em ensaios de fototaxia larval. Desde o trabalho deste mesmo grupo, com a análise de registro de vídeo de alta resolução temporal para Phototaxis larval, dinâmica detalhada do movimento larval durante Phototaxis (ou seja, velocidades instantâneas de diferentes partes do corpo larval, direção de posição, ângulo de giro e velocidade angular correspondente) foram analisados7. Assim, mais detalhes do comportamento larval Phototaxis têm sido capazes de ser descoberto. Nestes ensaios, as larvas são testadas em grupos para que os efeitos de grupo não sejam excluídos.
Este protocolo introduz um ensaio do luz-ponto para a investigação de respostas comportáveis larval à estimulação clara individual. O principal conjunto experimental consiste em um sistema de estimulação visual e sistema de imagem à base de luz infravermelha. No sistema de estimulação visual, uma fonte de luz LED gera um ponto de luz redondo de 2 cm de diâmetro em uma placa de ágar, onde a larva é testada. A intensidade da luz pode ser ajustada usando um driver LED. O sistema de imagem inclui uma câmera infravermelha que captura o comportamento da larva, além de 3 850 nm LEDs infravermelhos que fornecem iluminação para a câmera. A lente da câmera é coberta por um filtro de banda-Pass 850 nm para bloquear a luz do sistema de estimulação visual de entrar na câmera, enquanto a luz infravermelha é permitida para entrar na câmera. Assim, a interferência da estimulação visual na imagem latente é impedida. Neste ensaio, os detalhes comportamentais das respostas rápidas de larvas individuais dentro de um período que inclui antes, durante, e após a entrada da luz são gravados e analisados.

<table><tbody><tr><td>850 nm &plusmn; LED gerador de luz infravermelha de 3 nm</td><td>Thorlabs, EUA</td><td>PM100A</td><td>Sensores compatíveis: Fotodiodo e Thermal Faixa de potência ópticaa: 100 pW a 200 W Faixa de comprimento de onda do sensor disponívela: 185 nm-25 &mu; m Taxa de Atualização do Display: 20 Hz Largura de Bandaa: DC-100 kHz Alcance do Sensor de Fotodiodob: 50 nA-5 mA Alcance do Sensor de Termopilhab: 1 mV-1 V</td></tr><tr><td>AC para DC conversor</td><td>Thorlabs, USA</td><td>S120VC</td><td>Tamanho da Abertura: &Oslash; 9,5 mm Faixa de comprimento de onda: 200-1100 nm Faixa de potência: 50 nW-50 mW Tipo de detector: Fotodiodo Si (UV Extended) Linearidade: &plusmn; 0,5% Incerteza de medição: &plusmn; 3% (440-980 nm), &plusmn; 5% (280-439 nm), &plusmn; 7% (200-279 nm, 981-1100 nm)</td></tr> <tr><td>filtro passa-banda</td><td>Thorlabs, EUA</td><td>DC2100</td><td>LED Faixa de corrente: 0-2 A Resolução de corrente LED: 1 mA Precisão de corrente LED: &plusmn; 20 mA LED Tensão Direta: 24 V Faixa de Frequência de Modulação: 0-100 kHz Onda Senoidal Modulação: Luz</td></tr><tr><td>LED azul colimada arbitrária&nbsp;</td><td>ELP, China</td><td>USBFHD01M</td><td>Resolução Máxima: 1920X1080 F6.0 mm Sensor: 1/2.7" CMOS OV2710</td></tr><tr><td>Console compacto do medidor de potência&nbsp;</td><td>Ocean Optics, EUA</td><td>USB2000+(RAD)</td><td>Dimensões: 89,1 mm x 63,3 mm x 34,4 mm Peso: 190 g Detector: Sony ILX511B (matriz CCD de silício linear de 2048 elementos) Faixa de comprimento de onda: 200-850 nm Tempo de integração: 1 ms - 65 segundos (20 segundos típicos) Faixa dinâmica: 8,5 x 10^7 (sistema); 1300:1 para uma única aquisição Relação sinal-ruído: 250:1 (sinal completo) Ruído escuro: 50 contagens RMS Grade: 2 (250 - 800 nm) Fenda: SLIT-50 Lente de coleta do detector: L2 Classificação de pedidos: OFLV-200-850 Resolução óptica: ~2,0 nm FWHM Luz difusa: < 0,05% a 600 nm; < 0,10% a 435 nm Conector de fibra óptica: SMA 905 a 0,22 abertura numérica fibra de fio único</td></tr><tr><td>Driver de LED de alta potência</td><td>Minhongshi, China</td><td>MHS-48XY</td><td>Tensão de trabalho: DC12V Comprimento de onda central: câmera</td></tr><tr><td>web de alta resolução</td> de 850nm <td>Thorlabs, EUA</td><td>MWWHL4</td><td>Cor: Branco quente Temperatura de cor correlacionada: 3000 K Corrente de teste para potência típica do LED: 1000 mA Corrente Máxima (CW): 1000 mA Largura de Banda (FWHM): N/A Potência Elétrica: 3000 mW Ângulo de Visão (Ângulo Total): 120? Tamanho do Emissor: 1 mm x 1 mm Vida Útil Típica: >50 000 h Temperatura de Operação (Sem Condensação): 0 a 40 > C Temperatura de armazenamento: -40 a 70 > C Grupo de Riscoa: RG1 &ndash; LED de baixo risco</td></tr><tr><td>branco quente</td><td>Mega-9, China</td><td>BP850/22K</td><td>&Oslash; 25,4(+0~-0,1) mm Largura de banda: 22&plusmn; 3nm Transmitância de pico: 80% Comprimento de onda central: 850nm&plusmn; 3nm&nbsp;</td></tr><tr><td>Espectrômetro&nbsp;</td><td>Noel Danjou</td><td>Amcap9.22</td><td>AMCap&nbsp; é um aplicativo de captura de fotos e vídeos com recursos avançados de visualização e gravação. É um aplicativo de desktop projetado para computadores que executam o Windows 7 SP1 ou posterior. A maioria Vídeo para Windows e&nbsp; Dispositivos compatíveis com DirectShow são suportados, sejam eles webcams baratas ou placas de captura de vídeo avançadas.</td></tr><tr><td>Sensor de potência de fotodiodo padrão&nbsp;</td><td>Super Dragon, China</td><td>YGY-122000</td><td>Entrada: AC 100-240V~50/60Hz 0.8A Saída: DC 12V 2A</td></tr><tr><td>Sensor de potência térmica&nbsp;</td><td>Thorlabs, EUA</td><td>M470L3-C1</td><td>Cor: Azul Comprimento de onda nominal: 470 nm Largura de banda (FWHM): 25 nm Corrente máxima (CW): 1000 mA Tensão direta: 3,2 V Potência elétrica (máx.): 3200 mW Tamanho do emissor: 1 mm x 1 mm Vida útil típica: 100 000 h Temperatura de Operação (Sem Condensação): 0 a 40 & C Temperatura de armazenamento: -40 a 70 > Grupo de Risco C b: GR2 &ndash; Grupo de Risco Moderado</td></tr><tr><td>Sensor de potência térmica&nbsp;</td><td>Thorlabs, EUA</td><td>S401C</td><td>Faixa de comprimento de onda: 190 nm-20 &mu; m Faixa de potência óptica:10 &mu; W-1 W(3 Wb) Tamanho da abertura de entrada: &Oslash; 10 mm Área ativa do detector: 10 mm x 10 mm Densidade máxima de potência óptica: 500 W/cm2 (Méd.) Linearidade: &plusmn; 0,5%</td></tr></tbody></table>

ensaio light spot-based para análise de drosophila larval phototaxis

Light Spot-Based Assay for Analysis of Drosophila Larval Phototaxis

As larvas de Drosophila melanogaster mostram um comportamento óbvio de evitar a luz durante o estágio de forrageamento. Os Phototaxis de Drosophila larval podem ser usados como um modelo para estudar o comportamento da vacância animal. Este protocolo introduz um ensaio do luz-ponto para investigar o comportamento phototática larval. A set-up experimental inclui duas partes principais: um sistema de estimulação visual que gera o ponto de luz, e um sistema de imagem à base de luz infravermelha que registra o processo de evasão de luz larval. Este ensaio permite o rastreamento do comportamento da larva antes de entrar, durante o encontro, e depois de deixar o ponto de luz. Detalhes de movimento larval incluindo desaceleração, pausa, fundição de cabeça e torneamento podem ser capturados e analisados usando este método.

De acordo com o protocolo, o ensaio de ponto de luz foi utilizado para investigar o comportamento de evitação de luz de larvas de terceiro instar que foram levantadas a 25 ° c em meio padrão em uma sala com um ciclo claro/escuro de 12 h/12 h. Uma única larva de w1118 foi testada usando o ensaio do ponto claro em 25,5 ° c. A intensidade luminosa média do ponto luminoso gerado por um diodo emissor de luz de 460 nanômetro era 0,59 μW/cm2. Todo o processo de larval entrando e saindo do ponto d...

Este protocolo introduz um ensaio do luz-ponto para investigar o comportamento phototática da Drosophila larval. Neste ensaio, um ponto luminoso é gerado como a estimulação clara, e o processo da vacância clara larval é gravado por um sistema Light-based infravermelho da imagem latente.

Ensaio Light Spot-Based para análise de Drosophila larval Phototaxis

The larvae of Drosophila melanogaster show obvious light-avoiding behavior during the foraging stage. Drosophila larval phototaxis can be used as a model ...

Usando o ensaio de ponto de luz, o comportamento das larvas pode ser rastreado antes, durante e depois de entrar na área de luz permitindo que os detalhes do movimento larval sejam analisados. Este ensaio é simples e fácil de executar. A resposta à luz é testada apenas uma vez, de modo que qualquer possível efeito da adaptação da luz pode ser excluído.Para preparar as placas de ágar, cubra lentamente e uniformemente o fundo de uma placa de Petri de 15 centímetros com uma camada de aproximadamente quatro milímetros de espessura de ágar quente de 1%. Deixe a placa esfriar à temperatura ambiente até que o ágar se solidifique. Para configurar o sistema de estimulação visual, corte uma fonte de luz LED preparada em uma estrutura de ferro, tomando cuidado para que a luz se projeta em direção à área de trabalho.Incline o cilindro ligeiramente até que o ângulo entre o cilindro e o plano vertical esteja em torno de 10 graus. Conecte a luz LED azul de 470 nanômetros ao led um plugue do driver LED de alta potência e ligue o motorista. Gire o botão no canto superior direito do driver para selecionar o canal 470 nanômetros e clique em LED.Quando a tela exibir uma verificação, um ponto de luz azul aparecerá na área de trabalho. Clique em OK e gire o botão para ajustar a intensidade da luz. Mova a posição da fonte de luz para cima e para baixo para ajustar o diâmetro do ponto de luz para dois centímetros.Gire o botão para selecionar a intensidade da luz de acordo com os requisitos experimentais. Use um console de medidor de potência compacto com um sensor de alimentação de diodo fotográfico padrão para medir a potência máxima e mínima de luz no local. O poder de luz precisa ser medido no escuro no experimento real.Em seguida, registo a energia da luz, meça-a três vezes e use o valor médio. Para configurar o sistema de imaginação, aperte uma câmera web de alta resolução com um clipe de ferro cerca de 10 centímetros acima do ponto de luz na área de trabalho e ajuste a orientação da lente da câmera em direção à área de trabalho. Conecte a câmera a um computador executando o Windows 7 através de uma interface USB e coloque a placa de ágar na área de trabalho logo abaixo da câmera.Abra o software AMCap 9.22, o ponto de luz será mostrado automaticamente na janela AMCap. Mova a câmera ligeiramente para a esquerda ou para a direita para garantir que o ponto de luz esteja perto do centro da janela. Use um clipe para corrigir um filtro de bandpass de 850 mais ou menos três nanômetros a cinco a sete milímetros imediatamente abaixo da câmera.Coloque três LEDs geradores de luz infravermelha com um comprimento de onda central de 850 nanômetros uniformemente ao redor da placa de ágar a cerca de cinco centímetros de distância da borda da placa e com lentes LED em um ângulo de 70 graus voltado para a placa. Em seguida, conecte os LEDs a uma fonte de energia através de seus conversores AC a DC. No menu do software AMCap, selecione opções, dispositivo de vídeo e formato de captura e defina o tamanho do pixel do vídeo capturado para 800 por 600 e a taxa de quadros para 60 quadros por segundo.Remova o filtro e coloque uma régua sob a câmera. Ajuste o foco da câmera até que a linha de escala esteja clara e paralela à largura do campo de exibição de vídeo e clique na captura, configuração e captura de vídeo para selecionar o caminho de salvar. Em seguida, clique em iniciar a gravação para gravar a distância real correspondente a 600 pixels e calcular a razão de cada pixel para a distância real.Antes de introduzir a larva na configuração de imagem, adquira um pequeno vídeo da posição de luz e nomeie a área de luz de vídeo de fundo de controle não filtrada. Coloque o filtro de volta na lente da câmera e acenda uma luz longe do dispositivo experimental o mais baixo possível, enquanto ainda permite que as larvas sejam claramente observadas. Use uma colher para remover algumas larvas do meio de cultura e selecione delicadamente uma terceira larva instar.Lave a larva em água destilada e coloque a larva no centro da placa de ágar. Remova suavemente qualquer excesso de água da larva e desligue a luz do quarto. Deixe a larva se aclimatar por dois minutos no ambiente escuro antes de ligar a luz LED infravermelha.O seguinte experimento de comportamento de prevenção de luz precisa ser realizado no escuro. Para a conveniência da demonstração filmamos com a luz brilhante. Escove suavemente a larva para o centro da placa.Quando a larva começar a rastejar em linha reta, gire a placa para fazer a larva ir em direção ao ponto de luz. Clique em capturar, configurar e capturar vídeo para selecionar o caminho salvar e clicar em iniciar a gravação para gravar. Deixe a larva rastejar em direção, entrar e deixar o ponto de luz até que esteja quase fora do campo de visão e clique em parar de gravar.Mova o filtro para longe da câmera e adquira um pequeno vídeo da posição do ponto de luz. Em seguida, nomeie a área de luz de vídeo não filtrada de postagem dois e compare este vídeo com a área de luz um vídeo para garantir que a posição do ponto de luz não seja alterada. Aqui, podem ser observadas curvas de tempo da velocidade da cauda, ângulo de dobra corporal e velocidade angular de dobra corporal de uma larva representativa.O tamanho da cabeça larval lançada e, portanto, o ângulo máximo de dobra corporal é significativamente reduzido em terceira larva instar com neurônios octoaminérgicos inibidos pela expressão tóxica do tétano em comparação com os controles parentais indicando que os neurônios Tdc2-Gal4 são necessários para uma resposta normal de luz larval. Para um processamento de imagem bem-sucedido, certifique-se de que a câmera não bloqueie a luz e que o ponto de luz esteja redondo e perto do centro da janela. Após este procedimento, a optogenética pode ser realizada para observar como as larvas reagem quando neurônios específicos são ativados.Por meio desse ensaio, os detalhes do movimento larval podem ser analisados permitindo que o impacto distante do meio ambiente e dos fatores internos sobre o comportamento de prevenção da luz larval seja estudado.

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Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

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