Name: Um sistema implantável para eletromiografia crônica in vivo (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-04-21T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 52 s
Description: Aprenda a fabricar um sistema implantável para eletromiografia crônica in vivo em animais acordados. Este método permite registrar potenciais evocados e espontâneos para estudar a reinervação muscular laríngea após lesão nervosa.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Os autores agradecem ao Dr. Hongmei Wu por sua contribuição para o cuidado com os animais e coleta de dados ao longo do estudo. Agradecemos a Amy Nunnally, Jamie Adcock e Phil Williams pela ajuda com cirurgias estéreis. A experiência e dedicação da equipe do Centro de Cuidados Animais da Universidade vanderbilt foi inestimável. Esta pesquisa foi apoiada pela bolsa NIH U01DC016033.

Este estudo foi aprovado pelo comitê institucional de cuidados e uso de animais (IACUC) da Universidade Vanderbilt e foi conduzido de acordo com o Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório (National Institutes of Health, Bethesda, Maryland). Este sistema inclui cinco componentes implantáveis e um cabo externo.
1. Dois punhos bipolares de eletrodos de estímulo RLN, cada um com par de fios de chumbo enrolados e pinos de terminal
<ol><li>Use o fio de aço inoxidável tipo 316 revestido de teflon (com diâmetro isolado de 0,0078" ou 0,198 mm) para cada fio de chumbo da braçadeira. Corte um fio de 70 cm de comprimento e enrole-o em uma mola de 12 cm de comprimento usando um dispositivo de enrolamento ou obtenha cabos enrolados pré-fabricados. Se necessário, estique a mola para aumentar seu comprimento para cada local de implante. Deixe as extremidades dos cabos enrolados em linha reta em 3 mm e 10 mm de comprimento e desisole-as.</li>
	<li>Soldar um pino feminino de cobre banhado a ouro na extremidade de 3 mm do chumbo enrolado.</li>
	<li>Para preparar o manguito nervoso, corte um segmento de 5 mm de tubo de silicone (OD = 0,156", ID = 0,094"; ou OD = 3,96 mm, ID = 2,39 mm) de um rolo da tubulação.</li>
	<li>Para inserir um fio no tubo, use uma agulha hipodérmica de 25 G para perfurar a parede do tubo a 1,5 mm da extremidade e fora do centro perto da parede interna. Encha a extremidade de 10 mm do chumbo na ponta da agulha. Retire a agulha para depositar a porção isolada no tubo. Dobre a extremidade do fio nu fora do tubo e gire sobre o fio no ponto de entrada do tubo. NOTA: Use um microscópio operacional para executar essas etapas. Uma sonda pode ser colocada no tubo para curvar o fio contra a parede interna. O objetivo é posicionar a porção nua do fio para que os estímulos possam ser entregues ao nervo sem correr o risco de danos mecânicos no nervo.</li>
	<li>Insira o segundo chumbo 1,5 mm da extremidade oposta do tubo usando o mesmo procedimento. Alinhe o ponto de entrada ao da primeira pista. Fure a parede com a agulha para que a parte nua do fio seja depositada perto da parede interna em frente ao primeiro fio. NOTA: Olhando para baixo do tubo, os dois eletrodos de estímulo devem formar uma forma de 45° "V", que irá amparar o nervo uma vez no lugar e garantir a entrega da corrente através do nervo do ânodo ao cátodo.</li>
	<li>Faça uma fenda em forma de S na parede do tubo em frente aos pontos de entrada do eletrodo usando um par de tesouras curvas. NOTA: Os lábios em espiral da braçadeira podem então ser abertos para situar o nervo dentro entre os eletrodos durante a cirurgia.</li>
	<li>Insira um comprimento de monofilamento 6-0, sutura não absorvível na parede da braçadeira em cada extremidade usando uma agulha microcirúrgica curva para eventual fixação da braçadeira ao redor do nervo.</li>
	<li>Aplique gel de silicone tipo A de grau médico para resisolar todos os fios nus expostos fora da braçadeira.</li>
</ol>2. Dois punhos bipolares de eletrodos de estímulo SLN, cada um com par de fios de chumbo enrolados e pinos de terminal
<ol><li>Monte a braçadeira de estímulo SLN da mesma forma que a braçadeira de estímulo RLN. No entanto, utilize o tubo de diâmetro menor (OD = 0,125", ID = 0,062"; ou OD = 3,18 mm, ID = 1,57 mm), pois o nervo é menor em diâmetro.</li>
</ol>3. Dois eletrodos de gravação de emgamento muscular PCA, cada um com fio de chumbo enrolado e pino terminal
<ol><li>Monte um chumbo enrolado para o eletrodo muscular PCA, como feito na etapa 1.1.</li>
	<li>Soldar um pino feminino na liderança como feito na etapa 1.2.</li>
	<li>Insira a extremidade de 10 mm do chumbo muscular PCA na ponta de um eletrodo de estimulação cerebral profunda (DBS) usando a mesma estratégia para inserção de chumbo de agulha em uma braçadeira (etapa 1.4). Dobre a extremidade do fio para formar um gancho e corte-o para fornecer um comprimento total de gravação de 5 mm. NOTA: Nesta aplicação, o músculo PCA e seus terminais nervosos reinervadores estão expostos ao condicionamento elétrico. Os estímulos são gerados por um gerador de pulso implantável (IPG) e entregues ao músculo laríngeo através de um eletrodo DBS(Figura 1, inset). Este sistema é adaptado a partir da estimulação cerebral terapêutica (por exemplo, doença de Parkinson). O eletrodo DBS será inserido em um bolso submuscular e ancorado no lugar. Se a tecnologia para condicionamento elétrico do músculo não for necessária, o eletrodo PCA EMG pode ser diretamente inserido no músculo e ancorado pelo gancho.</li>
</ol>4. Dois eletrodos de gravação emg de complexo muscular TA-LCA, cada um com fio de chumbo enrolado e pino terminal
<ol><li>Monte um chumbo enrolado para o eletrodo muscular TA-LCA, como feito na etapa 1.1.</li>
	<li>Soldar um pino feminino na liderança como feito na etapa 1.2.</li>
	<li>Excisão de 5 mm x 10 mm peça retangular de enxerto de poliéster de malha. Faça um buraco no centro da malha com uma agulha hipodérmica de 20 G. Introduza a extremidade de 10 mm do chumbo no orifício com uma bobina adicional de 3 mm saliente além do orifício. Fixar o chumbo à malha usando 6-0 monofilamento, sutura não absorvível. NOTA: Este pedaço de malha será usado para ancorar o eletrodo que leva à cartilagem tireóide sobreposto ao complexo muscular.</li>
	<li>Dobre a extremidade do fio para formar um gancho e corte-o para fornecer um comprimento total de gravação de 5 mm.</li>
</ol>5. Recipiente de pele para conexões interfacetadas entre eletrodos e equipamentos externos
<ol><li>Utilize um conector de listras de pino fêmea de uma única linha para fazer o recipiente. Corte duas peças (cada uma com 17,5 mm de comprimento) da tira, cada uma contendo oito pinos. Primeiro, endureça as superfícies externas de cada peça com lixa, em seguida, cole-as juntamente com fenol em uma capa de fumaça para fazer um conector de linha dupla. Coloque o conector em água de 60-80 °C em uma coifa de fumaça por 30 min para permitir o endurecimento da cola. NOTA: Este formato de montagem de duas linhas fornecerá conveniência na atribuição de pinholes para eletrodos do lado esquerdo versus direito.</li>
	<li>Corte uma peça de 25,6 mm de comprimento da tira para fazer a placa facial do conector (a porção que se projetará fora do local do implante para ancoragem da pele). Corte um orifício retangular de 5,4 mm x 17,4 mm no meio da placa facial com um bisturi.</li>
	<li>Coloque o conector de duas linhas dentro do orifício retangular da placa facial até que esteja corado com a superfície da placa facial sem saliência. Se o conector não se encaixar no orifício retangular da placa facial, o orifício pode ser ligeiramente ampliado com um arquivo. Como os orifícios do conector não são simétricos, insira a borda do conector com os orifícios de diâmetro maior na placa facial. NOTA: Como resultado, um pino feminino inserido na borda oposta do conector com o orifício de diâmetro menor se encaixará e travará no lugar.</li>
	<li>Use fenol para colar o conector e a placa facial juntos. Coloque a montagem em água de 60-80 °C em uma coifa de fumaça por 30 min para permitir o endurecimento da cola.</li>
	<li>Faça um furo de 1,3 mm em cada canto da placa facial e em cada lado da placa facial a meio caminho das extremidades para um total de seis furos. NOTA: Esses orifícios serão usados para suturar o recipiente final da pele no local do implante.</li>
	<li>Corte um tubo de 15 mm de comprimento de enxerto de poliéster de malha para cercar o conjunto abaixo da placa facial, tornando o conjunto biocompatível. Para fixar o tubo ao conjunto, use uma agulha hipodérmica para enfiar fios de aço inoxidável através da parede em três posições igualmente espaçadas (cada uma com 3,8 mm de distância) ao longo de seu comprimento.</li>
	<li>Coloque entalhes igualmente espaçados em cada canto do conector para ancorar os fios contra a superfície do conjunto. Torça as extremidades de cada fio com um alicate para apertar o tubo até o conjunto para formar uma saia.</li>
	<li>Faça uma marca permanente no patch de poliéster em uma extremidade do recipiente. NOTA: Use esta marca para orientação para identificar a extremidade rostral do recipiente durante a cirurgia de implante. Na direção rostral para caudal, a seguinte atribuição de eletrodo de pino para cada uma das duas linhas (lado esquerdo e direito) deve ser a seguinte: PCA EMG, TA-LCA EMG, orifício vazio, orifício vazio, ânodo RLN, cátodo RLN, ânodo SLN e cátodo SLN.</li>
</ol>6. Cabo de conexão externa para gravação pré-amplificador e estimulador
NOTA: Um cabo é usado para fazer conexões entre o recipiente de pele implantado e equipamentos externos durante as sessões de gravação de estimulação nervosa-EMG (seções 8 e 10). É composto por 12 fios isolados terminando com pinos masculinos para inserir em pinos femininos no recipiente da pele. Este cabo consiste em duas partes: um plugue de gravação EMG e fios de estimulação nervosa. Um plugue de gravação é necessário para isolar sinais EMG de baixa tensão de artefatos de estímulo de alta tensão que irradiam de pinos de estímulo. Pela mesma razão, dois orifícios em cada fileira do recipiente de pele são deixados desocupados para separar pinos de gravação dos pinos de estimulação.
<ol><li>Para fazer o plugue de gravação EMG, use um conector de tira masculino (mesmo comprimento e largura, mas metade da altura de um conector feminino). Corte-o em dois pedaços, cada um contendo apenas dois buracos. Afixar as duas peças usando adesivo de fenol usando a mesma abordagem para fazer o conector de linha dupla no recipiente da pele (passo 5.1). Pegue os quatro fios de gravação EMG no cabo e insira seus pinos masculinos terminais em cada um dos quatro orifícios até que eles se tranquem no lugar com as pontas salientes além da borda da tira.</li>
	<li>Use cimento ósseo para selar a parte superior do plugue para isolar as junções de pino de arame.</li>
	<li>Use os oito fios restantes no cabo terminando em pinos masculinos para fazer conexões individuais com as algemas de estimulação nervosa através de seus pinos femininos.</li>
</ol>7. Primeira cirurgia de implante
<ol><li>Obtenha um canino de 1 a 2 5 anos de idade, 20-25 kg de ambos os sexos de uma fazenda licenciada. Aclimatar o animal antes da cirurgia de implante asséptico. Autoclave todos os equipamentos antes da cirurgia. Retenha comida por 10-12 h antes da cirurgia.</li>
	<li>Prepare o animal para a cirurgia.
	<ol>
<li>Raspe a cabeça e o pescoço do animal e limpe a pele com álcool e solução de esfoliante betadine. Anestesiar o animal por injeção intravenosa de 2-4 mg/kg de tiletamina e zolazepam, seguido de 3% de isoflurano em oxigênio através de intubação.</li>
		<li>Coloque o animal sobre uma mesa de operação com uma almofada de aquecimento na posição supina e enrapeo cirurgicamente o animal. Monitore a freqüência cardíaca do animal, a freqüência respiratória, a temperatura corporal e a saturação de oxigênio pelo menos a cada 15 min durante toda a cirurgia para garantir estabilidade fisiológica em um plano moderado de anestesia.</li>
	</ol></li>
	<li>Faça uma incisão no pescoço da tireóide até o manúbrio. Dissecar a traqueia livre do esôfago e expor a borda inferior da cartilagem cricoide.</li>
	<li>Posicione a braçadeira de estímulo em cada uma das LNs bilaterais e RLNs. Feche os lábios de cada braçadeira usando as suturas fechadas.</li>
	<li>Faça uma janela de cartilagem com um soco de biópsia (4 mm de diâmetro) na superfície anterior da cartilagem da tireóide em cada lado. Exponha os aspectos laterais de ambos os complexos musculares TA-LCA. Insira os eletrodos de gravação EMG nos complexos musculares TA-LCA usando uma agulha de 23 G inserindo a farpa na ponta da agulha. Suture o remendo de poliéster eletrodo na cartilagem.</li>
	<li>Coloque o eletrodo DBS juntamente com seu eletrodo de gravação EMG de fio de gancho companheiro sob o músculo PCA de cada lado. Use um endoscópio para confirmar que a estimulação produz abdução da dobra vocal para cada canal. Ancore os eletrodos DBS na cartilagem cricoid por suturas não absorvíveis de 4-0.</li>
	<li>Insira todos os fios dos eletrodos de gravação de estimulação nervosa-EMG no recipiente através de seus pinos femininos. Pressione os pinos em furos com uma ferramenta de inserção feita a partir de um hemostat. Sele a superfície inferior do recipiente para isolar as junções de pino de chumbo usando cimento ósseo.
	<ol>
<li>Após o cimento endurecer, coloque o recipiente na extremidade rostral da incisão midline através da pele e sutura-o para tecidos subcutâneos através de sua saia de poliéster. Conecte a borda da pele ao recipiente por suturas que passam pelos orifícios na placa facial. NOTA: Uma mandíbula do hemostat tem uma fenda final que leva a um buraco na contra-pia. O fio de chumbo pode ser posicionado através da fenda no orifício e o contra-dissipador colocado contra a cabeça do pino. A segunda mandíbula é colocada no lado oposto do recipiente. Espremer o hemostato pressiona o pino em seu respectivo orifício de receptáculo.</li>
	</ol></li>
	<li>Faça uma incisão no pescoço esquerdo para expor o músculo trapézio. Realizar dissecção para fazer um bolso submuscular para colocação do gerador de pulso implantável. Túnel cada DBS leva subcutâneamente à incisão do pescoço para inserção no IPG.</li>
	<li>Feche todas as feridas cirúrgicas com suturas. Monitore o animal de perto até a recuperação completa da cirurgia.</li>
	<li>Fornecer analgésicos pós-operatórios (por exemplo, buprenorfina: 0,01-0,02 mg/kg) rotineiramente por até 48 h. Administrar antibióticos (por exemplo, cefpodoxime: 10 mg/kg) oralmente para o animal por pelo menos 3 dias. Abrigar o animal sozinho depois durante todo o estudo, e restringir o exercício por um período de 10 dias para permitir a cicatrização normal da ferida e estabilização do dispositivo implantado. NOTA: O recipiente da pele deve ser limpo diariamente com solução antisséptica compatível com tecido. Além disso, os pinos masculinos dummy devem ser inseridos nos pinos femininos do recipiente de pele rotineiramente, exceto durante as sessões de gravação do EMG. Esta manobra evitará o acúmulo de detritos no recipiente, permitirá que conexões eficazes sejam feitas com o cabo externo e evitará infecções.</li>
</ol>8. Sessões de gravação de estimulação nervosa-EMG na linha de base
NOTA: Realize estas sessões 2x-3x após a cirurgia de implante (seção 7) e antes da cirurgia de transsecção nervosa (seção 9) para obter sinais EMG de linha de base quando as RLNs bilaterais estiverem intactas. Aplique o protocolo a seguir durante uma sessão padrão de gravação de estimulação nervosa-EMG (seções 8 e 10).
<ol><li>Reter alimentos antes do procedimento para 10-12 h. Anestesiar o animal com a combinação de tiletamina e zolazepam (dose inicial de carga de 2-4 mg/kg por injeção intravenosa, em seguida, manter com 0,4 mg/kg por hora através de uma linha i.v. ). Coloque o animal em uma almofada de aquecimento em posição supina e mantenha o animal em um plano moderado de anestesia. Monitore os sinais vitais do animal durante o procedimento conforme descrito na etapa 7.2.</li>
	<li>Insira um endoscópio rígido de zero grau com uma câmera de vídeo CCD anexada através de um laringoscópio para visualizar o movimento da dobra vocal ao nível da grunagem.</li>
	<li>Interface o cabo externo que se conecta ao estimulador de laboratório e pré-amplificadores EMG ao recipiente de pele através de seu plugue e pinos. Conecte as saídas dos pré-amplificadores a um dispositivo de aquisição de dados e/ou um osciloscópio para exibir, gravar e medir sinais EMG.</li>
	<li>Fornecer estímulos (pulsos de onda quadrada única, 0,1-0,5 ms de duração, 0,5-2,0 mA amplitude) para as RLNs esquerda e direita, respectivamente, para registrar respostas EMG evocadas de complexos bilaterais ta-LCA e músculos PCA em cada condição.</li>
	<li>Fornecer estímulos (pulsos de onda quadrada única, 0,1-0,5 ms de duração, 0,5-2,0 mA amplitude) para as SLNs esquerda e direita, respectivamente, para registrar respostas EMG evocadas de complexos bilaterais ta-LCA e músculos PCA em cada condição.</li>
	<li>Entregar CO2 misturado com ar de quarto através da boca do animal para induzir hipercapnia e aumentar o esforço respiratório do animal. Limitar a exposição a 1 min, durante o qual ocorrerá o recrutamento máximo de unidades motoras inspiratórias. Registre atividades espontâneas de EMG de complexos TA-LCA e músculos PCA sob esta condição hipercapnica.</li>
	<li>Monitore o animal até a recuperação total da anestesia e devolva o animal para a instalação.</li>
</ol>9. Segunda Cirurgia para Transsecção Nervosa e Anastomose
<ol><li>Realizar a segunda cirurgia 10-14 dias após a primeira cirurgia. Retenha comida por 10-12 h antes da cirurgia.</li>
	<li>Anestesiar o animal, cortina rastizar e monitorar os sinais vitais intraoperatóriamente utilizando a técnica descrita na etapa 7.2.</li>
	<li>Remova as suturas e reabra a incisão da linha média por dissecção contundente sempre que possível. Evite danos à implantação anterior durante a dissecção. Exponha as RLNs bilaterais através da dissecção. Isolam, transecto e anastomose cada nervo com monofilamento 7-0, suturas não absorvíveis para induzir paralisia laríngea bilateral.</li>
	<li>Irrigar a incisão do pescoço com soro estona estéril e antibiótico de gentamicina. Feche os tecidos musculares e subcutâneos usando suturas absorvíveis 3-0. Fechar a pele com 3-0 suturas monofilamentonão absorvíveis.</li>
	<li>Monitore o animal de perto até a recuperação completa da cirurgia.</li>
	<li>Fornecer analgésicos (por exemplo, buprenorfina: 0,01-0,02 mg/kg) rotineiramente por até 48 h no pós-operatório. Dê antibióticos (por exemplo, cefpodoxime: 10 mg/kg) oralmente ao animal por pelo menos 3 dias. Restringir o animal do exercício por um período de 10 dias para permitir a cicatrização normal da ferida.</li>
</ol>10. Sessões de gravação de estimulação nervosa-EMG após lesões bilaterais de RLN
<ol><li>Realize essas sessões 1x por semana durante os primeiros 3 meses e, em seguida, quinzenalmente. Siga o protocolo descrito na seção 8 para estas sessões.</li>
</ol>

<ol><li>Wikipedia contributors. Electromyography. Wikipedia, The Free Encyclopedia. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://en.wikipedia.org/wiki/Electromyography">https://en.wikipedia.org/wiki/Electromyography</a> (2019).</li>
<li>Zealear, D. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stimulation+of+denervated+muscle+promotes+selective+reinnervation%2C+prevents+synkinesis%2C+and+restores+function%5BTitle%5D)+AND+%22The+Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Stimulation of denervated muscle promotes selective reinnervation, prevents synkinesis, and restores function.</a> The Laryngoscope. 124 (5), 180-187 (2014).</li>
<li>Gaweł, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrodiagnostics%3A+MUNE+and+MUNIX+as+methods+of+estimating+the+number+of+motor+units+-+biomarkers+in+lower+motor+neurone+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Neurologia+i+neurochirurgia+polska%22%5BJournal%5D)">Electrodiagnostics: MUNE and MUNIX as methods of estimating the number of motor units - biomarkers in lower motor neurone disease.</a> Neurologia i neurochirurgia polska. 53 (4), 251-257 (2019).</li>
<li>Foerster, G., Mueller, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laryngeal+EMG%3A+Preferential+damage+of+the+posterior+cricoarytenoid+muscle+branches+especially+in+iatrogenic+recurrent+laryngeal+nerve+lesions%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Laryngeal EMG: Preferential damage of the posterior cricoarytenoid muscle branches especially in iatrogenic recurrent laryngeal nerve lesions.</a> Laryngoscope. 128 (5), 1152-1156 (2018).</li>
<li>Lin, R. J., Smith, L. J., Munin, M. C., Sridharan, S., Rosen, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Innervation+status+in+chronic+vocal+fold+paralysis+and+implications+for+laryngeal+reinnervation%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Innervation status in chronic vocal fold paralysis and implications for laryngeal reinnervation.</a> Laryngoscope. 128 (7), 1628-1633 (2018).</li>
<li>Koh, T. J., Leonard, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+implantable+electrical+interface+for+in+vivo+studies+of+the+neuromuscular+system%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">An implantable electrical interface for in vivo studies of the neuromuscular system.</a> Journal of Neuroscience Methods. 70 (1), 27-32 (1996).</li>
<li>Grimonprez, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Preclinical+Study+of+Laryngeal+Motor-Evoked+Potentials+as+a+Marker+Vagus+Nerve+Activation%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Neural+Systems%22%5BJournal%5D)">A Preclinical Study of Laryngeal Motor-Evoked Potentials as a Marker Vagus Nerve Activation.</a> International Journal of Neural Systems. 25 (8), 1550034(2015).</li>
<li>Haidar, Y. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+recurrent+laryngeal+nerve+stimulation+using+a+penetrating+electrode+array+in+the+feline+model%5BTitle%5D)+AND+%22The+Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Selective recurrent laryngeal nerve stimulation using a penetrating electrode array in the feline model.</a> The Laryngoscope. 128 (7), 1606-1614 (2018).</li>
<li>Kneisz, L., Unger, E., Lanmüller, H., Mayr, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+Vitro+Testing+of+an+Implantable+Wireless+Telemetry+System+for+Long-Term+Electromyography+Recordings+in+Large+Animals%5BTitle%5D)+AND+%22Artificial+Organs%22%5BJournal%5D)">In Vitro Testing of an Implantable Wireless Telemetry System for Long-Term Electromyography Recordings in Large Animals.</a> Artificial Organs. 39 (10), 897-902 (2015).</li>
<li>Inzelberg, L., Rand, D., Steinberg, S., David-Pur, M., Hanein, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Wearable+High-Resolution+Facial+Electromyography+for+Long+Term+Recordings+in+Freely+Behaving+Humans%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">A Wearable High-Resolution Facial Electromyography for Long Term Recordings in Freely Behaving Humans.</a> Scientific Reports. 8 (1), (2018).</li>
<li>Horn, K. M., Pong, M., Batni, S. R., Levy, S. M., Gibson, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+specialization+within+the+cat+red+nucleus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Functional specialization within the cat red nucleus.</a> Journal of Neurophysiology. 87 (1), 469-477 (2002).</li>
<li>Larson, C. R., Kistler, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+relationship+of+periaqueductal+gray+neurons+to+vocalization+and+laryngeal+EMG+in+the+behaving+monkey%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Brain+Research%22%5BJournal%5D)">The relationship of periaqueductal gray neurons to vocalization and laryngeal EMG in the behaving monkey.</a> Experimental Brain Research. 63 (3), 596-606 (1986).</li>
<li>Zealear, D., Larson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Microelectrode+Study+of+Laryngeal+Motoneurons+in+the+Nucleus+Ambiguus+of+the+Awake+Vocalizing+Monkey%5BTitle%5D)+AND+%22Vocal+Fold+Physiology+Volume%22%5BJournal%5D)">A Microelectrode Study of Laryngeal Motoneurons in the Nucleus Ambiguus of the Awake Vocalizing Monkey.</a> Vocal Fold Physiology Volume. 2, 229-238 (1988).</li>
<li>Zealear, D. L., Billante, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurophysiology+of+vocal+fold+paralysis%5BTitle%5D)+AND+%22Otolaryngologic+Clinics+of+North+America%22%5BJournal%5D)">Neurophysiology of vocal fold paralysis.</a> Otolaryngologic Clinics of North America. 37 (1), 1-23 (2004).</li>
<li>Zealear, D. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+Stimulation+of+a+Denervated+Muscle+Promotes+Selective+Reinnervation+by+Native+Over+Foreign+Motoneurons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Electrical Stimulation of a Denervated Muscle Promotes Selective Reinnervation by Native Over Foreign Motoneurons.</a> Journal of Neurophysiology. 87 (4), 2195-2199 (2002).</li>
<li>Insalaco, G., Kuna, S. T., Cibella, F., Villeponteaux, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thyroarytenoid+muscle+activity+during+hypoxia%2C+hypercapnia%2C+and+voluntary+hyperventilation+in+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Thyroarytenoid muscle activity during hypoxia, hypercapnia, and voluntary hyperventilation in humans.</a> Journal of Applied Physiology. 69 (1), 268-273 (1990).</li>
<li>Ludlow, C. L., Van Pelt, F., Koda, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characteristics+of+Late+Responses+to+Superior+Laryngeal+Nerve+Stimulation+in+Humans%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Otology%2C+Rhinology+%26+Laryngology%22%5BJournal%5D)">Characteristics of Late Responses to Superior Laryngeal Nerve Stimulation in Humans.</a> Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 101 (2), 127-134 (1992).</li>
<li>Li, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+Ventilation+and+Voice+Outcomes+between+Unilateral+Laryngeal+Pacing+and+Unilateral+Cordotomy+for+the+Treatment+of+Bilateral+Vocal+Fold+Paralysis%5BTitle%5D)+AND+%22ORL%22%5BJournal%5D)">Comparison of Ventilation and Voice Outcomes between Unilateral Laryngeal Pacing and Unilateral Cordotomy for the Treatment of Bilateral Vocal Fold Paralysis.</a> ORL. 75 (2), 68-73 (2013).</li>
<li>Mueller, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laryngeal+pacing+for+bilateral+vocal+fold+immobility%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Otolaryngology+%26+Head+and+Neck+Surgery%22%5BJournal%5D)">Laryngeal pacing for bilateral vocal fold immobility.</a> Current Opinion in Otolaryngology & Head and Neck Surgery. 19 (6), 439-443 (2011).</li>
<li>Crumley, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laryngeal+Synkinesis+Revisited%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Otology%2C+Rhinology+%26+Laryngology%22%5BJournal%5D)">Laryngeal Synkinesis Revisited.</a> Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 109 (4), 365-371 (2000).</li>
<li>Hydman, J., Mattsson, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Collateral+reinnervation+by+the+superior+laryngeal+nerve+after+recurrent+laryngeal+nerve+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Collateral reinnervation by the superior laryngeal nerve after recurrent laryngeal nerve injury.</a> Muscle & Nerve. 38 (4), 1280-1289 (2008).</li>
<li>Marie, J. P., Navarre, I., Lerosey, Y., Magnier, P., Dehesdin, D., Andrieu Guitrancourt, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bilateral+laryngeal+movement+disorder+and+synkinesia%3A+value+of+botulism+toxin.+Apropos+of+a+case%5BTitle%5D)+AND+%22Rev+Laryngol+Otol+Rhinol+%28Bord%29%22%5BJournal%5D)">Bilateral laryngeal movement disorder and synkinesia: value of botulism toxin. Apropos of a case.</a> Rev Laryngol Otol Rhinol (Bord). 119 (4), 261-264 (1998).</li>
<li>Zealear, D. L., Billante, C. R., Sant’anna, G. D., Courey, M. S., Netterville, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrically+stimulated+glottal+opening+combined+with+adductor+muscle+botox+blockade+restores+both+ventilation+and+voice+in+a+patient+with+bilateral+laryngeal+paralysis%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Otology%2C+Rhinology+and+Laryngology%22%5BJournal%5D)">Electrically stimulated glottal opening combined with adductor muscle botox blockade restores both ventilation and voice in a patient with bilateral laryngeal paralysis.</a> Annals of Otology, Rhinology and Laryngology. 111 (6), 500-506 (2002).</li>
<li>Zealear, D. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reanimation+of+the+paralyzed+human+larynx+with+an+implantable+electrical+stimulation+device%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Reanimation of the paralyzed human larynx with an implantable electrical stimulation device.</a> Laryngoscope. 113 (7), 1149-1156 (2003).</li>
<li>Mueller, A. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laryngeal+pacing+via+an+implantable+stimulator+for+the+rehabilitation+of+subjects+suffering+from+bilateral+vocal+fold+paralysis%3A+A+prospective+first-in-human+study%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Laryngeal pacing via an implantable stimulator for the rehabilitation of subjects suffering from bilateral vocal fold paralysis: A prospective first-in-human study.</a> Laryngoscope. 126 (8), 1810-1816 (2016).</li>
<li>Li, Y., Garrett, G., Zealear, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+Treatment+Options+for+Bilateral+Vocal+Fold+Paralysis%3A+A+State-of-the-Art+Review%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+and+Experimental+Otorhinolaryngology%22%5BJournal%5D)">Current Treatment Options for Bilateral Vocal Fold Paralysis: A State-of-the-Art Review.</a> Clinical and Experimental Otorhinolaryngology. 10 (3), 203-212 (2017).</li>
<li>Li, Y., Huang, S., Zealear, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+implantable+system+for+In+Vivo+chronic+electromyographic+study+in+the+larynx%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">An implantable system for In Vivo chronic electromyographic study in the larynx.</a> Muscle & Nerve. 55 (5), 706-714 (2017).</li>
<li>Connor, N. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tongue+muscle+plasticity+following+hypoglossal+nerve+stimulation+in+aged+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Tongue muscle plasticity following hypoglossal nerve stimulation in aged rats.</a> Muscle & Nerve. 47 (2), 230-240 (2013).</li>
</ol>

Dr. David Zealear está comercializando esta tecnologia implantável, estimulação nervosa-EMG para uma variedade de sistemas neuromusculares e modelos animais.

Este artigo descreve os passos necessários na fabricação de um novo sistema econômico e implantável para estimulação de nervos laríngeos e registro de respostas emg de músculos laríngeos a longo prazo. O protocolo é descomplicado e pode produzir um implante que é compacto o suficiente para ser utilizado em um animal tão pequeno quanto um rato. Existem várias etapas críticas que devem ser enfatizadas. Primeiro, os fios de chumbo devem ser enrolados com cuidado e uniformemente para evitar o desinlserção de chumbo, torção ou quebra. Se uma máquina de enrolamento não estiver disponível, os cabos enrolados pré-fabricados podem ser obtidos comercialmente. Em segundo lugar, a estratégia de inserir fios de chumbo em um tubo de silicone para formar um "V" que atravessa o nervo é fundamental para promover a entrega da corrente através do nervo dentro da braçadeira. Se ambos os cabos forem colocados no mesmo lado do tubo, pode ocorrer desvio de corrente entre eletrodos. Também é importante que as pistas estejam posicionadas contra a parede interna do tubo para evitar a possibilidade de lesão de fatia no nervo.
Em terceiro lugar, durante a cirurgia de implantação, os nervos laríngeos devem ser dissecados cuidadosamente para evitar danos. Na fase posterior da implantação, ao inserir pinos no recipiente, deve-se aplicar força ao pino em alinhamento ao seu orifício para evitar a dobra súbita da cabeça do pino. Posteriormente, o cimento ósseo deve ser distribuído minuciosamente no fundo do recipiente para isolamento completo e prevenção de crosstalk entre os canais. Por fim, a prevenção da infecção é fundamental para garantir a integridade do sistema de implanteao longo do tempo. Pode ser alcançado por uma combinação de várias manobras: adição de uma saia ao recipiente, administração de antibióticos, limpeza diária da ferida e recipiente com solução antisséptica compatível com tecido, e colocação de pinos masculinos manequim nos pinos femininos do recipiente para mantê-los limpos de detritos entre as sessões.
O protocolo foi comprovado como bem sucedido neste modelo laríngeo de cachorro. No entanto, algumas modificações ou estratégias alternativas podem ser consideradas para outras aplicações. Por exemplo, as pontas de sensoriamento desisoladas dos eletrodos EMG PCA e TA-LCA são ancoradas nos músculos por um meio externo - seja o enxerto de poliéster ou o eletrodo DBS. Em uma aplicação em que a ancoragem externa não é necessária ou realizada, a farpa do eletrodo por si só pode servir como âncora. Nesse caso, o fio de aço inoxidável revestido de Teflon pode ser preferível ao fio multifilamento, tendo em vista sua maior resistência à tração, proporcionando uma barb que é mais estável no tecido. No entanto, deve-se notar que os fios multifilamentos podem ser menos propensos à quebra. Uma estratégia alternativa para a fabricação e montagem do recipiente de pele é a impressão 3D usando polímeros biocompatíveis (por exemplo, MED610 da Stratasys). Isso pode simplificar o processo de fabricação.
Após a cirurgia de implantação e recuperação do animal, são realizadas sessões fisiológicas com as RLNs ainda intactas para obter dados de linha de base. Durante uma sessão, a ausência de sinais EMG de um músculo laríngeo pode ocorrer após a estimulação rln. Para solucionar problemas da causa(Tabela 1),deve-se primeiro determinar se o movimento da dobra vocal está presente. Se ele estiver presente, isso significa que o nervo é efetivamente ativado pela braçadeira, mas há um problema com o chumbo EMG. Nesta situação, os usuários devem olhar melhor para o artefato de estímulo EMG. Se o artefato EMG estiver ausente, provavelmente haverá uma descontinuidade na entrada EMG para o pré-amplificador. O ruído de sessenta ciclos também estará presente e grande em amplitude. Se o artefato for grande, desviar de um pino de estímulo para o pino de gravação pode ser responsável por saturar o pré-amplificador do canal e obliterar a resposta do EMG. Se o artefato estiver normal, então o chumbo EMG provavelmente se deslocou do músculo e não pode detectar sua atividade. Por outro lado, se o movimento da dobra vocal está ausente, então o nervo não está sendo ativado. Se o artefato estiver ausente, pode haver uma descontinuidade no circuito de estimulação, impedindo a ativação do nervo. Se o artefato parecer normal, o nervo pode ter sido ferido durante a cirurgia de implante ou o manguito pode ter migrado para fora do nervo. Uma estratégia semelhante pode ser aplicada para solucionar problemas da causa de sinais EMG ausentes durante a estimulação SLN.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1"><tbody>
<tr>
<td>Nervo estimulado</td>
			<td>Músculo saudoso</td>
			<td>Movimento da dobra vocal ipsilateral</td>
			<td>Artefato de estímulo</td>
			<td>Causas</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="5">RLN</td>
			<td rowspan="5">PCA e/ou TA-LCA</td>
			<td rowspan="3">Sim</td>
			<td>Ausente (ruído de 60 ciclos presente)</td>
			<td>Descontinuidade na entrada EMG ao pré-amplificador (por exemplo, chumbo, pino, cabo);</td>
		</tr>
<tr>
<td>Grande</td>
			<td>Conversa cruzada entre stim e pinos de gravação no recipiente</td>
		</tr>
<tr>
<td>Normal</td>
			<td>Deslocamento do eletrodo EMG</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="2">Não</td>
			<td>Ausente</td>
			<td>Descontinuidade no circuito de estimulação</td>
		</tr>
<tr>
<td>Normal</td>
			<td>1. Lesão RLN; 2. Luxação da braçadeira</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="5">Sln</td>
			<td rowspan="5">TA-LCA</td>
			<td rowspan="3">Sim</td>
			<td>Ausente (ruído de 60 ciclos presente)</td>
			<td>Descontinuidade na entrada EMG ao pré-amplificador (por exemplo, chumbo, pino, cabo);</td>
		</tr>
<tr>
<td>Grande</td>
			<td>Conversa cruzada entre stim e pinos de gravação no recipiente</td>
		</tr>
<tr>
<td>Normal</td>
			<td>Deslocamento do eletrodo EMG</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="2">Não</td>
			<td>Ausente</td>
			<td>Descontinuidade no circuito de estimulação</td>
		</tr>
<tr>
<td>Normal</td>
			<td>1. Lesão SLN ou RLN; 2. Luxação da braçadeira</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabela 1: Guia de solução de problemas.
Deve-se mencionar que existem duas pequenas limitações na aplicação atual desta tecnologia. Primeiro, a dobra súbita do pino feminino durante a inserção no recipiente ocorreu em vários casos. Felizmente, os pinos podem ser endireitados e inseridos em seus orifícios com sucesso. Se o dano do pino for irreparável, o chumbo e todo o seu componente precisam ser substituídos. Portanto, os componentes de backup devem estar prontamente disponíveis antes da cirurgia. Em segundo lugar, o tempo necessário para completar a implantação cirúrgica é longo (~10 h). A longa duração reflete parcialmente o grande número de componentes de estimulação e recodificação necessários para este estudo: quatro nervos, quatro músculos, um recipiente e um IPG. Se forem necessários menos componentes usando esta tecnologia, o tempo de implantação deve ser significativamente reduzido (por exemplo, o modelo de língua de rato28).
Essa abordagem tecnológica introduz vários recursos que têm vantagem sobre os métodos existentes. O entalo dos fios de chumbo é a característica mais nova e importante deste sistema. Os condutores enrolados não são comumente disponíveis para experimentação animal não comercial, apesar dos muitos benefícios que proporcionam. Um chumbo enrolado pode ser expandido para o comprimento desejado durante a implantação. Além disso, ele se esticará na hora acordada, movendo o animal para evitar a luxação da ponta do eletrodo ou quebra do fio após a implantação. Esta característica garante a longevidade do implante e estimulação nervosa estável e registro muscular a longo prazo. Além disso, adicionar uma saia compatível com tecido ao redor do recipiente previne a exposição da ferida a este corpo estranho e promove a fibrose normal e a cicatrização da ferida na ausência de infecção. Estudos anteriores sem essa saia resultaram em infecção precoce e término prematuro do experimento. Por fim, este sistema de implante é compacto e multicanalizado, permitindo a aquisição efetiva de dados de inúmeras estruturas neuromusculares em modelos animais de vários tamanhos.
Esta abordagem técnica foi adaptada e traduzida com sucesso para um modelo de rato. Este estudo foi projetado para investigar o efeito do condicionamento elétrico na prevenção da atrofia muscular da língua e disfunção no rato envelhecido. Os nervos hipoglossais foram implantados com os eletrodos da braçadeira para condicionamento e a língua implantada com os eletrodos de gravação EMG28. Essa tecnologia também pode ser utilizada em outras aplicações de pesquisa. Como uma extensão do protocolo atual na laringe canina, os efeitos do condicionamento elétrico na promoção da reinervação seletiva estão atualmente sendo estudados em músculos faciais de coelho. Este estudo pode fornecer uma base para a prevenção da sincinese facial em pacientes com paralisia de Bell, uma condição médica comum e debilitante. Um uso potencial final desta tecnologia é estimular e registrar a partir de animais acordados e livremente em movimento. Atualmente, tais dados foram obtidos via cabo externo de ratos acordados e sem restrições28. No futuro, esse sistema econômico também pode ser combinado com a tecnologia remota de estimulação de gravação (por exemplo, telemetria) para ativar ou sondar sistemas neuromusculares sem fio.

O registro emg é uma técnica útil para medir a atividade elétrica produzida por um músculo esquelético quando ativado por estimulação elétrica de seu nervo ou disparo espontâneo de suas unidades motoras. O monitoramento de sinais EMG pode ser utilizado para avaliação da transmissão neuromuscular e da biomecânica muscular1. A gravação emg também desempenha um papel importante na caracterização da qualidade e magnitude da reinervação muscular após lesão nervosa2,3,4,5. No entanto, várias gravações emg durante todo o período de reinervação não podem ser alcançadas por uma abordagem invasiva. Portanto, os dispositivos implantáveis foram projetados e desenvolvidos para estimulação e gravação repetidas e crônicas em sistemas neuromusculares66,77,8,,9,,10,,11,,12,,13. O objetivo deste artigo é descrever um protocolo para a fabricação e implantação de um sistema estável para a obtenção de dados EMG cronológicos confiáveis da laringe.
Este sistema é aplicado aqui ao estudo da reinervação muscular laríngea. Uma breve visão geral da laringe é fornecida para orientação (Figura 1). Uma coordenação precisa entre componentes sensoriais e motores é essencial para o movimento muscular adequado durante a respiração, a voz e a proteção das vias aéreas. O músculo PCA, localizado na laringe posterior, é o único sequestrador da dobra vocal. Este músculo é ativado espontaneamente durante a inspiração para aumentar a área glotal para inalação. O complexo TA-LCA é o principal adutor da dobra vocal. Ativação deste complexo muscular juntamente com outro adutor (ou seja, o músculo interarytenoide) medializam a dobra para vibração e produção de som e fecham a dobra para proteção das vias aéreas durante a deglutição.
Além disso, as fibras dos neurônios motores inervam os músculos abdutores e adutores no RLN. Os músculos abdutor e adutor podem ser distinguidos com base na composição da unidademotora 14,15. O músculo PCA apresenta aumento do disparo durante as condições hipercapnicas e/ou hipóxica16 devido à presença de unidades motoras inspiratórias. Em contrapartida, as unidades motoras de fechamento glotático reflexo (RGC), que fecham a glote reflexivamente através da ativação de receptores sensoriais dentro da mucosa laríngea, estão presentes no complexo muscular TA-LCA. O ramo interno do nervo laríngeo superior (SLN) carrega as fibras aferentes dos receptores sensoriais na laringe17. Embora a voz seja principalmente uma função adutora, tanto as unidades de motor abdutor quanto adutora estão envolvidas neste comportamento laríngeo altamente evoluído.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60345/60345fig1.jpg"> Figura 1: Anatomia da laringe. Os componentes deste sistema implantável também são exibidos. SLN = nervo laríngeo superior; RLN = nervo laríngeo recorrente; PCA = músculo cricoarytenoide posterior; TA-LCA = complexo muscular de trítesioide-lateral cricoarytenoide; DBS = estimulação cerebral profunda. Este número foi reproduzido com permissão de Wiley27. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60345/60345fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
A lesão no RLN pode resultar em paralisia da dobra vocal (VFP), o que compromete tanto as funções de abdução quanto a adutora devido à denervação do músculo laríngeo14,,18,19. Posteriormente, ocorre a regeneração das fibras nervosas rln e a reinervação dos músculos. No entanto, a reinervação é um processo aleatório e resulta em reconexão muscular inadequada e mal direcionada na maioria dos casos. Isto é referido como sincinese, na qual a ativação espontânea de antagonistas abdutores e adutores é defeituosa e produz movimento ineficaz ou mesmo paradoxal das dobras vocais14,,19,20,21. Com a sincinese, a função crítica que se perde é o sequestro da dobra vocal, resultando em ventilação inadequada. Embora existam tentativas contínuas de tratar a sinese laríngea por qualquer um dos 1) bloqueio do fechamento glotésico com Botox22,23 ou 2) estimulando eletricamente a abertura glotética com um marca-passo implantável24,25, não há intervenção clínica que previne de forma confiável a sincinese26. No entanto, há evidências de que o condicionamento elétrico do músculo PCA durante a reinervação em baixa frequência promove a reconexão neuromuscular adequada e minimiza a sincinese de acontecer. Estudos estão sendo conduzidos para elucidar os mecanismos subjacentes2.
O foco deste artigo é descrever um sistema implantável simples e barato para estimulação nervosa crônica e gravação de EMG. Este sistema pode ser usado para investigar os efeitos do condicionamento elétrico de baixa frequência do músculo PCA sobre a especificidade de sua reinervação subseqüente. Os sinais EMG obtidos por este sistema podem refletir a qualidade e a quantidade de reinervação muscular laríngea ao longo do tempo.

<table><tbody><tr><td>Agulha hipodérmica de calibre 20 G x 1"</td><td>BD</td><td>305175</td><td></td></tr><tr><td>Agulha hipodérmica de calibre 23 G x 1"</td><td>BD</td><td>305145</td><td></td></tr><tr><td>Agulha hipodérmica de calibre 25 G x 1"</td><td>BD</td><td>305125</td><td></td></tr><tr><td>3-0 suturas absorvíveis, COATED VICRYL</td><td>Ethicon</td><td>J219H</td><td></td></tr><tr><td>3-0 monofilamento, suturas não absorvíveis, Prolene</td><td>Ethicon</td><td>8684G</td><td></td></tr><tr><td>4-0 monofilamento, suturas não absorvíveis, Prolene</td><td>Ethicon</td><td>8871H</td><td></td></tr><tr><td>6-0 monofilamento, sutura de agulha cônica não absorvível, Prolene</td><td>Ethicon</td><td>8805</td><td></td></tr><tr><td>7-0 monofilamento, suturas não absorvíveis, Prolene</td><td>Ethicon</td><td>M8735</td><td></td></tr><tr><td>Adesivo silicone solvente-Hexamethydisiloxane 98%</td> Código <td>ACROS</td><td>194790100</td><td>para diluição de adesivo modical silicone</td></tr><tr><td>Cimento ósseo</td><td>Zimmer</td><td>1102-16</td><td>20g pó 10 mL líquido</td></tr><tr><td>Buprenorfina (Buprenex, ampolas de 1 mLl)</td><td>Reckitt Benckiser Healthcare (UK) Ltd</td><td>12496-0757-1</td><td></td></tr><tr><td>Câmera de vídeo CCD conectada ao endoscópio</td><td>Sony</td><td>MCC500MD</td><td></td></tr><tr><td>Cefpodoxima (comprimidos Simplicef 100 mg)</td><td>Zoetis</td><td>5228</td><td></td></tr><tr><td>Dispositivo de aquisição de dados, PowerLab 16/35</td><td>ADInstruments, Inc</td><td>5761-E</td><td></td></tr><tr><td>Eletrodos de estimulação cerebral profunda (DBS)</td><td>Abbott</td><td>6172ANS</td><td></td></tr><tr><td>Osciloscópio digital</td><td>Tektronix</td><td>DPO71304SX</td><td></td></tr><tr><td>Gerador de pulso implantável (IPG), Infinity</td><td>Abbott</td><td>6660ANS</td><td></td></tr><tr><td>Enxerto de poliéster tricotado</td><td>Meadox Medical Inc</td><td>92220</td><td>20 mm de diâmetro</td></tr><tr>Micro tubulação <td>Amazon.com</td><td>BB31695-PE/13-10</td><td>OD 0,156 do polietileno da categoria médica micro ", identificação 0,094"</td><td></td></tr> <tr><td>pino fêmea do metal</td><td>Allied Electronics & Automação</td><td>220-S02-100</td><td></td></tr><tr><td>Eletrônica CDM</td> de<td>pino macho de metal</td><td>220-p02-1</td><td></td></tr><tr><td>Cabos enrolados pré-fabricados</td><td>Medical innovations Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tubulação de Laboratório Silastic</td><td>Cole-Parmer</td><td>2415569</td><td>OD 0.125", ID 0.062"</td></tr><tr><td>Adesivo Médico Silastic</td><td>Silicone Dow corning</td><td>Tipo A, 2 oz</td><td></td></tr><tr><td>Fio de monofilamento de aço inoxidável</td><td>The Harris Products Group</td><td>tipo 316</td><td>0.008" (revestido), 0.005" (nu</td></tr>)<tr><td>Perfurador de Biópsia Descartável Estéril (4 mm)</td><td>Instrumentos</td> <td>Sklar96-1146</td><td></td></tr><tr><td>Conector de tira</td><td>Eletrônica CDM</td><td>2.6 x 11.6 x 101.5 mm</td><td>linha única, redonda, furo passante</td></tr><tr><td>Fio de aço inoxidável multifilamento revestido de Teflon</td><td>Medwire</td><td>Parte 316, ss7/44T</td><td></td></tr><tr><td>Combinação de Tiletamina e Zolazepam, Telazol - 5 mL</td><td>Zoetis</td><td>004866</td><td></td></tr><tr><td>Solução antisséptica compatível com tecido, Nolvasan - 1 Galão</td><td>Zoetis</td><td>540561</td><td></td></tr><tr><td>Endoscópio rígido de zero grau</td><td>Karl Storz</td><td>8712AA</td><td></td></tr></tbody></table>

um sistema implantável para eletromiografia crônica in vivo

An Implantable System For Chronic In Vivo Electromyography

A eletromiografia (EMG) mede a resposta muscular à estimulação elétrica ou atividade espontânea das unidades motoras e desempenha um papel importante na avaliação da função neuromuscular. O registro crônico da atividade emg refletindo o estado de reinervação do músculo após lesão nervosa foi limitado, devido à natureza invasiva das técnicas tradicionais de gravação de EMG. Nesse sentido, um sistema implantável é projetado para gravação de EMG in vivo a longo prazo e estimulação nervosa. Foi aplicado e testado em um estudo sobre reinervação de músculos laríngeos. Este sistema consiste em 1) duas algemas nervosas de eletrodos bipolares e leva para estimular cada um dos dois nervos: o nervo laríngeo recorrente (RLN) e o ramo interno do nervo laríngeo superior (SLN); 2) dois eletrodos de gravação emg e condutores para cada um dos dois músculos laríngeos: músculo cricoarytenoide posterior (PCA) e complexo muscular de cricotenoide-lateral-tricoienoide (TA-LCA); e 3) um recipiente de pele que interentro todos os terminais de chumbo implantados a um pré-amplificador e estimulador de gravação externa usando um cabo de conexão. Os cabos são revestidos de Teflon, multifilamento, tipo 316 de aço inoxidável. Eles são enrolados e podem esticar durante o movimento corporal do animal acordado para evitar a quebra do chumbo e a migração de eletrodos. Este sistema é implantado durante uma cirurgia asséptica. Posteriormente, as gravações de EMG de linha de base são realizadas antes que o RLN seja transecido na segunda cirurgia para estudar a reinervação muscular. Ao longo do estudo, várias sessões fisiológicas são realizadas no animal anestesiado para obter atividade EMG evocada e espontânea que reflete o estado de reinervação dos músculos laríngeos. O sistema é compacto, livre de infecções ao longo do estudo, e altamente durável. Este sistema implantável pode fornecer uma plataforma confiável para pesquisas nas quais o registro de longo prazo ou a estimulação nervosa são necessários em um animal anestesiado ou livremente em movimento.

Exemplos dos componentes são mostrados na Figura 2. Da esquerda para a direita na Figura 2A estão o manguito de estímulo nervoso, o eletrodo de gravação TA-LCA, o eletrodo de gravação PCA e o recipiente de interface da pele, respectivamente. O tamanho relativo desses componentes pode ser apreciado. O recipiente de pele (Figura 2B) tem duas linhas de orifícios em que os pinos femininos no final de cada fio enrolado(Figura 2D) são inseridos. São inseridos em frente à placa facial (seta) durante a cirurgia de implantação. O recipiente tem uma saia de poliéster(Figura 2C)presa às paredes laterais do conector. Esta saia foi projetada para ancorar o recipiente em posição por infiltração de tecido conjuntivo. Cada chumbo EMG de aço inoxidável revestido de Teflon(Figura 2E)é desisolado (5 mm) na ponta para formar um eletrodo em forma de gancho para gravação muscular. O manguito de estimulação tem dois eletrodos roscados contra a parede interna do punho. Eles são separados por uma distância de 2 mm(Figura 2F) e formam uma forma "V"(Figura 2G)para garantir a entrega da corrente através do nervo.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60345/60345fig2.jpg"> Figura 2: Componentes do sistema de implante. (A) Da esquerda para a direita está o manguito de estímulo nervoso, eletrodo de gravação TA-LCA, eletrodo de gravação PCA e recipiente de interface da pele, respectivamente. (B) O recipiente de pele mostra duas fileiras de orifícios. (C) O recipiente mostra ndo uma saia de poliéster presa às paredes laterais do conector. (D) O fio enrolado contendo pinos femininos a serem inseridos em B. (E) O chumbo EMG revestido de teflon é desisolado (5 mm) na ponta para formar um eletrodo em forma de gancho para gravação muscular. (F) O manguito de estimulação tem dois eletrodos roscados contra a parede interna do punho, que são separados por 2 mm.  (G)Formação de forma "V" de eletrodos para garantir a entrega da corrente através do nervo. Este número foi modificado com a permissão27. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60345/60345fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
A Figura 3 mostra o recipiente de pele implantado e como o cabo do equipamento externo é conectado aos recipientes. Deve-se notar que os pinos masculinos manequim (não mostrados) são inseridos nos pinos femininos do recipiente para mantê-los livres de detritos entre as sessões de gravação.
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60345/60345fig3.jpg"> Figura 3: Recipiente de pele e cabo de interface. (A)O recipiente de pele implantado no pescoço anterior sem pinos masculinos de bonecos é mostrado. (B) A imagem mostra como os pinos de estímulo e o plugue de gravação EMG (seta) do cabo do equipamento externo são interfaceados ao recipiente durante uma sessão de gravação de estimulação nervosa-EMG. Este número foi modificado com a permissão27. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60345/60345fig3large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
A Figura 4 mostra uma gravação EMG de uma das sessões de linha de base com as RLNs intactas.
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60345/60345fig4.jpg"> Figura 4: Gravações EMG de músculos laríngeos com inervação normal. (A) Exemplo de gravação do músculo PCA onde a estimulação RLN produz um artefato de estímulo (seta) seguido de um grande potencial EMG evocado. (B) Exemplo de gravação do complexo muscular TA-LCA, no qual a estimulação SLN produz um artefato de estímulo (seta). Representado aqui é(a)uma resposta muscular monossináptica de latência curta e (b) uma resposta mais longa de latência polissináptica RGC. (C) Rajadas (setas) da atividade emg espontânea registrada susturada do músculo PCA durante inspirações normais. (D) Aumento da atividade inspiratória de EMG ao longo da entrega de CO2. Este número foi modificado com a permissão27. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60345/60345fig4large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
Em uma gravação do músculo PCA(Figura 4A),a estimulação RLN produz um artefato de estímulo (seta) seguido de um grande potencial EMG evocado. As respostas máximas evocadas pelo RLN fornecem um bom índice da magnitude global da inervação normal, bem como o nível de reinervação após neurorrhafia subseqüente, independentemente do tipo de unidade motora. Isso é verdade porque o RLN contém fibras nervosas de unidades motoras de fechamento glotático inspiratório e reflexo (RGC). A estimulação RLN recruta ambos os tipos de unidades. A atividade da unidade motora EMG evocada é retificada e integrada durante um período de 20 ms para obter uma medida quantitativa de inervação muscular.
Em uma gravação do complexo muscular TA-LCA(Figura 4B),a estimulação SLN produz um artefato de estímulo (seta). Este artefato é seguido por uma resposta muscular monossináptica de latência curta (a) e resposta polissináptica de latência mais longa (b). O potencial (a) é uma resposta direta do músculo cricotireóide, porque este músculo é inervado pelo ramo externo próximo do SLN. A ativação desviada deste ramo ocorre comumente durante a estimulação da braçadeira nervosa do ramo interno para ativar a resposta do RGC. O potencial da cricotireóide é registrado pelo eletrodo TA-LCA, já que este músculo está localizado perto do complexo. Estudos anteriores mostraram que o potencial da cricotireóide evocado pela estimulação do ramo interno pode ser seletivamente abolido pela secção do ramo externo do SLN (Observações Zealear, inéditas). As respostas máximas de EMG evocadas pelo SLN refletem a magnitude da inervação natural do complexo TA-LCA através de sua via sensorial-motora RGC. Antes da neurorrhafia RLN, não há inervação rgc do músculo PCA, de modo que nenhum potencial SLN deve ser detectado a partir deste músculo. Após a transsecção e reparação do nervo, os potenciais evocados pelo SLN refletem a quantidade de reinervação correta do complexo TA-LCA e a reinervação incorreta do músculo PCA. A atividade do RGC é quantificada pela retificação e integração durante um período de tempo de 20 ms para capturar toda a forma de onda RGC.
In (Figura 4C), rajadas (setas) da atividade emg espontânea são registradas a partir do músculo PCA durante inspirações normais. Esta atividade emg inspiradora aumenta ao longo da entrega de CO2, como mostrado em (Figura 4D) a uma velocidade de varredura mais lenta. A atividade espontânea pca emg fornece uma boa estimativa da magnitude da inervação normal deste músculo por seus motoneurônios inspiratórios originais. Não há inervação inspiradora do complexo TA-LCA, de modo que não devem ser detectados potenciais inspiradores desses músculos. Isso porque apenas unidades motoras inspiradoras estão envolvidas no sequestro da dobra vocal em esforço inspiratório máximo no animal anestesiado. Após a transsecção e reparação dos nervos, potenciais inspiratórios espontâneos refletem a magnitude da reinervação correta do músculo PCA e a magnitude da reinervação incorreta do complexo TA-LCA. As gravações da atividade inspiratória do EMG são amplificadas, retificadas e integradas durante um período de 8 s.

Apresentado aqui é um protocolo para a fabricação de um sistema implantável para registro cronológico in vivo de potenciais eletromiográficos evocados e espontâneos. O sistema é aplicado à investigação da reinervação dos músculos laríngeos após lesão nervosa.

Um sistema implantável para eletromiografia crônica in vivo

Electromyography (EMG) measures the muscle response to electrical stimulation or spontaneous activity of motor units and plays an important role in ...

Este sistema pode ser usado para fabricar um sistema simples, econômico e implantável para registro a longo prazo de potenciais eletromiográficos evocados ou espontâneos. A principal vantagem deste sistema sobre os sistemas convencionais de gravação emg crônicos é que os fios de chumbo são enrolados e são resistentes à quebra ou interrupção no animal em movimento acordado. A principal aplicação desta técnica é investigar a especificidade da renovação dos músculos laríngeos na presença de terapia de condicionamento elétrico para evitar a sindise.Essa tecnologia também pode ser aplicada a outro sistema neuromuscular para o qual é necessária a estimulação nervosa crônica e/ou o registro em EMG em animais em movimento acordado. A introdução do procedimento será Shan Huang, professora assistente de pesquisa de otorquirologia no meu laboratório. Antes de preparar um manguito de eletrodo de estímulo RLN, corte 170 centímetros de comprimento de fio de aço multicolon tipo 316 para cada manguito e use um dispositivo de enrolamento para enrolar os fios em molas de 12 centímetros de comprimento.Se necessário, estique a mola para aumentar seu comprimento para cada local de implante. Deixe três milímetros de uma extremidade e 10 milímetros da outra extremidade de cada chumbo enrolado em linha reta e desalolar cada extremidade. Em seguida, solde um pino feminino de cobre banhado a ouro na extremidade de três milímetros de cada chumbo enrolado.Para preparar o manguito nervoso, corte um segmento de cinco milímetros de tubo de silício de um rolo de tubulação. Sob o microscópio de operação, use uma agulha hipodérmica de calibre 25 para perfurar a parede de tubos a 1,5 milímetros da extremidade e fora do centro perto da parede interna. Ensche a extremidade de 10 milímetros de uma pista na ponta da agulha e retire a agulha para depositar a porção desalolada no tubo.Dobre a extremidade do fio nu fora do tubo e gire o fio sobre o chumbo em seu ponto de entrada no tubo para ancorar a ponta do tubo. Para inserir o segundo chumbo a 1,5 milímetros da extremidade oposta do tubo, alinhe o ponto de entrada ao do primeiro chumbo. Use a agulha para perfurar a parede e deslize seu eixo perto da parede interna em frente ao primeiro chumbo.Enchimento da agulha com a extremidade de 10 milímetros isolada e remova a agulha. Os dois eletrodos de estímulo devem formar uma forma de V de 45 graus que irá atravessar o nervo para garantir a entrega atual através do nervo do ânodo para o cátodo. Use um par de tesouras curvas para fazer uma fenda em forma de S na parede do tubo em frente aos pontos de entrada do eletrodo e use uma agulha microcirúrgica curva para inserir um comprimento de 6-0 monofilament sutura nãoabsorbável na parede do punho em cada extremidade.Combine uma bolha de gel de silicone tipo A de grau médico com seu solvente em um tubo Eppendorf e misture em um misturador de vórtice. Aplique a preparação do gel usando uma seringa de insulina de 30 unidades para re-isolar todo o fio exposto nu fora da braçadeira. Para preparar um manguito de eletrodo de estímulo SLN, monte a braçadeira como apenas demonstrado usando um tubo de diâmetro menor.Para preparar um eletrodo de gravação PCA EMG, monte um chumbo enrolado para o eletrodo muscular PCA e solde um pino feminino na extremidade de três milímetros do chumbo, como demonstrado. Use uma agulha de calibre 25 para inserir a extremidade de 10 milímetros do chumbo muscular PCA na ponta de um eletrodo de estimulação cerebral profunda e dobre a extremidade da pista para formar um gancho. Em seguida, corte o lead para fornecer um total de cinco milímetros de comprimento de gravação.Para preparar um recipiente de pele para interligar as conexões entre os eletrodos e o equipamento externo, corte duas peças de 17,5 milímetros cada uma contendo oito pinholes de um conector de tira de pino feminino de uma única linha e use lixa para endurecer as superfícies externas de cada peça. Use fenol para colar as peças lixadas em um capô de fumaça e coloque o conector de duas fileiras resultante em um recipiente de água de 60-80 graus no capô da fumaça por 30 minutos. Enquanto a cola está endurecendo, corte uma placa facial de 25,6 milímetros da tira.Faça um buraco no meio da placa facial. Amplie o orifício com uma prensa de perfuração e bisturi para fazer um orifício retangular de 5,4 por 17,4 milímetros centrado no meio da placa facial. Finalize e aquade os cantos do buraco com um arquivo.Quando a cola secar, insira a borda do conector de linha dupla com os orifícios de diâmetro maior dentro do orifício retangular da placa facial até que seja lavada com a superfície da placa facial. Use fenol para aderir ao conector à placa facial e coloque o conjunto em água de 60-90 graus. Quando o fenol tiver endurecido, faça um buraco de 1,3 milímetros em cada canto da placa facial e em cada lado da placa facial no meio de cada extremidade.Corte um tubo de 15 milímetros de comprimento de enxerto de poliéster de malha e use uma agulha hipodérmica para enfiar fios de aço inoxidável através da parede em três posições de 3,8 milímetros de distância ao longo do comprimento do enxerto para fixar o tubo ao conjunto. Coloque entalhes igualmente espaçados em cada canto do conector para ancorar os fios contra a superfície de montagem e use alicates para torcer as extremidades de cada fio para apertar o tubo para o conjunto. Em seguida, faça uma marca permanente no patch de poliéster em uma extremidade do recipiente.Faça uma incisão do pescoço médio do entalhe da tireoide ao manúbrio. Depois de expor a borda inferior da cartilagem cricoide em um canino anestesiado, posicione o punho de estímulo sobre cada uma das SLNs e RLNs bilaterais e use as suturas fechadas para fechar os lábios de cada punho. Use um soco de biópsia para fazer uma janela de cartilagem de quatro milímetros em cada lado da superfície anterior da cartilagem da tireoide e expor os aspectos laterais dos complexos musculares cricoarytenoides laterais do tireorrentoide.Insira a barb de cada eletrodo de gravação EMG no complexo TA LCA usando uma agulha de calibre 23 e sutura o patch de poliéster na cartilagem cricoide em cada um dos quatro cantos. Coloque o eletrodo de estimulação cerebral profunda com seu fio companheiro de gancho EMG gravando eletrodo sob o músculo PCA de cada lado e use um endoscópio para confirmar que a estimulação produz uma abdução de dobra vocal para cada canal. Use suturas nãoabsorbáveis 4-0 para ancorar os eletrodos de estimulação cerebral profunda na cartilagem cricoide usando uma âncora que trava no chumbo.Insira todos os fios da estimulação nervosa EMG registrando eletrodos no recipiente através de seus pinos femininos usando uma ferramenta de inserção feita a partir de um hemostat. Use cimento ósseo para selar a superfície inferior do recipiente para isolar as junções dos pinos de chumbo. Quando o cimento tiver endurecido, coloque o recipiente na extremidade rostral da incisão da linha média e sutura o recipiente para tecidos subcutâneos através da saia de poliéster.Em seguida, passe as suturas através dos orifícios da placa facial para anexar a borda da pele ao recipiente. Aqui, uma gravação EMG representativa de uma das sessões de linha de base com as RLNs intactas é mostrada. Em uma gravação do músculo PCA, a estimulação RLN produz um artefato de estímulo seguido de um grande potencial emg evocado.Em uma gravação do complexo muscular cricoarytenóide lateral tireorrentoide, a estimulação de SLN produz um artefato de estímulo que é seguido por uma resposta muscular monossináptica de latência curta e uma resposta de fechamento glotático reflexo polissináptico de latência mais longa. Nesta gravação, rajadas de atividade espontânea de EMG podem ser registradas a partir do músculo PCA durante inspirações normais. Esta atividade inspiratória emG aumenta ao longo da entrega de dióxido de carbono a uma velocidade de varredura mais lenta.Não há inervação inspiratória do complexo muscular cricoaryteno lateral tireorrentoide, então nenhum potencial inspirador deve ser detectado a partir desses músculos. Esta tecnologia foi adaptada para investigar os impactos do condicionamento elétrico na especificidade da re-inervação dos músculos faciais do coelho e também na atrofia dos músculos da língua de rato envelhecida.

an-implantable-system-for-chronic-in-vivo-electromyography

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Nós fornecemos informações úteis para os cirurgiões que estão aprendendo o processo de implantação de eletrodos de registro crônicas neurais. Técnicas para sistemas de eléctrodos de ambos penetrantes e de superfície são descritos em um modelo animal de roedores.

Implante cirúrgico de crônicas Eletrodos Neurais para registrar a atividade única Unidade e Sinais eletrocorticográfica

Desenvolvimento de um sistema cérebro-máquina-interface eficaz (IMC) para a restauração e reabilitação da locomoção bípede requer decodificação precisa da intenção do usuário. Aqui apresentamos um protocolo experimental romance e técnica de coleta de dados para aquisição simultânea não-invasivo de atividade neural, a atividade muscular e cinemática do corpo inteiro durante várias tarefas e condições de locomoção.

Eletroencefalografia simultânea Scalp (EEG), eletromiografia (EMG), e gravação de inércia segmentar de corpo inteiro para Multi-modal Neural Decoding

Uma rede sem fio, sistema bidirecional para multi-canal neurais gravações e estimulação em livremente se comportando ratos é introduzido. O sistema é leve e compacto, tendo assim um impacto mínimo sobre o repertório comportamental de animal´s. Além disso, este sistema bidirecional fornece uma ferramenta sofisticada para avaliar relações causais entre os padrões de ativação do cérebro e comportamento.

Uma rede sem fio, Interface bidirecional para gravação na Vivo e estimulação da atividade Neural em livremente, comportando-se ratos

Este estudo apresenta um método para a gravação simultânea dos potenciais do campo local no cérebro, eletrocardiogramas, electromyograms e respirando os sinais de um rato andando livremente. Esta técnica, o que reduz custos experimentais e simplifica a análise de dados, irá contribuir para a compreensão das interacções entre o cérebro e os órgãos periféricos.

Gravações simultâneas de potenciais de campo corticais Local, eletrocardiograma, eletromiograma e respirar o ritmo de um rato andando livremente

Os resultados funcionais óptimos após a reconstrução Bionic nos pacientes com ferimento global do plexo braquial dependem de um protocolo estruturado da reabilitação. O treinamento guiado eletromiográfico de superfície pode melhorar a amplitude, a separação e a consistência de sinais do EMG, que-após a amputação eleitoral de um mão-controle functionless e conduza uma mão protética.

Biofeedback eletromiográfico de superfície como uma ferramenta de reabilitação para pacientes com lesão global do plexo braquial recebendo reconstrução biônica

Este artigo detalha como realizar a miografia de impedância elétrica in vivo (usando matrizes de eletrodos de superfície e agulha) e ex vivo (usando uma célula dielétrica) no músculo gastrocnêmio de roedores. Ele demonstrará a técnica em camundongos e ratos e detalhará as modificações disponíveis (ou seja, animais obesos, filhotes).

Realização de Miografia de Impedância Elétrica In Vivo e Ex Vivo em Roedores

Este protocolo descreve a fabricação manual e a implantação cirúrgica de eletrodos eletromiográficos (EMG) nos músculos dos membros anteriores de camundongos para registrar a atividade muscular durante experimentos de comportamento com a cabeça fixa.

Registrando a atividade muscular dos membros anteriores em camundongos com cabeça fixa com eletrodos EMG implantados cronicamente

Nosso objetivo era fornecer um guia atualizado e fácil de seguir sobre a fabricação e teste de eletrodos de eletromiografia epimísia. Para esse fim, fornecemos instruções para o fornecimento de materiais e um passo a passo detalhado do processo de fabricação e teste.

Desenvolvimento de um eletrodo de eletromiografia epimísia de baixo custo: um fluxo de trabalho simplificado para fabricação e teste

Aqui, apresentamos um sistema de implante de sonda leve e econômico para eletrofisiologia crônica em roedores otimizado para facilidade de uso, recuperação de sonda, versatilidade experimental e compatibilidade com o comportamento.

O implante DREAM: um sistema de implante leve, modular e econômico para eletrofisiologia crônica em camundongos com cabeça fixa e comportamento livre

Um protocolo é apresentado para a instalação e preparação de eletrodos intramusculares, juntamente com um dispositivo de medição miniaturizado montável em animais para análise de eletromiografia (EMG) em estudos de locomoção. Este sistema permite a transmissão sem fio de dados EMG em tempo real para investigar a recuperação da locomoção em ratos modelo AVC.

Um sistema de medição de eletromiografia vestível em tempo real para pequenos animais

O estudo descreve um protocolo para o projeto, fabricação e colocação de um novo sistema contínuo de registro de EEG / ECG em coelhos. Este sistema com fio permite gravações contínuas de EEG / ECG de nove eletrodos distintos na cabeça e no tórax, o que facilita avaliações abrangentes da atividade elétrica no cérebro e no coração.

Procedimento de implante cirúrgico e configuração de fiação para monitoramento contínuo de EEG/ECG de longo prazo em coelhos

Aprenda a fabricar um sistema implantável para eletromiografia crônica in vivo em animais acordados. Este método permite registrar potenciais evocados e espontâneos para estudar a reinervação muscular laríngea após lesão nervosa.

Um sistema implantável para eletromiografia crônica in vivo

Explorar mais vídeos