Name: Estabelecendo um modelo suíno de insuficiência cardíaca pós-miocárdio para tratamento de células-tronco (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-25T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 24 s
Description: Aprenda a estabelecer um modelo suíno de insuficiência cardíaca por bloqueio da artéria circunflexa e estimulação rápida para avaliar injeções intramiocárdicas de células-tronco. Este método oferece uma plataforma estável para pesquisas em terapias regenerativas cardíacas.

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Os autores reconhecem Alfreda e Kung Tak Chung por seu excelente apoio técnico durante os experimentos em animais.

Todos os experimentos em animais foram realizados de acordo com o Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório publicado pelos Institutos Nacionais de Saúde dos EUA e regulamentos da Universidade de Hong Kong, e o protocolo foi aprovado pelo Comitê sobre o Uso de Animais Vivos no Ensino e Pesquisa (CULTAR) da Universidade de Hong Kong.
NOTA: Foram utilizados neste estudo suínos de fazenda fêmeas que pesam 35-40 kg (9-12 meses de idade). O fluxograma deste experimento é mostrado na Figura 1.
1. Procedimentos cirúrgicos
<ol><li>Anestesia e preparação do animal<ol>
<li>Acelere os animais por 12h e sujeito à privação de água por 4h antes do experimento.</li>
		<li>Anestesiar os suínos através de uma injeção intramuscular de tiletamina+zolezepam (2-7 mg/kg) e xilazina (0,5-1 mg/kg) preparada em 20 mL de soro fisiológico normal. Monitore os reflexos palpebrais do animal até que eles estejam ausentes.</li>
		<li>Remova o cabelo do porco e esterilize a pele no pescoço e na virilha para as seções 1.3-1.5. Desinfetar a área de operação 3x com 70% de etanol e betadina.</li>
		<li>Coloque um tubo endotraqueal de 7 mm na traqueia suína e coloque uma agulha de 22 G de indwelling na vena do ouvido.</li>
		<li>Mova o porco para a mesa de operação e coloque em uma posição supina. Conecte o tubo endotraqueal ao respirador e ventile mecanicamente (razão de tempo inspiratória/expiratória 1:2) o animal com isoflurano (inalação de 1,5%-2,0%) e oxigênio (inalação de 0,5-1,5 L/min).</li>
		<li>Monitore o eletrocardiograma da superfície e a pressão arterial, e monitore continuamente a frequência cardíaca, o ritmo cardíaco e a pressão arterial através de sistemas de gravação eletrofisiologia.</li>
	</ol></li>
	<li>Ecocardiografia<ol>
<li>Mova o porco para a posição de decúbito lateral esquerdo e fixe na mesa.</li>
		<li>Coloque a sonda na região pericárdia e realize a ecocardiografia serial, incluindo imagens em modo 2D e M, utilizando um sistema ecocardiográfico de alta resolução e um transdutor de 3-9 MHz na linha de base, antes do transplante celular e 8 semanas após o transplante celular(Figura Suplementar 1).</li>
		<li>Analise todas as imagens obtidas usando software comercial. Calcule a dimensão diastólica final lv (LVEDD), a dimensão sistólica final de LV (LVESD), o volume diastólico final lv (LVEDV), o volume final-sistólico lv (LVESV), a fração de ejeção lv (LVEF) e a espessura da parede após a obtenção de imagens ecocardiográficas padrão a partir da visão parasternal do eixo longo. NOTA: Todas as análises off-line foram conduzidas por outro operador independente usando uma estação de trabalho de computador. A variabilidade das medições entre diferentes observadores foi de 4% com base em 20 imagens aleatórias repetidas. Todas as medições ecocardiográficas foram realizadas de acordo com as recomendações da Sociedade Americana de Ecocardiografia.</li>
	</ol></li>
	<li>Implantação de marca-passo<ol>
<li>Mova o porco para a posição supina e fixe os membros do porco sobre a mesa com alças.</li>
		<li>Localize a artéria carótida direita e a veia jugular no triângulo carótida (atrás do estenicleidomastoide e cercado pelo estiloide, o músculo digastrico e o omoidóide) e isole a artéria carótida direita e a veia jugular com fórceps hemostáticos em condições estéreis(Figura Suplementar 2). Ligate a extremidade distal da artéria carótida direita e veia jugular. Costurem os dois músculos com 2-0 Vicryl. 
</li>
		<li>Cannula a veia jugular direita com um angiocato e insira um marca-passo levar ao ventrículo direito sob orientação de raio-X(Figura 2).</li>
		<li>Isole o esternocleidomastoide e o músculo escelho anterior usando fórceps. Implante um marca-passo entre os dois músculos e costurem os dois músculos com seda 2-0. Conecte o marca-passo à liderança.</li>
		<li>Reprograme o marca-passo para backup do modo VVI (35 bpm) por um gerador de marca-passo após o transplante.</li>
		<li>Aplique ritmo ventricular rápido (150 batidas/min) para induzir HF por um gerador de marca-passo 4 semanas após a indução de MI. Em seguida, ajuste o marca-passo de volta para o modo VVI de backup em 8 semanas.</li>
	</ol></li>
	<li>Análise invasiva do loop de volume de pressão NOTA: Realizar avaliação hemodinâmica invasiva na linha de base, antes do transplante celular e 8 semanas após o transplante celular para avaliar as alterações na função LV.<ol>
<li>Isole a artéria femoral direita e a veia femoral no triângulo femoral (cercado pelo ligamento inguinal, músculo sartório e músculo adutor longus)(Figura Suplementar 2).</li>
		<li>Cannula a artéria femoral direita com um angiocato e coloque um fio-guia na artéria através do angiocato. Remova o angiocato e cannulate uma baia 9F na artéria sob a orientação do fio-guia. Remova o fio-guia.</li>
		<li>Cannula a veia femoral direita com bainha de 12F como descrito na etapa 1.4.2. Insira um cateter de balão da baia 12F colocada na cava vena inferior (IVC) sob orientação de raio-X.</li>
		<li>Calibrar um cateter de volume de pressão (PV) de 7 Fr em soro fisiológico isotônico com um processador de sinal PV.</li>
		<li>Insira o cateter FOTOvoltaico no ápice lv da baia 9F colocada sob orientação de raio-X. Suspenda a ventilação e meça o derivado de pressão máxima positiva ventricular esquerda (+dP/dt), pressão sistólica final (ESP) e pressões diatólicas finais (EDP) com o processador de sinal PV.</li>
		<li>Meça a relação final sistólica de volume de pressão (ESPVR) pelo processador de sinal PV durante a oclusão do IVC.</li>
		<li>Reinicie a ventilação quando o procedimento estiver concluído.</li>
	</ol></li>
	<li>Indução de MI<ol>
<li>Administrá-lo por via intravenosa (5 mg/kg por via intravenosa acima de 1h) e lidocaína (1,5 mg/kg de bolus intravenoso) ao animal antes da indução de MI para evitar arritmias ventriculares.</li>
		<li>Cannulate a artéria carótida direita com uma baia 8F como mencionado na etapa 1.4.3.</li>
		<li>Realize a angiografia coronária através de um cateter orientador de 6F JR4 através da baia colocada guiada pelo equipamento padrão de fluoroscopia do braço C.</li>
		<li>Ocluir a artéria coronária circunflexa esquerda (LCX) distal ao primeiro ramo marginal obtuso com angioplastia coronariana transluminal percutânea (PTCA) inflação do cateter de dilatação sob orientação de raio-X(Figura 2).</li>
		<li>Injete 1 mL de microesferas de esponja de 700 μm misturadas com 3 mL de soro fisiológico preparadas em uma seringa de 10 mL através do cateter de balão para bloquear o LCX, depois esvazie o balão e realize um angiograma para confirmar a oclusão.</li>
		<li>Repita o procedimento de injeção para obter um bloqueio completo bem sucedido.</li>
		<li>Monitore a frequência cardíaca animal e o ritmo para detectar arritmias cardíacas. Se a fibrilação ventricular aconteceu, use um desfibrilador externo e bifásico para restabelecer um ritmo sinusal usando choques de 150-300 J.</li>
	</ol></li>
	<li>Injeção de células-tronco<ol>
<li>Atribuir aleatoriamente todos os animais com notável comprometimento da função cardíaca (LVEF < 40% às 8 semanas após a indução do MI) a dois grupos diferentes: um que receberá administração intramyocardial de 2 x 108 células-tronco pluripotentes induzidas por células-tronco derivadas de células-tronco (hiPSC-MSCs), e o outro que não receberá hiPSC-MSCs.</li>
		<li>Prepare os hiPSC-MSCs em 2 mL de soro fisiológico normal para transplante intramocárdio. Antes do transplante intramyocárdio hiPSC-MSCs, repita as etapas de anestesia e preparação animal mencionadas na seção 1.1, desta vez esterilizando 10 cm em torno da área de batida do ápice. Faça a toracotomia esquerda no espaço intercostal 4-5 com um retrátil. Realize a pericardiotomia para expor a parede lateral infarta. NOTA: O comprimento da incisão foi de 10-12 cm.</li>
		<li>
Use 5-8 injeções intramyocárdicas (~0,3 mL por injeção) ao redor da área infarto para administrar o meio de cultura(Tabela de Materiais) a um grupo de animais ou 2 x 108 hiPSC-MSCs para o outro grupo(Figura 3). Evite cuidadosamente qualquer dano às artérias coronárias para reduzir o risco de hemorragia.
</li>
		<li>Feche o espaço intercostal com fio de ferro e feche a camada muscular com 2-0 de seda. Costurar o tecido subcutâneo e a pele com 2-0 vicryl.</li>
	</ol></li>
	<li>Estimulação elétrica programada intracardiac<ol>
<li>Realizar estimulação elétrica programada utilizando um estimulador programável para avaliar a inducibilidade da taquiarritmia ventricular (TV) após a terapia de transplante celular.</li>
		<li>Insira um cateter eletrofisiológico 6F no ápice ventricular direito através da veia femoral antes de sacrificar todos os animais.</li>
		<li>Exibir as gravações intracardicascas com os condutores de eletrocardiograma de superfície I, II e III no sistema de gravação eletrofisiológica a uma velocidade de 200 mm/s. Entregue uma largura de pulso de 2 ms a 2x o limiar diastólico usando um estimulador.</li>
		<li>Entregue um trem de oito estímulos (S1) em dois comprimentos de ciclo de unidade (200 ms e 300 ms), seguido por um (S2) ou dois (S2 e S3) estímulos extras prematuros.</li>
		<li>Reduza sequencialmente os intervalos de acoplamento até que um período refratário ou arritmia eficaz ventricular seja induzido. Observe a presença de VT sustentado indutível (>10 s).</li>
	</ol></li>
</ol>2. Protocolo pós-operatório
<ol><li>Medicina pós-operatória<ol>
<li>Realizar terapias farmacológicas convencionais para HF. Em suma, administre oralmente o succinato de metoprolol (25 mg) e ramipril (2,5 mg) a todos os animais diariamente.</li>
		<li>Administrou intramuscularmente enrofloxacina (5 mg/kg) e buprenorfina (0,01 mg/kg) a todos os animais diariamente durante uma semana após a cirurgia para prevenir infecções e aliviar a dor.</li>
		<li>Para minimizar a rejeição imunológica, administre oralmente um esteroide (40 mg/dia oralmente) e ciclosporina (200 mg/dia oralmente) a todos os animais de 3 dias antes do transplante celular até 8 semanas depois.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Avaliação do tamanho do infarto<ol>
<li>Eutanize os animais por uma overdose de dormitório (sódio pentobarbital, 100 mg/kg, IV) no final do experimento.</li>
		<li>Abra o peito e pegue o coração. Enxágüe o coração em 0,9% salino.</li>
		<li>Seção serial com amostras de tecido LV com bisturi de 1 cm de espessura na direção transversal lv.</li>
		<li>Selecione porções das fatias que contenham o miocárdio infartado para medir a espessura da parede e a área de infarto.</li>
		<li>Capture a imagem dessas fatias e analise quantitativamente a espessura da parede e a área de infarto usando software de análise de imagem comercial.</li>
		<li>Fixar o tecido em 10% de formalina a 4 °C por um mês. Incorpore o tecido dentro, adjacente e remoto aos locais de infarto (~1 cm2 pedaços) em parafina. Seção em fatias de 5 μm usando um microtome para exame histológico.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sobrevivência celular<ol>
<li>Detecte o enxerto das células transplantadas por coloração imunohistoquímica com antígeno nuclear anti-humano (HNA) de acordo com o protocolo fornecido pelo fabricante.</li>
		<li>Capture a imagem em três seções diferentes em cinco campos aleatórios em cada animal e analise quantitativamente as células positivas na zona peri-infarto. NOTA: O sistema de captura de imagens e o software de análise de imagens foram usados para capturar e analisar as imagens das seções cardíacas.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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<li>Hu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Large-Scale+Investigation+of+Hypoxia-Preconditioned+Allogeneic+Mesenchymal+Stem+Cells+for+Myocardial+Repair+in+Nonhuman+Primates%3A+Paracrine+Activity+Without+Remuscularization%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">A Large-Scale Investigation of Hypoxia-Preconditioned Allogeneic Mesenchymal Stem Cells for Myocardial Repair in Nonhuman Primates: Paracrine Activity Without Remuscularization.</a> Circulation Research. 118, 970-983 (2016).</li>
<li>Chong, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+embryonic-stem-cell-derived+cardiomyocytes+regenerate+non-human+primate+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Human embryonic-stem-cell-derived cardiomyocytes regenerate non-human primate hearts.</a> Nature. 510, 273-277 (2014).</li>
<li>Martens, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Substantial+early+loss+of+induced+pluripotent+stem+cells+following+transplantation+in+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Artificial+Organs%22%5BJournal%5D)">Substantial early loss of induced pluripotent stem cells following transplantation in myocardial infarction.</a> Artificial Organs. 38, 978-984 (2014).</li>
<li>Shiba, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Allogeneic+transplantation+of+iPS+cell-derived+cardiomyocytes+regenerates+primate+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Allogeneic transplantation of iPS cell-derived cardiomyocytes regenerates primate hearts.</a> Nature. 538, 388-391 (2016).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a revelar.

Modelos animais padrão são de suma importância para entender a fisiopatologia e mecanismos de doenças e testar novas terapêuticas. Nosso protocolo estabelece um modelo suíno de HF induzido pelo bloqueio da artéria circunflexo esquerda e ritmo rápido. Oito semanas após a indução de MI, os animais desenvolveram prejuízo significativo de LVEF, LVEDD, LVESD, +dP/dt e ESPVR. Este protocolo também testa o método de administração da terapia de células-tronco para regeneração cardíaca por injeção intramocárdia. O tamanho infarto...

As doenças cardiovasculares, a doença arterial coronariana (CAD), em particular, continuam sendo a principal causa de morbidade e mortalidade em Hong Kong e em todo o mundo1. Em Hong Kong, foi projetado um aumento de 26% de 2012 para 2017 do número de pacientes do CAD tratados sob a Autoridade Hospitalar. Entre todos os CADs, o infarto agudo do miocárdio (MI) é uma das principais causas de morte e complicações subsequentes, como insuficiência cardíaca (HF). Estes contribuem para cargas médicas, sociais e financeiras significativas. Em pacientes com MI, a terapia trombolítica ou intervenção coronária percutânea primária (ICI) é uma terapia eficaz na preservação da vida, mas essas terapias só podem reduzir a perda de cardiomiócito (CM) durante o MI. Os tratamentos disponíveis são incapazes de repor a perda permanente de CMs, o que leva à fibrose cardíaca, remodelação do miocárdio, arritmia cardíaca e, eventualmente, insuficiência cardíaca. A taxa de mortalidade em 1 ano pós-MI é de cerca de 7% com mais de 20% dos pacientes desenvolvendo HF3. Em estágio terminal, o transplante de coração é a única terapia eficaz disponível, mas é limitado pela escassez de órgãos disponíveis. Novas terapias são necessárias para reverter o desenvolvimento do HF pós-MI. Como resultado, a terapia baseada em células é considerada uma abordagem atraente para reparar os CMs prejudicados e a função ventricular esquerda (LV) em HF após a MI. Nossos estudos anteriores descobriram que o transplante de células-tronco é benéfico para a melhoria da função cardíaca após transplante intramial direto em pequenos modelos animais de MI4,5. Protocolos de HF de animais de grande porte pré-clínicos padronizados são, portanto, necessários para testar melhor a eficácia e a segurança do transplante de células-tronco antes do uso clínico.
Décadas recentes têm testemunhado o uso generalizado de suínos em pesquisas cardiovasculares para terapia com células-tronco. Os porcos HF são um modelo promissor de pesquisa translacional devido à sua semelhança com os humanos em termos de tamanho cardíaco, peso, ritmo, função e anatomia da artéria coronária. Além disso, os modelos de HF suínos podem imitar pacientes pós-MI HF em termos de metabolismo cm, propriedades eletrofiológicas e alterações neuroendócrinas em condições isquêmicas6. O protocolo aqui apresentado utiliza um modelo HF de porco padronizado, empregando uma oclusão de balão coronário de peito fechado da artéria circunflexa esquerda (LCX), seguida de ritmo rápido induzido pela implantação do marca-passo. O estudo também otimiza a rota da administração intramialcardial de células-tronco para o tratamento de HF pós-MI. O objetivo é produzir um modelo animal suíno de infarto crônico do miocárdio que possa ser utilizado para desenvolver tratamentos clinicamente relevantes para pacientes com CAD grave.

<table><tbody><tr><td>Amiodarona</td><td>Mylan</td> <td>-</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Máquinas anestésicas e respirador</td><td>Drager</td><td>Fabius mais XL-Angiocath</td></tr> <tr><td></td><td>Becton Dickinson</td> <td>381147-Anti-antígeno</td><td></td></tr> <tr><td>nuclear humano</td><td>abcam abcam</td><td>ab19118-Axio</td><td></td></tr> <tr><td>Plus sistema de captura de imagem</td><td>Zeiss</td><td>Axioskop 2 PLUS</td><td>Axioskop 2 plus</td></tr><tr><td>Software AxioVision Rel. 4.5</td><td>Zeiss</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Baytril</td><td></td> Bayer-enrofloxacina <td></td><td></td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Mundipharma</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>CardioLab Sistemas de Gravação de Eletrofisiologia</td><td>GE Healthcare</td><td>G220f-Mídia</td><td></td></tr> <tr><td>de cultura</td><td>MesenCult</td><td>05420-Ciclosporina</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Novartis</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Desfibrilador</td><td>GE Healthcare</td><td>CardioServ-Dorminal</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>TEVA</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Sistema ecocardiográfico</td><td>GE Vingmed</td><td>Vivid</td> <td>i-EchoPac</td></tr> <tr><td>software</td><td>GE Vingmed</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Cateter eletrofisiológico</td><td>Cordis Corp</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Embozene Microsphere</td><td>Boston Scientific</td><td>17020-S1</td><td>700 &mu; m</td></tr><tr><td>Tubo endotraqueal</td><td>Vet Care</td><td>VCPET70PCW</td><td>Tamanho 7</td></tr><tr><td>Etanol</td><td>VWR produtos químicos</td><td>20821.33-Formalina</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Sigma</td><td>HT501320</td><td>10%</td></tr> <tr><td>Cateter de dilatação de balão IVC</td><td>Boston Scientific</td><td>3917112041</td><td>Mustang</td></tr><tr><td>JR4 cateter-guia</td><td>Cordis Corp</td><td>67208200</td><td>6F</td></tr><tr><td>Lidocaína</td><td>Quala</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Mersilk</td><td>Ethicon</td><td>W584</td><td>2-0</td></tr><tr><td>Succinato de Metoprolol</td><td>Wockhardt</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Micrótomo</td><td>Leica</td><td></td> <td>RM2125RT-Mobile Equipamento de</td></tr> <tr><td>fluoroscopia de braço C</td><td>GE Healthcare</td><td>OEC 9900 Marcapasso</td><td></td></tr> de ressonância <tr><td></td> magnética <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>St Jude Medical PM1272 AssurityGerador de marcapasso</td><td>St Jude Medical</td><td>Merlln modelo 3330-Cateter</td><td></td></tr> <tr><td>de volume de pressão</td><td>CD Leycom</td><td>CA-71103-PL</td><td>7F</td></tr><tr><td>Pressão&ndash; processador de sinal de volume</td><td>CD Leycom</td><td>SIGMA-M-Estimulador</td><td></td></tr> <tr><td>Programável</td><td>Medtronic Inc</td><td>5328-PTCA</td><td></td></tr> <tr><td>Cateter de balão de dilatação</td><td>Boston Scientific</td><td>H7493919120250</td><td>MAVERICK sobre o fio</td></tr><tr><td>Ramipril</td><td>TEVA-</td><td></td><td>-</td></tr><tr><td>Introdutor de bainha</td><td>Cordis Corp</td><td>504608X</td><td>8F, 9F, 12F</td></tr><tr><td>Steroid</td><td>Versus artrite</td> <td>-</td><td></td></tr> <tr><td>Temgesic</td><td>Nindivior-buprenorfina</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Agulha venosa de demora</td><td>TERUMO</td><td>SR +OX2225C</td><td>22G</td></tr><tr><td>Vicryl</td><td>Ethicon</td><td>VCP320H</td><td>2-0</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Alfasan International BV</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Zoletil</td><td>Virbac New Zealand</td><td></td> <td>Limited-tiletamine+zolezepam</td></tr></tbody></table>

estabelecendo um modelo suíno de insuficiência cardíaca pós-miocárdio para tratamento de células-tronco

Establishing a Swine Model of Post-myocardial Infarction Heart Failure for Stem Cell Treatment

Embora tenham sido alcançados avanços no tratamento da insuficiência cardíaca (HF) após o infarto do miocárdio (MI), o HF após o MI continua sendo uma das principais causas de mortalidade e morbidade em todo o mundo. As terapias baseadas em células para reparação cardíaca e melhoria da função ventricular esquerda após o MI têm atraído considerável atenção. Assim, a segurança e a eficácia desses transplantes celulares devem ser testadas em um modelo animal de grande porte pré-clínico de HF antes do uso clínico. Os suínos são amplamente utilizados para pesquisas de doenças cardiovasculares devido à sua semelhança com os humanos em termos de tamanho cardíaco e anatomia coronária. Por isso, buscamos apresentar um protocolo eficaz para o estabelecimento de um modelo de HF crônico porcino utilizando oclusão de balão coronário de peito fechado da artéria circunflexo esquerda (LCX), seguido de ritmo ventricular rápido induzido à implantação do marca-passo. Oito semanas depois, as células-tronco foram administradas por injeção intramocárida na área peri-infarto. Em seguida, foram avaliados o tamanho do infarto, a sobrevivência celular e a função ventricular esquerda (incluindo ecocardiografia, parâmetros hemodinâmicos e eletrofisiologia). Este estudo ajuda a estabelecer um modelo de HF animal de grande porte pré-clínico estável para o tratamento de células-tronco.

Mortalidade Neste estudo, foram utilizados 24 suínos. Três deles morreram durante a indução de MI por causa de VT sustentado. Um animal morreu na cirurgia de coração aberto para injeção celular por causa de sangramento na ferida. Dois animais morreram por infecção grave. Dois animais foram excluídos por causa da ligeira redução do EF (redução de LVEF &gt; 40% da linha de base). Como resultado, 16 animais completaram todo o protocolo de estudo.
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Buscamos estabelecer um modelo suíno de insuficiência cardíaca induzido pelo bloqueio da artéria circunflexo esquerda e ritmo rápido para testar o efeito e a segurança da administração intramiocárdia de células-tronco para terapias baseadas em células.

Estabelecendo um modelo suíno de insuficiência cardíaca pós-miocárdio para tratamento de células-tronco

Although advances have been achieved in the treatment of heart failure (HF) following myocardial infarction (MI), HF following MI remains one of the major ...

Este modelo de insuficiência cardíaca suína, induzido pelo bloqueio da artéria circunflexo esquerda e ritmo rápido, pode ser usado para avaliar os efeitos da injeção direta de células-tronco intramiocárdia na regeneração cardíaca. Nosso modelo de insuficiência cardíaca da colônia suína é estável. O novo tamanho do infarto deste modelo é de cerca de 16% do ventrículo esquerdo e o infarto de injeção de ventrículo esquerdo reduzido em pelo menos 40% da linha de base.Com o porco experimental fixado na posição supina, localize a artéria carótida direita e a veia malabarista no triângulo carótida, e use fórceps hemostáticos e técnica asséptica para isolar a artéria carótida direita e a veia jugular. Ligate a extremidade distal da artéria carótida direita e veia malabarista e use um angiocato para cannutar a veia malabarista direita. Depois de inserir um lead-marca-passo no ventrículo direito sob orientação de raio-x use fórceps para isolar os músculos estenicleidomastoide e escala anterior e conectar o marca-passo ao chumbo.Em seguida, implante um marca-passo entre os dois músculos. Em seguida, feche os dois músculos com 2-0 de seda. Para avaliar as alterações na função ventrículo esquerdo, isole a artéria femoral direita e a veia femoral no triângulo femoral, e calcule a artéria femoral direita com um angiocato.Coloque um fio-guia na veia femoral através do angiocato e remova o angiocato. Cannulate uma bainha francesa de 12 na veia femoral sob a orientação do fio-guia e remova o fio-guia. Cannulate a artéria femoral direita com uma baanha de nove francesas como apenas demonstrado.E insira um cateter de balão através da baia 12 francesa na veia cava interior sob orientação de raio-x. Calibrar um cateter de sete volumes de pressão francês em soro fisiológico isotônico com um processador de sinal de volume de pressão e inserir o cateter no ápice do ventrículo esquerdo através da nove bainha francesa sob orientação de raio-x. Suspenda a ventilação e use o processador de sinal de volume de pressão para medir o derivado de pressão máxima e pressão negativa do ventrículo esquerdo, pressão sistólica e pressões diastólicas finais.Em seguida, reinicie a ventilação. Para indução de infarto do miocárdio, administre cinco miligramas por quilograma de amiodarona e 1,5 miligramas por quilograma de bolus lidocaína por via intravenosa durante uma hora para evitar arritmias ventriculares antes de calcular a artéria carótida direita com uma baá de oito francesas como demonstrado. Realize a angiografia coronária através de um cateter guia de seis baias francesas através da baia colocada guiada pela fluoroscopia do braço C padrão.Ocluimento da artéria coronária circunflexa esquerda distal ao primeiro ramo marginal obtuso com inflação de cateter de dilatação de angioplastia transluminal percutânea sob orientação de raio-x. Carregue um mililitro de microesferas esponjas de 700 micrômetros misturados com sete mililitros de iohexol em uma seringa de 10 mililitros e injete a mistura através do cateter de balão para bloquear a artéria coronária circunflexa esquerda. Em seguida, esvazie o balão e realize um angiograma para confirmar a oclusão.Oito semanas após a indução de infarto carga duas vezes 10 para o oitavo pluripotente pluripotente induzido por células-tronco mesenquimais em dois mililitros de soro fisiológico normal em uma seringa de cinco mililitros e esterilizar 10 centímetros ao redor da área de batida do ápice do animal experimental anestesiado. Use um retraínte para realizar uma toracotomia esquerda no espaço intercostal de quatro ou cinco e realize uma pericardiotomia para expor a parede lateral infartada. Quando as áreas infartadas se visualizam, realize de cinco a oito injeções intra miocárdia de aproximadamente 300 microliters de células por injeção antes de fechar o espaço intercostal com fio de ferro e fechar a camada muscular com suturas de seda 2-0 e os tecidos subcutâneos e camadas de pele com 2-0 suturas vicryl.Para avaliar a indubitabilidade da taquiarritmia ventricular após a terapia celular, insira um cateter eletrofisiológico francês no ápice ventricular direito através da veia femoral e exiba as gravações intracardicascas com os leas de eletrocardiograma de superfície I, II e III no sistema de gravação eletrofisiológica a uma velocidade de 200 milímetros por segundo. Use um estimulador para fornecer uma largura de pulso de dois milissegundos em duas vezes o limiar diastólico e fornecer um trem de oito estímulos a um 200 milissegundos e um comprimento de ciclo de unidade de 300 milissegundos seguido por um ou dois estímulos extras prematuros. Em seguida, sequencialmente encurtou os intervalos de acoplamento até que o período refratário ventricular efetivo da arritmia seja induzido, observando a presença de uma taquiarritmia ventricular sustentada indutível.Neste experimento representativo, o exame ecocardiográfico em série mostrou que a fração de ejeção ventrícculo esquerda diminuiu significativamente da linha de base, enquanto a dimensão terminante-diastólica do ventrículo esquerdo e a dimensão sistólica final aumentaram significativamente oito semanas após a indução do infarto do miocárdio. Em contraste, a fração de ejeção do ventrículo esquerdo aumentou significativamente e a dimensão sistólica final diminuiu notavelmente no grupo de transplante celular oito semanas após a administração. A relação de volume de pressão sistólica negativa e de pressão sistólica final diminuiu significativamente da linha de base em oito semanas após a indução do infarto do miocárdio, enquanto a administração intramocárida de células-tronco mesenquimais resultou em um aumento nessas funções.A medição da espessura da parede infarto do ventrículo esquerdo em cinco a sete seções de um centímetro de espessura de cada animal revelou uma porcentagem do infarto do ventrículo esquerdo de aproximadamente 16% Não houve sobrevida celular ao redor do local da injeção na área de infarto oito semanas após o transplante. Mas um pequeno número de células-tronco injetadas sobreviventes eram visíveis na área periinfarto. Os incidentes de taquiarritmias ventriculares indutíveis sustentadas poderiam ser facilmente aumentados em animais com insuficiência cardíaca.Note-se que o transplante de células-tronco não modificou significativamente o substrato do miocárdio subjacente para reduzir a suscetibilidade à taquiarritmia ventricular. Como o bloqueio da artéria coronária circunflexo esquerda pode induzir arritmia. Certifique-se de monitorar o ECG e usar imediatamente desfibrilador bifásico externo para restabelecer os seios conforme necessário.Este método fornece um modelo animal de grande porte estável e reprodutível clinicamente relevante para testar a eficácia de terapias baseadas em células-tronco.

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Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Um método de transferência de genes para o tratamento da insuficiência cardíaca isquêmica é descrito usando um modelo de suínos de infarto do miocárdio. Nosso método simples e reprodutível nos permite facilmente avaliar a eficácia da transferência de genes diferentes com uma maneira muito simples e reprodutível.

Transferência de genes para insuficiência cardíaca isquêmica em um modelo pré-clínica

Este protocolo descreve o modelo suíno infarto do miocárdio (IM) usando um 90 min-peito fechado oclusão coronária balão da artéria descendente anterior esquerda (LAD), seguida de reperfusão. Além disso, o protocolo para vários parâmetros de resultados, tais como a função cardíaca, hemodinâmica, resistência microvascular e tamanho do infarto, também são apresentados.

Infarto do Miocárdio e Avaliação de Resultados Funcional em porcos

Implantação de um biograft para tratar infarto do miocárdio induzido por ligadura LAD em um modelo de roedor tem convencionalmente necessárias duas cirurgias de coração aberto. A fim de reduzir a mortalidade e proporcionar as condições óptimas para a fixação de Biomatrizes sólidos gelatinosos e associados a células, procedimentos minimamente invasivos têm sido desenvolvidos.

Terapia Celular para insuficiência cardíaca em Rat: Double toracotomia para infarto do miocárdio e Epicárdica implante de células e Biomatrix

Apresentamos três protocolos de novos e mais eficientes para a diferenciação de células estaminais pluripotentes humanas induzida em cardiomiócitos, células endoteliais, e células do músculo liso e um método de entrega que melhora o enxerto de células transplantadas através da combinação de injecção das células com citocinas entrega mediada por remendo.

Pluripotentes Stem Cell Derivado células cardíacas para reparo do miocárdio

Este protocolo apresenta um modelo animal grande cirúrgico de isquemia crônica, o único navio que resulta em anormalidades regionais, mas não cria infarto, conhecido como miocárdio em hibernação. Após o estabelecimento da isquemia crônica, os animais são tratados com bomba LIMA-rapaz artéria coronária cirurgia de bypass para revascularize o tecido isquêmico.

Modelo de suíno cirúrgico da isquemia cardíaca crônica, tratado pela cirurgia de Bypass coronário de bomba

Aqui nós apresentamos um protocolo para a indução de cryoinjury ventricular esquerdo, seguido da implantação de um patch do músculo cardíaco, derivado de células iPS humana cardiomyocytes em um modelo de cobaia.

Implantação de Patches hiPSC-derivado do músculo cardíaco após lesão miocárdica em um modelo de cobaia

Este protocolo visa transplantar um patch bioimpresso 3D no epicárdio de camundongos infartados modelando insuficiência cardíaca. Inclui detalhes sobre anestesia, abertura do tórax cirúrgico, ligadura permanente da artéria coronária descendente anterior esquerda (LAD) e aplicação de um patch bioimpresso na área infarto do coração.

Transplante de um Patch Bioimpresso 3D em um modelo murino de infarto do miocárdio

O objetivo geral do presente estudo é apresentar as técnicas de indução do infarto do miocárdio (MI) e insuficiência cardíaca pós-miocárdio (pós-MI HF) em miniporcos de Göttingen adultos e a caracterização do modelo pós-MI HF em miniporcos de Göttingen em comparação com os porcos landrace.

Insuficiência cardíaca pós-miocárdio em oclusão coronariana de peito fechado/modelo de reperfusão em Miniporcos de Göttingen e Poros landrace

A terapia gênica miocárdica para cardiopatia isquêmica é uma grande promessa para futuras terapêuticas. Aqui, apresentamos um modelo animal de grande porte para avaliar a eficácia da terapia gênica no coração isquêmico.

Modelo animal de grande porte para avaliação da eficácia da terapia gênica em coração isquêmico

A entrega celular guiada por ultrassom ao redor do local do infarto do miocárdio em camundongos é uma maneira segura, eficaz e conveniente de transplante de células.

Implante de Cardiomiócitos Derivados de Células-Tronco Pluripotentes Induzidos por Ultrassom em Camundongos Infartados do Miocárdio

O presente protocolo descreve três métodos de administração de agentes terapêuticos cardioativos em modelo suíno. Suínas crioulas receberam tratamento através de: (1) toracotomia e injeção transepicárdica, (2) injeção transendocárdica por cateter ou (3) infusão intravenosa via minibomba osmótica da veia jugular.

Aplicação da Terapêutica Cardioativa em Modelo de Infarto do Miocárdio Porcino

Aprenda a estabelecer um modelo suíno de insuficiência cardíaca por bloqueio da artéria circunflexa e estimulação rápida para avaliar injeções intramiocárdicas de células-tronco. Este método oferece uma plataforma estável para pesquisas em terapias regenerativas cardíacas.

Estabelecendo um modelo suíno de insuficiência cardíaca pós-miocárdio para tratamento de células-tronco

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