Name: Isolamento de células-tronco a partir de culturas esferóides tridimensionais (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-12-13T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 6 s
Description: Aprenda a isolar células-tronco quiescentes de esferoides tridimensionais usando ensaio de retenção de marcadores sem biomarcadores. Este método avança a pesquisa de células-tronco cancerígenas e resistência terapêutica.

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Este estudo foi apoiado por subvenções do Instituto Nacional do Câncer R01-CA172220 (GSP, WYH), R01-ES02207 (GSP, WYH). Agradecemos ao Núcleo de Citometria Flow da Universidade de Illinois, em Chicago, pela assistência na triagem celular.

Todo o manuseio celular e os preparativos da mídia devem ser realizados com técnica asséptica em um armário de segurança biológica classe II (BSC).
1. Cultura e manutenção das células HPrEC em 2D
<ol><li>Casaco 100 mm pratos cultura com 2 mL de 2,5 μg/cm2 solução de fibronectina durante a noite à temperatura ambiente (RT). Ascute a solução e deixe os pratos culturais secarem o ar no BSC por 45 min. Pratos de cultura revestidos de fibronectina podem ser armazenados 2-4 semanas a 4 °C.</li>
	<li>Adicione 9 mL do meio de crescimento de células epiteliais da próstata (por exemplo, PrEGM) a um prato de cultura de 100 mm revestido de fibronectina e mantenha o prato aquecido em uma incubadora de CO2 a 37 °C.</li>
	<li>Descongele um frasco de células HPrEC congeladas (2 x 105/mL) em um banho de água de 37 °C e resuspenda as células em 10 mL de meio quente.</li>
	<li>Centrífuga a suspensão celular em 500 x g por 5 min em RT. Aspirate e descartar o supernatant.</li>
	<li>Resuspende completamente as pilhas em 1 mL do meio morno da cultura. Células de sementes por pipetting 1 mL da suspensão celular diretamente no prato de cultura de 100 mm revestido de fibronectina contendo 9 mL do meio pré-aquecido (volume total de médio e células é de 10 mL). Coloque os pratos culturais de volta em uma incubadora de CO2 a 37 °C.</li>
	<li>Reabastecer o meio a cada 2 dias. Para fazer isso, aspirate cuidadosamente todos os meios de comunicação e adicionar 10 mL de meio quente fresco.</li>
	<li>Em cerca de 5 dias, garantir que as culturas são ~ 70-80% confluent. Realize a digestão enzimática incubando as células com 3 mL de 0,05% Trypsin/EDTA a 37 °C por 5 min.</li>
	<li>Pare a digestão adicionando 3 mL de PBS quente contendo 10% FBS.</li>
	<li>Colete as células em um tubo de centrífuga de 50 mL e centrífuga a 500 x g por 5 min no RT. Aspirate e descarte o supernatant.</li>
	<li>Resuspenda a pelota de células em 30 mL de meio quente e dispense-a igualmente em três novos pratos de cultura de 100 mm revestidos de fibronecina para a próxima passagem. NOTA: As células hprec primárias podem ser passagens ~ 3-5x sem alterar suas características de células epiteliais basais. O fenótipo epitelia é testado por expressões de marcadores epiteliais basais citoqueratina 5 e p63 com imunocitoquímica / imunofluorescente (ICC / IF) ensaios.</li>
</ol>2. Rotulagem HPrEC com BrdU, CFSE, ou Far Red pró-corantes
NOTA: As células podem proceder para o passo 2.1 ou passo 2.2 seguido pela transferência para a cultura de prostafera 3D, conforme descrito na etapa 3.1.
<ol><li>
Rotulagem única de células com BrdU
	<ol>
<li>Cultura 2 x 105 células HPrEC em pratos de cultura de 100 mm revestidos de fibronectina com 10 mL de meio quente contendo 1 μM de BrdU. Cultura das células por 10 dias (mais de duas passagens) para garantir a rotulagem de todas as células, incluindo células-tronco da próstata e progenitor.</li>
		<li>Após 10 dias, pirata cuidadosamente o meio pregm contendo a BrdU e lavar as células com 5 mL de PBS quente. Repita 1x.</li>
		<li>Realizar a digestão enzimática usando 0,05% de trippsina/EDTA, conforme descrito nos passos 1,7-1,8. Centrífuga as células a 500 x g por 5 min em RT. Aspirate e descartar o supernatant.</li>
		<li>Resuspenda as células pelleted rotuladas por BrdU (5 x 104)em 500 μL de matriz/média de membrana de porão/11-cold-gelo (1:1) e transfira para uma cultura de prostafera 3D (descrita no passo 3.1) por 5 dias para permitir a lavagem da BrdU durante a formação esferóide (~ 6 ciclos celulares).</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Rotulagem dupla de células com BrdU e CFSE ou Far Red pro-corantes
	<ol>
<li>Se a co-rotulagem de células vivas for desejada, tome células pré-rotuladas incubadas com BrdU por 10 dias a partir do passo 2.1 e co-label com 5 μM CFSE ou Far Red célula sarláira fluorescente pro-corantes por 30 min. Executar a co-rotulagem no dia 10.</li>
		<li>Aspeto cuidadosamente o meio contendo BrdU e CFSE ou Far Red pro-corantes. Lave as células com 5 mL de PBS quente. Repita a lavagem 1x.</li>
		<li>Realize a digestão enzimática usando 0,05% de trippsina/EDTA, conforme descrito nos passos 1,7-1,8. Centrífuga as células a 500 x g por 5 min em RT. Remover e descartar o supernatant.</li>
		<li>Resuspenda as células co-rotuladas (5 x 104)em 500 μL de matriz/meio de membrana de porão de gelo (1:1) e transfira para uma cultura de prostafera 3D (descrita na seção 3.1) por 5 dias para permitir o lava-jato BrdU e CFSE ou Far Red durante a formação esferóide (~6 ciclos celulares).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Realize a detecção de células que retêm rótulos em esferas (prostasferas do Dia 5) conforme descrito nos passos 4.1, 4.2, 4.3 ou 5. NOTA: Carboxyfluorescein diacetate succinimidyl ester (CFSE) e Far Red são pro-corantes fluorescentes de longa duração e são bem retidos dentro das células rotuladas. Esterase intracelular em células vivas clificam os grupos de acetato que ativam as moléculas fluorescentes verdes ou vermelhas que agora são membranas imperdestinadas.</li>
</ol>3. Formação da prostafera no sistema 3D da cultura da membrana do porão
<ol><li>
Cultura da prostafera no sistema 3D da matriz da membrana do porão
	<ol>
<li>Descongele a matriz da membrana do porão em 4 °C durante a noite e mantenha-se no gelo antes do uso.</li>
		<li>Adicione delicadamente 1 mL da matriz da membrana do porão gelo-frio em um volume igual do meio da cultura gelo-frio. Misture lentamente por pipetting cima e para baixo, evitando bolhas. NOTA: Pré-casaco na parte inferior de 12 poços de placa de cultura bem com 100 μL desta solução. Isso minimizará o número de células que caem através da matriz e crescem como uma monocamada.</li>
		<li>Resuspenda 5 x 104 células HPrEC em matriz de membrana de porão/mistura média de membrana de porão/1em um volume total de 500 μL.</li>
		<li>Pipeta 500 μL desta solução celular em torno da borda inferior de cada poço.</li>
		<li>Agite a placa para distribuir uniformemente a mistura em torno da borda do poço. Coloque a placa em uma incubadora de CO2 a 37 °C por 30 min para permitir que a matriz se solidifique.</li>
		<li>Uma vez que a matriz se solidificou, cubra com 1 mL de meio de cultura quente por poço. Não perturbe o anel da matriz da membrana do porão. Cuidadosamente apontar a ponta da pipeta e dispensar o meio de cultura para o centro do poço. NOTA: O meio da cultura deve ser aquecido a 37 °C quando adicionado à matriz solidificada da membrana do porão. A matriz da membrana do porão perderá sua integridade e dissolver-se-á quando expor aos meios frios/frescos.</li>
		<li>Reabastecer médio a cada 2 dias. Cuidadosamente aspirado ~ 500 μL de meio gasto e adicionar 500 μL de meio de cultura quente fresco.</li>
		<li>Monitore a formação e o crescimento da prostafera por 5 a 7 dias usando um microscópio invertido.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Passaging de prostasferas
	<ol>
<li>Colher prostasferas da matriz, aspirando cuidadosamente fora de mídia tanto quanto possível. Evite perturbar ou pegar pedaços flutuantes da matriz solidificada.</li>
		<li>Adicione 1 mL de solução de dispase (matriz de membrana do porão:dispase em uma proporção de 1:2). Misture bem por pipetting cima e para baixo várias vezes.</li>
		<li>Incubar as placas de cultura em uma incubadora de CO2 a 37 °C por 30 min.</li>
		<li>Tire imagens de prostasferas que estão na parte inferior do prato de cultura para contagem de números de esferas e medições de tamanho.</li>
		<li>Colete a mistura da esfera em um tubo de 15 mL. Centrífuga a suspensão em 500 x g para 5 min em RT para pelotas as esferas. Aspirar e descartar o supernatant.</li>
		<li>Disperse as esferas em células individuais, digerindo com 500 μL de trippsina/EDTA quente de 0,05% e transferindo a suspensão para um tubo de microcentrífuga de 1,5 mL.</li>
		<li>Incubar o tubo de microcentrífuga em uma incubadora de CO2 a 37 °C por 5 min.</li>
		<li>Pare a ação de trippsina com 500 μL de PBS quente contendo 10% FBS. Passe a suspensão da esfera digerida através de uma seringa de 1 mL com uma agulha 5x 26 G para dissociar as esferas em células individuais.</li>
		<li>Centrífuga a suspensão em 500 x g por 5 min para pelotas as células em RT. Aspirar o supernatant e descartar.</li>
		<li>Resuspenda a pelota de célula em 1 mL de meio de cultura quente e filtrar através de um 40 μm tamanho filtro de células de nylon tamanho.</li>
		<li>Centrífuga a suspensão celular em 500 x g por 5 min para pelotas as células em RT. Aspirate e descartar o supernatant.</li>
		<li>Resuspenda a pelota celular em 1 mL de matriz/meio de membrana de porão/cultura de porão de gelo (1:1) em uma matriz de membrana 3D para a segunda passagem da prostasphere.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Identificação de células-tronco da próstata que retêm BrdU por coloração imunofluorescente
<ol><li>Supere as prostasferas anexadas seguidas de imunofluorescente (IF) de coloração para imagens de células-tronco 2D da próstata.
	<ol>
<li>Colheita prostasferas por digestão dispase como descrito nos passos 3.2.1-3.2.3. Centrífuga as esferas em um tubo de microcentrífuga de 1,5 mL a 500 x g por 5 min. Descarte o supernatant.</li>
		<li>Resuspenda esferas em 1 mL de meio de cultura quente.</li>
		<li>Incubate ~ 50 prostasferas por poço em 8 poços de câmara slides em 200 μL de meio de cultura em uma incubadora de 37 °C durante a noite para permitir o apego e conseqüência das esferas.</li>
		<li>No dia 2, aspira e descarta o meio de cultura. Lave as esferas superadas com 200 μL de PBS por 5 min.</li>
		<li>Corrija as esferas em 200 μL/bem de metanol gelado a -20 °C por 20 min.</li>
		<li>Lave as esferas com 200 μL/bem de PBS por 5 min. Repetição 2x.</li>
		<li>Esferas de lavagem ácida com 200 μL/bem de 2N HCl por 30 min na RT.</li>
		<li>Lave as esferas com 200 μL/bem de PBS por 5 min. Repetição 3x.</li>
		<li>Adicione 100 μL de solução de bloqueio contendo 5% de soro de cabra normal em PBST (PBS com 0,25% Triton X-100) e incubar por 30 min na RT.</li>
		<li>Aspirar a solução de bloqueio e adicionar 100 μL de PBST contendo 2% de soro de cabra normal e anticorpo brdu anti-humano de camundongo primário (1:200) a cada poço e incubação em uma caixa umidificada a 4 °C durante a noite. NOTA: O anticorpo Mouse IgG é usado como controle negativo.</li>
		<li>Aspirar e remover a solução principal de anticorpos. Lave as esferas com 200 μL de PBS por 5 min. Repita 2x.</li>
		<li>Adicione 100 μL de PBST contendo 2% de soro de cabra normal e cabra secundária anti-mouse Alexa Fluor 488 anticorpo (1: 500) para cada poço e incubação em RT no escuro por 2 h.</li>
		<li>Aspirar e remover a solução de anticorpos secundários. Lave as esferas com 200 μL de PBS por 5 min. Repita 3x.</li>
		<li>Monte os slides com ~ 25-40 μL de montagem aquosa médio contendo DAPI.</li>
		<li>Obter imagens das esferas manchadas / células com um microscópio fluorescente e uma câmera digital colorida.</li>
	</ol></li>
	<li>Montagem inteira SE a mancha de prostaspheres para a imagem latente 3D da pilha de haste da próstata NOTA: Para toda a montagem, se colorir, as prostasferas são manuseadas usando tubos de microcentrífuga de 1,5 mL.<ol>
<li>Colha as prostasferas por digestão dispase, como descrito nos passos 3.2.1-3.2.3. Centrífuga as esferas em um tubo de microcentrífuga de 1,5 mL a 500 x g por 5 min. Aspirar o supernatant e descartar.</li>
		<li>Resuspenda e corrige as esferas com 1 mL de paraformaldeído de 4% na RT por 20 min. Centrífuga as esferas a 500 x g por 5 min. Aspirao supernatant e descarte.</li>
		<li>Lave as esferas resuspendendo a pelota em 1 mL de PBS. Centrífuga s esferas a 500 x g por 5 min. Aspirar o supernatant e descartar. Repita 1x.</li>
		<li>Ácido lavar as esferas, resuspendendo a pelota em 1 mL de 2N HCl por 30 min.</li>
		<li>Lave as esferas com 1 mL de PBS por 5 min e centrífuga a 500 x g por 5 min. Aspirar o supernatant e descartar. Repita 3x.</li>
		<li>Resuspenda ~15-30 esferas em 100 μL de solução de bloqueio contendo 5% de soro de cabra normal em PBST (PBS com 0,25% Triton X-100) e incubação por 30 min na RT.</li>
		<li>Para remover a solução de bloqueio, centrífuga s esferas em 500 x g para 5 min. Aspirate e descartar o supernatant.</li>
		<li>Resuspenda as esferas em 100 μL de PBST contendo 2% de soro de cabra normal e anticorpobrista brdu anti-humano de camundongo primário (1:200) e incubada a 4 °C durante a noite.</li>
		<li>Lave as esferas resuspendendo a pelota em 1 mL de PBS. Centrífuga s esferas a 500 x g por 5 min. Aspirar o supernatant e descartar. Repita 1x.</li>
		<li>Resuspenda as esferas em 100 μL de PBST contendo 2% de soro de cabra normal e cabra secundária anti-mouse Alexa Fluor 488 anticorpo (1:1,000) e incubar em RT por 2 h.</li>
		<li>Lave as esferas resuspendendo a pelota em 1 mL de PBS. Centrífuga s esferas a 500 x g por 5 min. Aspirar o supernatant e descartar. Repita 1x.</li>
		<li>Resuspenda as esferas em 30-50 μL de médio de montagem aquoso contendo DAPI. Para evitar aplainar as esferas, dispense-as em um poço criado a partir de um prato de cultura não revestido de 35 mm com um fundo de vidro de cobertura. Em seguida, adicione um coverslip para o prato de cultura, cobrindo o bem.</li>
		<li>Adquirir imagens de pilha Z de esfera inteira usando um microscópio confocal fluorescente invertido de luz transmitida. Converta essas imagens z-stack em imagens 3D usando um software de imagem com recursos de desenho em forma livre. NOTA: O anticorpo Mouse IgG é usado como controle negativo.</li>
	</ol></li>
	<li>Análise de células emparelhadas (protocolo de 4 dias)
	<ol>
<li>Cultura as esferas rotuladas pela BrdU para o Dia 5.</li>
		<li>Dia 1: Colha as esferas de uma matriz de membrana do porão com 1 mL de digestão dispase. Disperse-se em células individuais por 500 μL de trippsina/EDTA quente de 0,05% em um tubo de microcentrífuga de 1,5 mL, conforme descrito nos passos 3,2,1-3,2,11.</li>
		<li>Resuspenda as células em 1 mL de meio de cultura quente.</li>
		<li>Placa as células dispersas únicas (~ 300-500 por poço) em 8 poços de câmara e cultura em 200 μL / bem meio cultura durante a noite para permitir o apego.</li>
		<li>Dia 2: Alterar o meio de cultura com 200 μL de 2 μM citocalasina D no meio da cultura e incubar durante a noite em 37 °C para permitir uma divisão celular que faz uma pausa no final da metafase para anafase.</li>
		<li>Dia 3-4: Aspira e descarte o meio. Fixar células em 200 μL/bem de metanol gelado a -20 °C por 20 min. Siga o protocolo de imunocoloração da BrdU, conforme descrito nos passos 4,1,5-4,1,14.</li>
		<li>Tire imagens de células emparelhadas com um microscópio de fluorescência. Certifique-se de que a distância entre os dois núcleos seja inferior a 30 μm. Com base na retenção de BrdU, identifique as células-tronco emparelhadas como submetidas à divisão de células simétricas ou assimétricas. NOTA: As células-tronco da próstata que retêm rótulos brdu passam por divisão simétrica para dar origem a duas células-tronco filhas que mantêm uma quantidade igual de BrdU, enquanto as células-tronco submetidas a divisão assimétrica dão origem a uma célula-tronco filha que retém toda a BrdU e a outra célula progenitora filha que perdeu o rótulo BrdU.</li>
	</ol></li>
</ol>5. Isolamento das células-tronco da próstata que retêm rótulos CFSE por classificação facs
<ol><li>Dia 5: Colher as prostasferas do dia 5, rotuladas pela CFSE, crescendo em 6 placas de cultura de poços na cultura 3D, substituindo o meio por 2 mL de dispase (matriz de membrana do porão: dispase em uma proporção de 1:2). Pipeta para cima e para baixo várias vezes para misturar completamente.</li>
	<li>Incubar as placas em uma incubadora de CO2 a 37 °C por 30 min para digerir a matriz.</li>
	<li>Colete a mistura da esfera em um tubo de centrífuga de 15 mL. Centrífuga s esferas a 500 x g para 5 min em RT. Aspirar o supernatant e descartar.</li>
	<li>Resuspenda a pelota da esfera em 500 μL de trippsina/EDTA morna de 0.05% e transferência em um tubo do microcentrífuga de 1.5 mL.</li>
	<li>Incubar as esferas em uma incubadora de CO2 a 37 °C por 5 min. Adicionar 500 μL de PBS quente contendo 10% FBS.</li>
	<li>Passe as esferas através de uma seringa de 1 mL com uma agulha 5x 26 G para dissociar completamente as esferas em células individuais.</li>
	<li>Centrífuga as células a 500 x g por 5 min em RT. Aspirate e descartar o supernatant.</li>
	<li>Resuspenda as células em 1 mL de meio de cultura quente contendo 1 μg/mL propidium iodeto (PI) para manchar as células mortas. Incubar por 1 min em RT.</li>
	<li>Centrífuga as células a 500 x g por 5 min em RT. Aspirate e descartar o supernatant.</li>
	<li>Resuspenda as células em 1 mL de meio de cultura quente. Centrífuga as células a 500 x g por 5 min em RT. Aspirate e descartar o supernatant.</li>
	<li>Resuspenda as células em 500 μL de meio de cultura quente e colete as células em tubos de fundo redondos de poliestireno de 5 mL, filtrando-os através de 35 μm de células do tamanho do poros.</li>
	<li>Realize a análise das células de prosfera rotuladas por CFSE dispersas com um analisador FACS de um canal único.</li>
	<li>Gate as subpopulações de fracionado CFSEOi,CFSEMed,e cfselo células. Use os controles negativos e positivos para gating. NOTA: A presença de células-tronco da próstata de retenção de rótulos CFSE da FACS (ver Hu et al.13)pode ser confirmada pela microscopia de fluorescência verde e seu tamanho celular maior em comparação com células não retendo. Este tamanho celular maior é uma propriedade de células-tronco da próstata em relação às populações de células progenitoras. Isso pode ser diferente com outros tipos de tecido.</li>
</ol>

<ol><li>Leong, K. G., Wang, B. E., Johnson, L., Gao, W. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+a+prostate+from+a+single+cell%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Generation of a prostate from a single cell.</a> Nature. 456, 804-808 (2008).</li>
<li>Xin, L., Lukacs, R. U., Lawson, D. A., Cheng, D., Witte, O. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Self-renewal+and+multilineage+differentiation+in+vitro+from+murine+prostate+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Self-renewal and multilineage differentiation in vitro from murine prostate stem cells.</a> Stem Cells. 25, 2760-2769 (2007).</li>
<li>Hu, W. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estrogen-initiated+transformation+of+prostate+epithelium+derived+from+normal+human+prostate+stem-progenitor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Estrogen-initiated transformation of prostate epithelium derived from normal human prostate stem-progenitor cells.</a> Endocrinology. 152, 2150-2163 (2011).</li>
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<li>Clevers, H., Loh, K. M., Nusse, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem+cell+signaling.+An+integral+program+for+tissue+renewal+and+regeneration%3A+Wnt+signaling+and+stem+cell+control%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Stem cell signaling. An integral program for tissue renewal and regeneration: Wnt signaling and stem cell control.</a> Science. 346, 1248012(2014).</li>
<li>Madueke, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+WNT10B+in+normal+prostate+gland+development+and+prostate+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22The+Prostate%22%5BJournal%5D)">The role of WNT10B in normal prostate gland development and prostate cancer.</a> The Prostate. 79 (14), 1692-1704 (2019).</li>
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</ol>

Os autores não têm relações financeiras para divulgar.

O fluxo de citometria usando vários marcadores de superfície de células-tronco é uma abordagem comumente usada para pesquisa com células-tronco, apesar de não ter especificidade e seletividade1,5,6. Enquanto a formação esferóide em um sistema de cultura 3D é outro método útil para enriquecer a população de células-tronco raras de células epiteliais primárias, incluindo HPrEC, os esferóides resultantes ainda são uma mistura heter...

A próstata humana contém epitélio luminal com função de secretismo e células basais subjacentes, juntamente com um componente de célula neuroendócrina incomum. As células epiteliais, neste caso, são geradas a partir de uma população rara de células-tronco da próstata que são relativamente quiescentes in vivo e atuam como um sistema de reparo para manter a homeostase glandular ao longo da vida1. Apesar de muitos avanços, a identificação e isolamento funcional das células-tronco da próstata continua a ser um grande desafio no campo. Biomarcadores de células-tronco, incluindo metodologias baseadas em marcadores de superfície celular combinadas com citometria de fluxo são comumente usados para pesquisa de células-tronco2,3,4. No entanto, os resultados para enriquecimento e isolamento variam muito em função de combinações de marcadores e especificidade de anticorpos5,6,levantando questões sobre a identidade das células isoladas. Outra abordagem amplamente utilizada para o enriquecimento de células semelhantes a troncos é a cultura esferóide tridimensional (3D)2,3,4. Enquanto as células-tronco residentes são relativamente quiescentin vivo com restrições de nicho, elas passam por divisão celular na cultura da matriz 3D (simétrica e assimétrica), gerando células-tronco e progenitoras que se reproduzem rapidamente em direção ao compromisso de linhagem7,8. Os esferóides formados são uma mistura heterogênea contendo células-tronco e células progenitoras em vários estágios do compromisso de linhagem, incluindo células progenitoras em estágio inicial e tardio. Assim, os ensaios que utilizam todo o esferóides não são exclusivos de células-tronco, tornando a identificação de propriedades únicas de células-tronco inconclusivas. Portanto, é fundamental criar ensaios para identificar e separar as células-tronco da próstata de seus progenitores filhas. Para este fim, o objetivo do protocolo atual é estabelecer um sistema de ensaio que permita a identificação eficiente e isolamento das células-tronco dos tecidos da próstata humana seguido por uma análise robusta a jusante de suas funções biológicas.
A retenção de rótulos de 5 bromo-2'-deoxyuridine (BrdU) a longo prazo é amplamente utilizada para o rastreamento de linhagem in vivo e in vitro de células-tronco com base em seu tempo de duplicação prolongada9,10. A abordagem atual para a identificação e isolamento de células-tronco da próstata descritas aqui é baseada em sua característica quiescente relativa e propriedades de retenção de rótulos dentro de uma população epiteliana mista. Além disso, com base na hipótese imortal do DNA da cadeia, apenas as células-tronco podem ser submetidas a divisão de células assimétricas. A célula-tronco representa a célula filha que contém o DNA parental mais velho, enquanto a célula progenitora, que é uma célula filha comprometida, recebe o DNA recém-sintetizado. A propriedade única de células-tronco descrita acima é explorada para realizar rotulagem BrdU em células-tronco parentais em culturas primárias e, em seguida, acompanhar seu rótulo após BrdU-washout após a transferência para a cultura esferóide sem âncora 3D. Enquanto a maioria das células epiteliais da próstata primária retém um fenótipo basal e de trânsito amplificando na cultura 2D, há também uma população rara de células-tronco multipotentes reabastecendo e mantendo a homeostase epitelial como evidenciado pela formação de esferóides ou organóides totalmente diferenciados com a mídia cultura correspondente após a transferência para sistemas 3D3,12. Em nosso protocolo atual, usando esféóides de próstata HPrEC ou BrdU à base de prostasphere, CFSE ou ensaios de retenção de far red seguidos de triagem de células ativadas por fluorescência (FACS), identificamos células-tronco de retenção de rótulos em esferóides em um nível de célula única13.
Importante, confirmamos ainda mais as características das células-tronco das células de retenção de rótulos dentro de esferóides em estágio inicial em comparação com as células progenitoras com compromisso de linhagem. Estes incluem divisão assimétrica de células-tronco, capacidade de formação esferóide in vitro e capacidade de regeneração do tecido invivo, atividade de autofagia elevada, biogênese ribossoma aumentada e diminuição da atividade metabólica. Posteriormente, foi realizada a análise do RNAseq. Genes diferencialmente expressos em células esferóides de retenção de rótulos foram observados que podem servir como novos biomarcadores para células-tronco da próstata humana. Esta abordagem de retenção de rótulos à base de esferóide pode aplicar-se a espécimes de câncer para identificar de forma semelhante um pequeno número de células semelhantes a troncos de câncer, proporcionando assim oportunidades translacionais para gerenciar as populações resistentes terapêuticas13. Apresentado abaixo está o ensaio de retenção de rótulos baseado em prostasphere usando células epiteliais primárias da próstata humana (HPrEC) como exemplo.

<table><tbody><tr><td>0,05% Tripsina-EDTA</td><td>Gibco</td><td>25300-054</td><td></td></tr><tr><td>Seringas de tuberculina de 1 mL</td><td>Bectin Dickinson</td><td>BD 309625</td><td></td></tr><tr><td>Tubos de microcentrífuga de 1,5 mL, placas de cultura estéreis</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr>de<td>100 mm Placa</td><td>de cultura de</td> 12 poços <td>Corning/Falcon</td> 353003 <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>Centrífuga de 15</td> mL de 353043 <td></td></tr><tr><td> tubos</td><td>Corning/Falcon</td><td>352097</td><td></td></tr><tr><td>22 x 22 mm lamínulas, sq</td><td>Corning</td><td>284522</td><td>Para MatTek 35 mm prato de cultura</td></tr><tr><td>24 x 50 mm lamínulas</td><td>Corning</td><td>2975245</td><td></td></tr><tr><td>26G x 1,5 polegada agulha hipodérmica</td><td>Monoject</td><td>1188826112</td><td></td></tr><tr><td>2N HCl</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>35 mm prato de cultura com tampa de vidro inferior</td><td>MatTek Corp</td><td>P35G-0-10-C</td><td>Fundo de vidro nº 0, não revestido, <img src="/files/ftp_upload/60357/60357img1.jpg"> irradiado</td></tr><tr><td>40 µ filtro de células de nylon de poros m</td><td>Corning</td><td>352340</td><td></td></tr><tr><td>incubadora de cultura de CO2 de 5%, 37 ° Tubos</td><td></td> de centrífuga C Forma <td></td><td></td></tr><tr><td>50 mL</td><td>Corning/Falcon</td><td>352098</td><td></td></tr><tr><td>5mL Tubo de Poliestireno de Fundo Redondo com tampa de pressão de filtro</td><td>Corning</td><td>352235</td><td>35 µ m placas</td></tr><tr><td>de cultura de malha de nylon de 6 poços</td><td>Corning</td><td>353046</td><td></td></tr><tr><td>lâminas de câmara de 8 poços</td><td>Millipore Sigma</td><td>PEZGS0816</td><td></td></tr><tr><td>Meio de montagem aquoso contendo DAPI</td><td>Vector Laboratories</td><td>H-1200</td><td>Um corante fluorescente nuclear</td></tr><tr><td>Gabinete de segurança biológica, certificado</td><td></td><td></td><td></td>de nível 2</tr><tr><td>BrdU (5-bromo-2'-desoxiuridina)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B5002</td><td>1 mM solução estoque em DMSO</td></tr><tr><td>Centrífuga para tubos de microcentrífuga de 1,5 mL</td><td>Centrífuga Eppendorf</td><td></td><td></td></tr><tr><td>para tubos de 15 mL</td><td>Beckman Coulter</td><td></td><td>Allegra 6</td></tr><tr><td>CFSE (éster succinimidílico carboxifluoresceína)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>C34554</td><td>5 mM solução estoque em DMSO</td></tr><tr><td>citocalasina D</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td></td><td></td>PHZ1063</tr><tr><td>Dispase 1U / mL</td><td>StemCell Technologies</td><td>07923</td><td></td></tr><tr><td>FACS CellSorter MoFlo XDP</td><td>Beckman Coulter</td><td>s</td><td></td></tr><tr><td>Far-Red pro-dye</td><td>Thermo Fisher</td><td>C34564</td><td>5 mM solução estoque em DMSO</td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum (FBS)</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Fibronectina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F0895</td><td>Para revestimento de placas de cultura de 100 mm</td></tr><tr><td>Microscópio fluorescente com câmera digital colorida</td> Microscópio fluorescente <td>Carl Zeiss</td><td></td><td>Axioskop 20; câmera digital colorida Axiocamera</td></tr><tr><td>Goat anti-Mouse IgG (H+L) Anticorpo secundário altamente adsorvido cruzado, Alexa Fluor 488</td><td>Thermo Fisher</td><td>A-11029</td><td></td></tr><tr><td>HPrEC (células epiteliais da próstata humana normal primária)</td> <td>Lifeline Cell Technology</td><td>FC-0038</td><td>Agrupado de 3 doadores de órgãos jovens (19-21 anos) livres de doença; 1 x 105 células/mL; armazenado em</td></tr><tr><td>balde de gelo</td> de nitrogênio líquido e gelo <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microsope invertido com câmera</td><td></td><td></td><td></td>digital</tr><tr><td>Matrigel, baixo fator de crescimento,</td><td>livre de vermelho de fenol Corning</td><td>356239</td><td></td></tr><tr><td>Metanol</td><td>Corning</td><td>A452-4</td><td></td></tr><tr><td>Anticorpo anti-BrdU de camundongo</td><td>Sinalização celular</td><td>5292S</td><td></td></tr><tr><td>Anticorpo IgG de camundongo ( controle negativo)</td> <td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>sc-2025</td><td></td></tr><tr><td>Soro de cabra normal</td><td>Vector Laboratories</td><td>S-1000</td><td></td></tr><tr><td>Solução salina tamponada com fosfato (PBS), pH 7,4</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5368-10PAK</td><td></td></tr><tr><td>Pipetadores e pontas, vários tamanhos</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PrEGM (ProstaLife Epithelial Cell Growth Medium)</td> <td>Lifeline Cell Technology</td><td>LL-0041</td><td></td></tr><tr><td>Iodeto de propídio (PI)</td> <td>R &amp; D Systems</td><td>5135/10</td><td>10 μ g / mL PI em PBS armazenado a 4 ° C no escuro</td></tr><tr><td>Pipetas serológicas, vários tamanhos</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Software para contagem de esferas e medições de</td><td></td><td></td><td></td>tamanho</tr><tr><td>Software: imagens 3D usando Imaris um software de imagem com capacidades</td><td></td><td></td><td></td>de desenho de forma livre</tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Millipore Sigma</td><td>T8787</td><td></td></tr><tr><td>Banho-maria, 37 ° Imagens C</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>z-stack usando um microscópio</td><td></td><td></td><td></td> confocal fluorescente invertido de luz transmitida</tr></tbody></table>

isolamento de células-tronco a partir de culturas esferóides tridimensionais

Isolation of Stem-like Cells from 3-Dimensional Spheroid Cultures

Apesar dos avanços na pesquisa de células-tronco adultas, a identificação e o isolamento das células-tronco de espécimes de tecidos continua sendo um grande desafio. Enquanto as células-tronco residentes são relativamente quiescentes com restrições de nicho em tecidos adultos, elas entram no ciclo celular na cultura tridimensional (3D) livre de âncoras e passam por divisão de células simétricas e assimétricas, dando origem a tronco e progenitor Células. Este último proliferar rapidamente e são a população celular principal em vários estágios do compromisso de linhagem, formando esferóides heterogêneos. Usando células epiteliais de próstata humanas normais primárias (HPrEC), foi desenvolvido um ensaio de retenção de rótulos à base de esferóides que permite a identificação e o isolamento funcional das células-tronco que iniciam esferóides em uma única resolução celular.
HPrEC ou linhas celulares são bidimensionalmente (2D) cultivadas com BrdU por 10 dias para permitir sua incorporação no DNA de todas as células divisórias, incluindo células-tronco auto-renovadoras. Lavar começa após a transferência para a cultura 3D por 5 dias, durante os quais as células-tronco se auto-renovam através da divisão assimétrica e iniciam a formação esferóide. Enquanto as células-tronco filhas relativamente quiescentes retêm o DNA parental com rótulo BrdU, os progenitores da filha proliferam rapidamente, perdendo o rótulo BrdU. A BrdU pode ser substituída por CFSE ou Far Red pró-corantes, que permitem o isolamento de células-tronco vivas pela FACS. As características das células-tronco são confirmadas pela formação esferóide in vitro, ensaios de regeneração de tecidos invivo e documentando suas divisões de células simétricas/assimétricas. As células-tronco isoladas que retêm rótulos podem ser rigorosamente interrogadas por estudos moleculares e biológicos a jusante, incluindo RNA-seq, ChIP-seq, captura de células únicas, atividade metabólica, perfil proteoma, imunocitoquímica, formação organóide e regeneração in vivo do tecido. Importante, esta abordagem de isolamento de células-tronco funcionais sem marcadores identifica células-tronco de espécimes de câncer fresco e linhas de células cancerosas de vários órgãos, sugerindo ampla aplicabilidade. Ele pode ser usado para identificar o câncer de células-tronco biomarcadores, tela farmacêutica visando células-tronco de câncer, e descobrir novos alvos terapêuticos em cânceres.

As células epiteliais da próstata humana normal primária são colocadas em pratos culturais revestidos de fibronectina e o crescimento celular é mantido na cultura 2D (Figura 1a). Após a transferência para a cultura 3D com uma matriz de membrana do porão, células epiteliais diferenciadas morrem lentamente. Apenas as células-tronco da próstata podem sobreviver em uma cultura livre de âncora e formar esferóides em 5 dias (Figura 1b).</stron...

Usando células epitelia de próstata primárias humanas, relatamos um novo método livre de biomarcadores de caracterização funcional de células semelhantes a troncos por um ensaio de retenção de rótulos à base de esferóides. Um protocolo passo a passo é descrito para a rotulagem de células BrdU, CFSE ou Far Red 2D; formação tridimensional de esferóides; identificação de células-tronco de retenção de rótulos por imunocitoquímica; e isolamento pela FACS.

Isolamento de células-tronco a partir de culturas esferóides tridimensionais

Despite advances in adult stem cell research, identification and isolation of stem cells from tissue specimens remains a major challenge. While resident ...

O isolamento das células-tronco continua sendo um grande desafio devido ao co-isolamento das células progenitoras usando métodos atuais. Desenvolvemos um novo ensaio sem biomarcadores para isolar células-tronco quiescentes de progenitores mistos. A principal vantagem deste ensaio de retenção de rótulos baseado em esferoides, pode expandir e isolar células-tronco vivas de seus progenitores filhas pela FACS usando a rotulagem CFSE ou Far Red.Enquanto as terapias convencionais erradicam a maioria das células cancerígenas da próstata, as células-tronco do câncer permanecem devido à resistência terapêutica, impulsionando assim a progressão da doença. O isolamento celular semelhante a tronco permitirá a identificação de novos genes que podem ser terapeuticamente co-alvo para uma remissão eficaz da doença. Nosso ensaio de retenção de rótulos é aplicável para o isolamento normal de células-tronco de vários tecidos e células, e para a pesquisa de células-tronco do câncer.É importante ressaltar que este ensaio é aplicável a outros cânceres epiteliais, como câncer de mama e colorretal. Comece por revestir pratos de cultura de 100 milímetros com dois mililitros de solução de fibronectina de 2,5 microgramas e incuba-los durante a noite à temperatura ambiente. Em seguida, aspire a solução e deixe os pratos de cultura secar no armário de biossegurança por 45 minutos.Adicione nove mililitros do meio de crescimento das células epiteliais da próstata a um prato revestido de fibronectina e mantenha-o aquecido na incubadora de dióxido de carbono a 37 graus Celsius. Descongele um frasco de células epiteliais de próstata humana congeladas em um banho de água de 37 graus Celsius, e resuspense as células em 10 mililitros de meio quente. Centrifugar a suspensão da célula a 500 vezes g durante cinco minutos.Em seguida, aspirar e descartar o supernaspe. Resuspenque as células em um mililitro de meio de cultura quente e transfira um mililitro da suspensão diretamente para o prato revestido de fibronectina com o meio pré-aquecido. Em seguida, incubar o prato na incubadora de dióxido de carbono a 37 graus Celsius.Se co-rotular as células, prepare células com rótulo brdU na cultura 2D de 10 dias, conforme descrito no manuscrito do texto. Em seguida, adicione cinco CFSE micromolar ou Far Red e incubar as células por 30 minutos. Após a incubação, aspire cuidadosamente o meio com o corante e lave as células duas vezes com cinco mililitros de PBS quente.Em seguida, realize a digestão enzimática com 05% de trippsina EDTA de acordo com as instruções do manuscrito. Centrifugar as células a 500 vezes g por cinco minutos e descartar o supernasce. As células foram resuspengidas em matriz de membrana de porão gelada, de um para um e cultura média para formação de prostafera 3D.Para preparar a cultura da prostássea em um sistema de matriz de porão 3D, descongele a matriz de membrana do porão a quatro graus Celsius durante a noite e mantenha-a no gelo antes de ser usada. Em seguida, adicione suavemente um mililitro de matriz de membrana de porão gelado em um volume igual de meio de cultura gelada. Pipeta para cima e para baixo para misturar, tomando o cuidado de não introduzir bolhas de ar.Resuspend cinco vezes 10 a 1/4 células epiteliais de próstata humana em matriz de membrana de porão gelada e mistura de mídia cultural para o volume total de 500 microlitadores. Pipete a solução para a borda inferior de cada poço e gire a placa para distribuir uniformemente a mistura. Coloque a placa em uma incubadora de dióxido de carbono Celsius de 37 graus por 30 minutos para permitir que a matriz se solidifique.Em seguida, cubra-o com um mililitro de cultura quente por poço, certificando-se de não perturbar o anel. Para colher as prostaferas rotuladas por CFSE substitua o meio por dois mililitros despase e pipeta para cima e para baixo para misturar várias vezes. Incubar a placa a 37 graus Celsius por 30 minutos para digerir a matriz, em seguida, coletar a mistura da esfera em um tubo de centrífuga de 15 mililitros.Centrifugar as esferas a 500 vezes g por cinco minutos e descartar o supernaspe. Resuspenque a pelota em 500 microlitadores de edta quente de 05%, e transfira-as para um tubo de centrífuga de 1,5 mililitro. Incubar as esferas a 37 graus Celsius por cinco minutos, depois adicione 500 microliters de PBS quente com 10% de FBS.Passe-os através de uma seringa de um mililitro com uma agulha de calibre 26 para dissociar completamente as esferas. Centrifugar as células a 500 vezes g por cinco minutos. Em seguida, aspirar e descartar o supernaspe.Resuspend as células em um mililitro de meio de cultura quente com um micrograma por iodeto de propídio mililitro para manchar as células mortas e incuba-las por um minuto à temperatura ambiente. Repita a centrifugação e descarte o supernatante. Em seguida, lave as células com um mililitro de meio quente.Repita a centrifugação e descarte o supernatante. Resuspend as células em um mililitro de meio de cultura quente e colete as células em tubos de fundo redondos de poliestireno de cinco mililitros filtrando-as através de tampas de estote de 35 mícrons de tamanho de células. Realize a análise FACS das células de prostafera com células de prostafera com rótulo CFSE dispersos de trippsina.Usando células não rotuladas como um controle negativo e células rotuladas por CFSE como um controle positivo para definir os portões, executar a amostra para classificar e coletar as subpopulações de células fracionadas CFSE-alta e CFSE-low. As células epiteliais normais da próstata humana primária foram colocadas em pratos de cultura revestidos de fibronectina e o crescimento celular foi mantido na cultura 2D. Após a transferência para uma cultura 3D com uma matriz de membrana de porão, células epiteliais diferenciadas lentamente morreram e apenas células-tronco da próstata permaneceram.A rotulagem dupla de células epiteliais de próstata na cultura 2D seguida pela formação esferoide na cultura 3D mostrou colocalização de BrdU, CFSE e Far Red nas mesmas células de retenção de rótulos. A imunostaining dupla mostrou que as células que retêm rótulos apresentam níveis mais baixos de queratina da proteína citokeratina 14, diminuição da proteína de junção celular E-cadherin, aumento das proteínas marcadores precoces de células-tronco Wnt10b e ALDH1A1, aumento da proteína de autofagia LC3, e aumento da miosina IIB. Além disso, o ensaio de retenção de rótulos baseado em esferoides detecta com sucesso células cancerígenas semelhantes a câncer em amostras de câncer de próstata.Células cancerígenas de retenção com rótulos CFSE e esferoides derivados de amostras de câncer de próstata humana apresentaram proteína e-cadherin reduzida em relação às células progenitoras não rotuladas. Ao tentar este protocolo, é importante manter matriz em forma líquida para preparação média da cultura. Armazene-o durante a noite a quatro graus, e esfrie as pontas da pipeta em PBS gelado antes de dispensar a matriz.Após o isolamento das células-tronco usando o ensaio de retenção de rótulos baseado em esferoide, o sequenciamento de RNA unicelular e a análise proteômica podem ser realizados para identificar genes específicos e novos biomarcadores em células-tronco. O isolamento de células-tronco de câncer vivos pelo ensaio de retenção de rótulos baseado em esferoides torna possível que os pesquisadores cresçam tumoróides derivados de células-tronco do câncer in vitro e viam novas drogas anticânculares.

isolation-of-stem-like-cells-from-3-dimensional-spheroid-cultures

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Pesquisa sobre o Câncer

Nós descrevemos um método simples e rápida de gerar tecido 3D-como esferóides e sua potencial aplicação para quantificar as diferenças de interações célula-célula.

Uma simples gota de suspensão Protocolo Cultura de Células para a geração de esferóides 3D

Um método simples é descrita para analisar os efeitos da fibroblastos de tecido em associadas células epiteliais. A combinação deste método eo tridimensional de cultura de tecido pode facilitar a análise das células após o isolamento a partir de 3D. A técnica é aplicável a células de diferentes potencial maligno, permitindo estudo sistemático dos efeitos de estroma associado ao tumor em células tumorais.

Isolamento de células epiteliais mamárias de tridimensional Mixed-célula esferoidal co-cultura

Os esferoides são um tipo de modelo de cultura de células 3D usado para representar com mais precisão o ambiente de uma célula em comparação com os modelos de monocamada de cultura de células 2D. No protocolo de exemplo, veremos os cientistas gerarem esferóides a partir de uma linha de células de câncer colorretal e aplicarem imagens de células vivas para rastrear o crescimento dos esferoides.

Geração de esferóides a partir de linhagens celulares: um método de cultura celular tridimensional (3D)

Este método avalia a invasão de células cancerígenas de esferóides em uma matriz 3D circundante.  Os esferoides são gerados através do método de cultura de gota suspensa e, em seguida, incorporados em uma matriz composta de materiais de membrana basal e colágeno tipo I.  A invasão dos esferóides é posteriormente monitorada.

A Cancer Cell Spheroid Ensaio para avaliar a invasão em um ambiente 3D

O potencial terapêutico das células-tronco/estromais mesenquimais (MSCs) está bem documentado, no entanto, o melhor método de preparação das células para os pacientes permanece controverso. Aqui, comunicamos protocolos para gerar e administrar com eficiência agregados esféricos terapêuticos ou 'esferoides' de MSCs preparados em condições livres de xeno para aplicações experimentais e clínicas.

Produção e Administração de Therapeutic-tronco mesenquimais / celular estromal (MSC) Spheroids condicionadas em culturas 3-D Sob Condições Xeno-livres

Aqui, descrevemos um protocolo rápido e flexível para a formação de esferoides de células 3D por meio da agregação celular. Isso é facilmente adaptado a vários tipos de células e é adequado para uso em uma variedade de aplicações, incluindo ensaios de migração celular, invasão ou anoikis, e para imagens e quantificação de interações célula-matriz.

Um Método celular agregação eficiente e flexível para 3D Spheroid Produção

Tomografia de coerência óptica (OCT), uma tecnologia de imagem tridimensional, foi usada para monitorar e caracterizar a cinética de crescimento de esferoides tumor multicelulares. Precisa quantificação volumétrica de esferoides tumor usando um voxel contando a abordagem e deteção de tecido livre de rótulo morto nos esferoides baseado no contraste intrínseco atenuação óptica, foram demonstradas.

Longitudinal de morfológicas e fisiológicas, monitoramento de esferoides Tumor tridimensional usando a tomografia de coerência óptica

Este protocolo apresenta um novo, robusto e reprodutível sistema cultural para gerar e cultivar esferoides tridimensionais a partir de células de adenocarcinoma de cólon caco2. Os resultados fornecem a primeira prova de conceito para a adequação dessa abordagem para estudar a biologia das células-tronco do câncer, incluindo a resposta à quimioterapia.

Um modelo tridimensional de esferoides para estudar células-tronco de câncer de cólon

O presente protocolo descreve uma técnica para produzir esferoides de tecido em larga escala de forma econômica usando um dispositivo semelhante a um selo impresso em 3D.

Geração de esferoides de tecido por meio de um dispositivo semelhante a um selo impresso em 3D

Apresentamos um protocolo para o cultivo de esferoides de alta reprodutibilidade e sua caracterização fenotípica usando captura de imagens e proteômica.

Análise Fenotípica Semi-Automatizada de Culturas Funcionais de Células Esferoides 3D

Este estudo apresenta uma metodologia econômica e eficiente para gerar estruturas celulares 3D usando um sistema baseado em carimbos para criar micropoços em moldes de agarose. O sistema promove a formação de esferóides/organoides uniformes, melhorando assim as interações celulares. Essa abordagem reduz a variabilidade experimental e oferece suporte a aplicações em testes de medicamentos e engenharia de tecidos.

Geração de esferoides/organoides tridimensionais a partir de culturas de células bidimensionais usando um novo dispositivo de carimbo

Aprenda a isolar células-tronco quiescentes de esferoides tridimensionais usando ensaio de retenção de marcadores sem biomarcadores. Este método avança a pesquisa de células-tronco cancerígenas e resistência terapêutica.

Isolamento de células-tronco a partir de culturas esferóides tridimensionais

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