Name: Uma abordagem cirúrgica revisada para induzir hidrops endoglicêsticos na Cobaia (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-06-04T13:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 5 s
Description: Aprenda a induzir hidrops endolinfático em cobaias por abordagem extradural com obliteração do saco endolinfático e lesão do ducto. Este método cirúrgico minimiza riscos de vazamento de LCR e facilita estudos anatômicos e fisiológicos da cóclea.

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Agradecemos a Shannon M. Lefler pela ajuda com os números e a Tabela de Materiais. A pesquisa relatada nesta publicação contou com o apoio do Instituto Nacional de Surdez e Outros Transtornos da Comunicação dos Institutos Nacionais de Saúde, por meio da bolsa de formação "Desenvolvimento de Clínico/Pesquisadores em Ent Acadêmico", prêmio número T32DC000022 (C.V.V.) e R01 DC014997 (J.T.L). O conteúdo é de responsabilidade exclusiva dos autores e não representa necessariamente as opiniões oficiais dos Institutos Nacionais de Saúde.

Todos os procedimentos listados imediatamente abaixo na seção Protocolo foram conduzidos conforme descrito nos protocolos aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Universidade de Washington em St. Louis.
1. Indução anestésico e monitoramento de sinais vitais
NOTA: Este estudo utilizou cobaias pigmentadas de CEPA NIH obtidas de uma colônia de reprodução interna.
<ol><li>Use cobaias de ambos os sexos, pesando pelo menos 350 g.</li>
	<li>Coloque o cobaia em uma isolette de aquecimento neonatal e dê uma mistura de cetamina/xilazina intraperitoneal (50 mg/kg de cetamina e 10 mg/kg de xilazina) para anestesia por indução. Observe a cobaia até perder o reflexo do dedo do dedo do dedo do dedo do dia.</li>
	<li>Uma vez que a perda de reflexos de dedo do pé ocorre, raspe o pescoço e a cabeça posterior da cobaia com um aparador de cabelo tipicamente anunciado para uso humano.</li>
	<li>Injete um bolus subcutâneo de 12 mL de solução de Ringer lactado na parte de trás do animal.</li>
	<li>Coloque o supino de cobaia em uma almofada de aquecimento com as pernas levantadas e coloque 27,5 G agulha borboleta intraperitoneally. Verifique se a agulha borboleta está na posição correta no espaço intraperitoneal, garantindo que apenas o ar esteja aspirado. Se o sangue ou fluido for aspirado, há preocupação com o parto no sistema vascular ou intestinal. A agulha borboleta é usada para repetida administração de anestesia.</li>
	<li>Vire a cobaia para a posição propensa e fixe a cabeça em um suporte estereotático.</li>
	<li>Fixar um oxímetro de pulso no pé. Se usar cobaias pigmentadas, patas pigmentadas podem evitar a leitura da saturação de oxigênio. Portanto, coloque o oxímetro de pulso em qualquer pata que não esteja pigmentada.</li>
	<li>Insira uma sonda de temperatura retal para monitorar a temperatura corporal. A sonda retal faz parte de um sistema de manta de aquecimento que mantém a temperatura corporal a 38 °C. Não ligue o cobertor de aquecimento até que a sonda retal esteja no lugar para evitar superaquecimento do cobertor de aquecimento. Se tiver dificuldade em colocar a sonda retal, ela pode ser colocada ao lado do corpo da cobaia.</li>
	<li>Aplique lubrificante em ambos os olhos da cobaia para evitar escoriações corneais.</li>
	<li>Administre oxigênio suplementar conforme necessário através de um tubo de borracha posicionado perto do nariz para manter os níveis de saturação de oxigênio acima de 90%.</li>
	<li>Dê enrofloxacina 0,5 mg/kg subcutânea como uma profilaxia antibiótico.</li>
	<li>Dê 0,25 mg/kg bupivacaína com 1:100.000 epinefrina subcutânea subcutânea no local de incisão antecipada para anestesia local e efeitos vasoconstritivos.</li>
	<li>Forneça anestesia de manutenção a cada 20 minutos para 4 ciclos e, em seguida, apenas conforme necessário com base em sinais vitais. Monitore rotineiramente a profundidade da anestesia pela temperatura corporal, taxa de respiração, saturação de oxigênio e frequência cardíaca.</li>
	<li>Monitore sinais vitais a cada 15 minutos (temperatura, frequência respiratória, frequência cardíaca e saturação de oxigênio).</li>
</ol>2. Preparação Cirúrgica
<ol><li>Uma vez que a cabeça da cobaia esteja posicionada firmemente em um suporte estereotático, coloque um pedaço de fita adesiva sobre a parte de trás para fornecer tensão adequada ao longo da pele sobreposta ao occiput. Fixar as extremidades da fita no suporte estereotático.</li>
	<li>Prepare liberalmente a pele sobreposta ao occiput e pescoço posterior com solução de iodo e 70% de etanol de forma estéril três vezes.</li>
	<li>Neste ponto, use precauções estéreis e instrumentos autoclaved. Coloque cortinas estéreis sobre a cobaia.</li>
</ol>3. Procedimento Cirúrgico
<ol><li>Usando uma lâmina de 15, faça uma pequena incisão de linha média ao longo da occiput posterior estendendo-se até o pescoço posterior. Uma vez sob a pele, use a tesoura de íris para desprender os músculos cervicais posteriores direito do osso occipital. Se ocorrer algum sangramento durante o corte dos músculos, controle aplicando pressão com uma bola de algodão estéril.</li>
	<li>
Usando uma combinação de uma #3 mm, #2 mm, e #1 m de rebarba de diamante com uma sucção 5-0 e irrigação estéril, realize uma craniotomia que é delimitada pela crista externa occipital, cume lamboidal, a linha de sutura occipitomastóida, e a margem dorsal do forame magnum.
	<ol>
<li>Coloque suavemente um pequeno pedaço de bola de algodão umedecida sob o osso enquanto separa o osso occipital da dura.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Skeletonize o seio sigmoide com uma rebarba de diamante de #0,5 mm e remova cuidadosamente o osso sobreodendo-o.</li>
	<li>Uma vez que o sinuso sigmoide é exposto, retraia suavemente o sinuso sigmoide medialmente usando uma bola de algodão e mude para usar uma sucção 3-0.</li>
	<li>Identifique o operculum como uma fenda como estrutura que está localizada dentro do osso temporal petroso. A fossa subarcuada estará situada superiormente e o sinuso sigmoide será medial para ele. A porção extra-óssea do sac endoglicêtico é então visualizada como um saco claro entrando no operculum e anexado à dura sobreposta ao sinusino sigmoide. O operculum tem forma oval, aproximadamente 3 a 4 mm por 1,5 a 2 mm. No entanto, como visto na visão cirúrgica, o operculum aparece como uma fenda aproximada de 1 mm. A porção visível do saco da visão cirúrgica é aproximadamente do mesmo tamanho da porção visível do operculum, se não menor.</li>
	<li>
Aplique uma leve retração ao sinusoide sigmoide medialmente, a fim de visualizar claramente a porção extra-óssea do sac endoglicêtico e aumentar a tensão entre as porções extraósas e intraóssas do sac endoglifático.
	<ol>
<li>Use uma picareta em ângulo fino para expurgar suavemente a porção intermediária do saco endoglifático. É fundamental que o processo de expuração não deixe nenhuma conexão visível entre a dura e o operculum; em seguida, coloque uma picareta fina dentro do operculum para raspar amplamente ao longo do interior do osso para feri-lo.</li>
		<li>Gire a picareta fina na direção do ducto endolíftico e interrompa cegamente o revestimento. Neste ponto, algum sangramento pode ocorrer de um vaso dentro do operculum. Pode ser controlado com um pequeno pedaço de algodão.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Seque o operículo vazio com um pequeno pedaço de algodão. Usando a sucção 3-0 conforme necessário para manter o algodão seco.</li>
	<li>Obtenha poeira óssea usando uma pequena curette para raspar ao longo da porção esquemal do osso temporal. Generosamente embale o operculum com pó ósseo. Use uma bola de algodão e sucção para manter a área seca enquanto embala-a com pó ósseo.</li>
	<li>Aplique cera óssea no operculum para selá-lo. Certifique-se de que não há excesso de cera óssea desalojada no crânio.</li>
	<li>Use cera óssea para cobrir o defeito do crânio.</li>
	<li>Aproxime os músculos cervicais posteriores com 4-0 trançado, sutura absorvível de forma interrompida.</li>
	<li>Realize um fecho subcuticular usando uma sutura trançada 4-0 e absorvível.</li>
</ol>4. Cuidados pós-procedimento
<ol><li>Remova a cobaia do suporte estereotático personalizado e transfira para uma isolette de aquecimento.</li>
	<li>Dê 2 mg/kg de Atipamezole e 24 mL de solução de Ringer lactado (subcutânea longe da incisão). Dê a solução de Ringer lactada devido aos efeitos diuréticos da xilazina. Administre 0,2 mg/kg de meloxicam subcutâneamente para cobertura analgésica pós-operatória.</li>
	<li>Obtenha sinais vitais a cada 15 minutos até que a cobaia saia totalmente da anestesia.</li>
	<li>Dê um bolus de fluido adicional de 12 mL da solução de Ringer lactado a cerca de 2 horas do fim da cirurgia durante o período de recuperação.</li>
	<li>Uma vez que a cobaia esteja alerta, ambulando, anulando e tendo movimentos intestinais, devolva a cobaia para a instalação animal. Aproximadamente 2 a 4 horas são necessárias para que a cobaia emerja completamente da anestesia.</li>
	<li>Monitore os cobaias duas vezes por dia nos três primeiros dias pós-operatórios. Se forem observados sinais de desconforto, administre 0,2 mg/kg de meloxicam subcutânea a cada 24 horas, conforme necessário. Alternativamente, a buprenorfina (0,05 mg/kg) pode ser administrada subcutâneamente se os sintomas não forem suficientemente controlados pela meloxicam.</li>
	<li>Dê um bolus fluido de 12 mL de solução de Ringer lactado subcutâneamente duas vezes por dia por até três dias até que a cobaia atinja o peso pré-operatório. Se a cobaia atingir seu peso pré-operatório antes do terceiro dia pós-operatório, então pare os bolus de fluido. Se a cobaia continuar a perder peso após os três primeiros dias, use um shake nutricional suplementar normalmente anunciado para consumo humano misturado com pelotas de comida de cobaia esmagada.</li>
	<li>Monitore os cobaias semanalmente até o ponto final.</li>
</ol>

<ol><li>Kimura, R. S., Schuknecht, H. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Membranous+Hydrops+in+the+Inner+Ear+of+the+Guinea+Pig+after+Obliteration+of+the+Endolymphatic+Sac%5BTitle%5D)+AND+%22Pract+oto-rhino-laryng%22%5BJournal%5D)">Membranous Hydrops in the Inner Ear of the Guinea Pig after Obliteration of the Endolymphatic Sac.</a> Pract oto-rhino-laryng. 27, 343-354 (1965).</li>
<li>Salt, A. N., DeMott, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time+course+of+endolymph+volume+increase+in+experimental+hydrops+measured+in+vivo+with+an+ionic+volume+marker%5BTitle%5D)+AND+%22Hearing+Research%22%5BJournal%5D)">Time course of endolymph volume increase in experimental hydrops measured in vivo with an ionic volume marker.</a> Hearing Research. 74 (1-2), 165-172 (1994).</li>
<li>Walsted, A., Garbarsch, C., Michaels, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+craniotomy+and+cerebrospinal+fluid+loss+on+the+inner+ear.+An+experimental+study%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Oto-Laryngologica%22%5BJournal%5D)">Effect of craniotomy and cerebrospinal fluid loss on the inner ear. An experimental study.</a> Acta Oto-Laryngologica. 114 (6), 626-631 (1994).</li>
<li>Andrews, J. C., Bohmer, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+surgical+approach+to+the+endolymphatic+sac+and+the+cochlear+aqueduct+in+the+guinea+pig%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Otolaryngology%22%5BJournal%5D)">The surgical approach to the endolymphatic sac and the cochlear aqueduct in the guinea pig.</a> American Journal of Otolaryngology. 10 (1), 61-66 (1989).</li>
<li>Lee, J. R., Wright, C. G., Meyerhoff, W. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+occipital+approach+to+the+endolymphatic+sac+and+cochlear+aqueduct+of+the+guinea+pig%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Otolaryngology%22%5BJournal%5D)">Modified occipital approach to the endolymphatic sac and cochlear aqueduct of the guinea pig.</a> American Journal of Otolaryngology. 14 (2), 165-169 (1993).</li>
<li>Megerian, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+induction+of+endolymphatic+hydrops+by+obliteration+of+the+endolymphatic+duct%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Surgical induction of endolymphatic hydrops by obliteration of the endolymphatic duct.</a> Journal of Visualized Experiments. (35), (2010).</li>
<li>Lichtenhan, J. T., Cooper, N. P., Guinan, J. J. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+auditory+threshold+estimation+technique+for+low+frequencies%3A+proof+of+concept%5BTitle%5D)+AND+%22Ear+and+Hearing%22%5BJournal%5D)">A new auditory threshold estimation technique for low frequencies: proof of concept.</a> Ear and Hearing. 34 (1), 42-51 (2013).</li>
<li>Lichtenhan, J. T., Hartsock, J., Dornhoffer, J. R., Donovan, K. M., Salt, A. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drug+delivery+into+the+cochlear+apex%3A+Improved+control+to+sequentially+affect+finely+spaced+regions+along+the+entire+length+of+the+cochlear+spiral%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Drug delivery into the cochlear apex: Improved control to sequentially affect finely spaced regions along the entire length of the cochlear spiral.</a> Journal of Neuroscience Methods. 273, 201-209 (2016).</li>
<li>Lichtenhan, J. T., Hartsock, J. J., Gill, R. M., Guinan, J. J. Jr, Salt, A. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+auditory+nerve+overlapped+waveform+%28ANOW%29+originates+in+the+cochlear+apex%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Association+for+Research+in+Otolaryngology%22%5BJournal%5D)">The auditory nerve overlapped waveform (ANOW) originates in the cochlear apex.</a> Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 15 (3), 395-411 (2014).</li>
<li>Lichtenhan, J. T., Hirose, K., Buchman, C. A., Duncan, R. K., Salt, A. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+administration+of+2-Hydroxypropyl-Beta-Cyclodextrin+into+guinea+pig+cochleae%3A+Effects+on+physiological+and+histological+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Direct administration of 2-Hydroxypropyl-Beta-Cyclodextrin into guinea pig cochleae: Effects on physiological and histological measurements.</a> PloS One. 12 (4), e0175236(2017).</li>
<li>Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NIH+Image+to+ImageJ%3A+25+years+of+image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis.</a> Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a revelar.

O método extradural apresentado teve uma taxa de sucesso de 86% na obtenção de hidrops endoglifáticos histologicamente confirmados e perda auditiva de baixa frequência. O método alcançou de forma confiável evidências histológicas de hidrops endoglifáticos até o dia 30 pós-operatório, consistente com estudos anteriores que utilizaram uma abordagem intradural2. A significância do método em relação aos métodos existentes é que não é necessário um vazamento de CSF, removendo assim uma variável potenci...

Hidrops endoglicêmicos é um alargamento da mídia scala. A presença de hidrops endoglifáticos pode ser medida utilizando-se a área transversal da mídia scala. Acredita-se que hidrops endoglifáticos clínicos podem estar associados à perda auditiva sensorial de baixa frequência, como a vista na doença de Meniere. Mas a origem da perda auditiva ainda não está clara. Para estudar adequadamente as origens da perda auditiva de baixa frequência associada aos hidrops endoglifáticos, é necessário um modelo confiável.
Em 1965, Kimura e Schuknecht descreveram como induzir hidrops endolímfaticos na cobaia usando uma abordagem intradural1. Sua técnica envolveu o uso de uma abordagem fossa craniana posterior para acessar o operculum e fossa subarcuada. As etapas envolveram a incisiva da dura, retraindo o cerebelo com uma solução de Ringer embebido em algodão, e perfuração através do ducto endoglifático e da porção intermediária do saco endoglifático. A cera óssea foi então colocada no operculum para separar o ducto endoglifático do sac endoglicêtico distal. O defeito da craniotomia foi fechado colocando gelatina absorvível em pó (por exemplo, Gelfoam) e reaproximando os músculos sobrelados. Evidências histológicas de hidrops endoglifáticos foram consistentemente encontradas nos dias pós-operatórios 1, 3, 7, 14, 21 e 30, demonstrando que a abordagem intradural era um método confiável para induzir hidrops endoglifáticos histologicamente confirmados. Usando a mesma abordagem intradural que Kimura e Schuknecht, mas com diferentes pontos de tempo, Salt e DeMott confirmaram que a mídia scala na segunda volta da cóclea foi significativamente ampliada no dia 4 e alémde 2. Embora a morbidade real de induzir um vazamento de fluido cefalorraquidiano (CSF) usando a abordagem intradural de Kimura e Schuknecht não tenha sido relatada no estudo original, a presença de um vazamento de CSF poderia aumentar o risco de meningite. Foi sugerido que a perda de CSF poderia levar a uma saída de perilímph, resultando em uma expansão temporária simultânea do volume endoglifático na cobaia3. Uma abordagem extradural para induzir hidrops endoglifáticos seria uma opção mais segura.
Em 1989, Andrews e Bohmer descreveram duas abordagens cirúrgicas extradural para alcançar o sac e ducto endoglifático, através de uma abordagem fossa craniana média ou abordagem fossa craniana posterior, para obliterar o sac endoglicêtico4. Eles descreveram a remoção do operculum com uma broca de diamante, e, em seguida, perfurando a porção intermediária do sac endoglicêtico ou usando uma picareta fina para interromper o sac endoglifático e o ducto. Em 1993, Lee, Wright e Meyerhoff descreveram uma abordagem semelhante, que incluía perfuração através do sac e ducto endolítico, mas diferia na qual eles também simultaneamente obstruíram o aqueduto coclear5. Eles demonstraram a presença de hidrops endoglifáticos, conforme avaliado via histologia, quatro semanas após obliterar o sac endolítico e obstruir o aqueduto coclear. Megerian et al. foram os primeiros a publicar um artigo em vídeo demonstrando uma obliteração extradural do sac e ducto endoglicêtico que envolvia perfuração diretamente na porção medial do operculum para entrar no sac e ducto endoglicêtico6. Eles demonstraram evidências histológicas de hidrops endoglifáticos em uma cobaia sacrificada às 28 semanas após a cirurgia, bem como perda auditiva na região de 16 kHz6. Não se sabe se era possível induzir hidrops endoglifáticos histologicamente confirmados e perda auditiva de baixa frequência em um momento inicial usando abordagens extradural.
O objetivo geral deste relatório é demonstrar uma abordagem extradural para induzir hidrops endoglifáticos experimentais a 30 dias após obstruindo o sac endoglifático e ferindo o ducto endoglimático com uma picareta fina. A lógica por trás do uso desta técnica é a vantagem de evitar a necessidade de perfurar o osso temporal petroso, removendo assim o risco de ferir acidentalmente a dura dura e causar um vazamento de CSF, mitigando a possibilidade de ferir o canal semicircular posterior, e reduzindo o risco de lesão ao sinusino sigmoide.

<table><tbody><tr><td>Seringa de 12 mL</td><td>Lobo Henke-Sass</td><td>5100-X00V0</td><td></td></tr><tr><td>Seringa de 1 mL e 3 mL</td><td>BD Precisão (Encomendado da Fischer Sci)</td><td>14-826-87 15859152</td><td></td></tr><tr><td>Agulha de calibre borboleta 27,5</td><td>Conjunto de Infusão Alada Terumo Surflo, Terumo Corporation, Japão) (Encomendado da McKesson)</td><td>448407</td><td></td></tr><tr><td>Sutura 4-0</td><td>McKesson</td><td>1034507</td><td></td></tr><tr><td>Esponjas de gaze 4 x 4</td><td>Dukal (Formulário ordenado McKesson)</td><td>374454</td><td></td></tr><tr><td>Seringa de 60 mL</td><td>Fisher Sci</td><td>22-031-375</td><td></td></tr><tr><td>Broca otológica Anspach</td><td>Anspach</td><td>SC2100</td><td></td></tr><tr><td>Atipamezole</td><td>Zoetis</td><td>107204-6</td><td></td></tr><tr><td>Autoclave</td><td>Fisher sci</td><td><a href="https://www.fishersci.com/shop/products/fisher-scientific-isotemp-general-purpose-heating-drying-ovens/151030508">15-103-0508</a></td><td></td></tr><tr><td>Sacolas de autoclave</td><td>McKesson</td><td>524881</td><td></td></tr><tr><td>Separador de baioneta</td><td>Olympus</td><td>AL 130564</td><td></td></tr><tr><td>Bupivicaine</td><td>auro Medics Pharma</td><td>555150-169-10</td><td></td></tr><tr><td>Drapeado estéril transparente</td><td>3M</td><td>1020</td><td></td></tr><tr><td>Bolinhas de algodão</td><td>Fisherbrand (encomendado da Fisher Sci)</td><td>22-456-885</td><td></td></tr><tr><td>cotonetes</td><td>McKesson</td><td>508716</td><td></td></tr><tr><td>Ráboras diamantadas #3, #2, #1 e #0,5 mm</td><td>Anspach</td><td>QD8-3SD; QD8-2SD; QD8-1SD; QD8-05SD</td><td></td></tr><tr><td>Absorvente de fraldas</td><td>McKesson</td><td>945330</td><td></td></tr><tr><td>Lâmina descartável 15</td><td>Swann-Morton</td><td>0305</td><td></td></tr><tr><td>enrofloxacina</td><td>Hospira</td><td>0409-4888-01</td><td></td></tr><tr><td>epinefrina</td><td>McKesson</td><td><a href="https://www.findacode.com/code.php?set=NDC&amp; c=63739-0456">63739-0456</a></td><td></td></tr><tr><td>Pomada para os olhos</td><td>Produtos Dechra Vet</td><td>17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Elevador mais livre</td><td>Grace Medical</td><td>215100FX</td><td></td></tr><tr><td>Gelfoam</td><td>Pfizer (Pedido da McKesson)</td><td>82830</td><td></td></tr><tr><td>Aparadores de cabelo</td><td>Oster Power Pro Sem Fio (pedido na Amazon)</td><td>078400-020-000</td><td></td></tr><tr><td>Esfoliação de iodo</td><td>Purdue Pharma (pedido da mcKesson)</td><td>521243</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura de íris</td><td>Olympus</td><td>CL-542114</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina</td><td>Henry Schein Saúde Animal</td><td>55853</td><td></td></tr><tr><td>Anilhões lactados</td><td>B. Braun Medical (pedido da McKesson)</td><td>186662</td><td></td></tr><tr><td>faca lanceta de Rosen</td><td>Grace Medical</td><td>151100FX</td><td>referida como curette no texto</td></tr><tr><td>lubrificante</td><td>Milex (encomendado da Cooper Surgical)</td><td>MX5030</td><td></td></tr><tr><td>fita de máscara</td><td>3M (encomendado na Fisher Sci</td><td>19047259</td><td></td></tr><tr><td>Bacia retangular metálica</td><td>Amazon</td><td>B07NQDBC6T</td><td></td></tr><tr><td>Suporte para agulhas</td><td>Olympus</td><td>CR 213015-ENT</td><td></td></tr><tr><td>agulhas: calibre 27, calibre 18</td><td>BD Precisão (Encomendado da Fischer Sci)</td><td><a href="https://www.fishersci.com/shop/products/bd-general-use-precisionglide-hypodermic-needles-20/1482648">14-826-48 14-826-5D</a></td><td></td></tr><tr><td>Isollete de aquecimento neonatal</td><td>Sistemas de Suporte de Vida Aéreo</td><td>731-1800</td><td></td></tr><tr><td>Microscópio operador</td><td>Carl Zeiss</td><td>OPMI pico</td><td></td></tr><tr><td>Cilindro de oxigênio</td><td>AirGas</td><td>OX USP200</td><td></td></tr><tr><td>Saturação de pulso</td><td>CapnoTrue (Pedido da Medacx)</td><td>M-3090112001</td><td></td></tr><tr><td>Sonda retal com manta térmica</td><td>Aparato de Harvard</td><td>Sonda: PY2 50-7217 Cobertor de Aquecimento: PY2 50-7214</td><td></td></tr><tr><td>Suporte vermelho para o corpo</td><td>Laboratório Lichtenhan</td><td>N/A</td><td>Produto interno</td></tr><tr><td>Ângulo reto</td><td>Olympus</td><td>BV-230337</td><td></td></tr><tr><td>Agulha de Rosen</td><td>Olympus</td><td>AM-130566</td><td>personalizado, é o instrumento que uso para rasgar o saco</td></tr><tr><td>Tubos de borracha para administração O2</td><td>Fisher Sci</td><td>14-171-104</td><td></td></tr><tr><td>Filme plástico</td><td>Fisher Sci</td><td>NC9617977</td><td></td></tr><tr><td>Suporte de cabeça estereotáxico</td><td>Oficina de Máquinas de Instrumentos WUSTL</td><td>N/A</td><td>Produto interno</td></tr><tr><td>Cortinas estéreis</td><td>Saúde Cardinal</td><td>7553</td><td></td></tr><tr><td>tubo de sucção por Barão</td><td>Grace Medical</td><td>034903FX 034905FX</td><td>#3 e #5 Sucção</td></tr><tr><td>Pinças teciduais Adson Brown</td><td>Grace Medical</td><td>325112FX</td><td></td></tr><tr><td>Retrator Weitlander</td><td>Medicina Olympus Grace</td><td>BL200011 100313FX</td><td></td></tr><tr><td>xilazina</td><td>Akorn</td><td>59399-110-20</td><td></td></tr></tbody></table>

uma abordagem cirúrgica revisada para induzir hidrops endoglicêsticos na cobaia

A Revised Surgical Approach to Induce Endolymphatic Hydrops in the Guinea Pig

Hidrops endoglicêmicos é um alargamento da mídia scala que é mais frequentemente associado à doença de Meniere, embora o mecanismo fisiophysiológico permaneça incerto. Para estudar adequadamente os atributos dos hidrops endoglifáticos, como as origens da perda auditiva de baixa frequência, é necessário um modelo confiável. A cobaia é um bom modelo porque ouve nas regiões de baixa frequência que são putativamente afetadas por hidrops endoglifáticos. Pesquisas anteriores demonstraram que hidrops endoglimáticos podem ser induzidos cirurgicamente através de abordagens intradural ou extradural que envolvem perfuração no ducto endoglifático e sac. No entanto, se era possível criar um modelo de hidrops endoglifático usando uma abordagem extradural que evitasse perfurações perigosas no ducto endoglifático e no saco era desconhecido. O objetivo deste estudo foi demonstrar uma abordagem extradural revisada para induzir hidrops endoglifáticos experimentais aos 30 dias pós-operatórios, obliterando o sac endoglifático e ferindo o ducto endoglimático com uma picareta fina. O tamanho da amostra consistia de sete cobaias. Foram feitas medições funcionais de audição e posteriormente colhidas ossos temporais para análise histológica. A abordagem teve uma taxa de sucesso de 86% na obtenção de hidrops endoglifáticos. O risco de vazamento de fluido cefalorraquidiano era mínimo. Não ocorreram óbitos ou lesões perioperatórias no canal semicircular posterior. O método apresentado demonstra uma maneira segura e confiável de induzir hidrops endoglifáticos em um ponto de tempo relativamente rápido de 30 dias. As implicações clínicas são que o método apresentado fornece um modelo confiável para explorar ainda mais as origens da perda auditiva de baixa frequência que podem ser associadas a hidrops endolímfas.

O método apresentado utilizou uma abordagem extradural para obliterar o sac endoglifático e ferir o ducto endolímfa com uma picareta fina em sete cobaias composta por dois machos e cinco fêmeas. A duração média da cirurgia foi de 2 horas, da incisão ao fechamento. O tempo total da broca variou de 5 a 10 minutos. Até 4 horas era necessário para que a cobaia emergisse totalmente da anestesia. Não houve mortes intraoperatórias ou pós-operatórias na amostra. Não houve ferimentos no canal semi...

Este artigo demonstra uma abordagem extradural para obliterar o saco endoglifático da cobaia e ferir o ducto endoglicêtico com uma picareta fina, a fim de induzir hidrops endolímfaticos experimentais.

Uma abordagem cirúrgica revisada para induzir hidrops endoglicêsticos na Cobaia

Endolymphatic hydrops is an enlargement of scala media that is most often associated with Meniere&#39;s disease, though the pathophysiologic mechanism(s) ...

Usando este procedimento, hidrops endoglifáticos podem ser induzidos relativamente rapidamente em cobaias com uma taxa de sucesso adequada. A principal vantagem desta técnica é que hidrops endoglifáticos podem ser induzidos com risco mínimo de vazamento de CSF ou lesão no canal semicircular posterior. Depois de confirmar a falta de resposta ao reflexo do pedal, injete um bolus de fluido subcutâneo de 12 mililitros da solução de Ringer lactado na parte de trás da cobaia anestesiada e coloque o cobaia na posição supina em uma almofada de aquecimento.Coloque uma agulha de borboleta de calibre 27,5 intraperitoneal confirmando uma colocação correta pela presença de ar apenas dentro da ponta da agulha e coloque o cobaia na posição propensa. Fixar a cabeça em um suporte estereotático e fixar um oxímetro de pulso em um pé não espigmentado. Use uma sonda retal e uma manta de aquecimento para manter a temperatura corporal a 38 graus Celsius e aplique pomada nos olhos do animal.Coloque um pedaço de fita adesiva sobre a parte de trás para fornecer tensão adequada ao longo da pele sobreposta ao occiput e fixar as extremidades da fita ao suporte estereotático. Em seguida, prepare liberalmente a pele sobreposta sobre o occiput e o pescoço posterior com três esfregões consecutivos de iodo e 70% de álcool e coloque uma cortina estéril sobre o animal. Inicie o procedimento cirúrgico usando uma lâmina número 15 para fazer uma pequena incisão de linha média ao longo da occiput posterior estendendo-se até o pescoço posterior.Uma vez sob a pele, use a tesoura de íris para desprender os músculos cervicais posteriores direito do osso occipital, controlando qualquer sangramento com pressão de uma bola de algodão estéril. Usando um microscópio dissecando e uma combinação de um número três, dois e um milímetro de rebarbas de diamante com uma sucção 5-0 e irrigação estéril, realize uma craniectomia que é limitada até a crista occipital externa lateralmente, a cordilheira lambdoidal superiormente, a linha de sutura occipitomastóida medialmente, e a margem dorsal do foramen magnum inferiormente. E use uma rebarba de diamante de 0,5 milímetros para esqueleto do sinusino sigmoide.Coloque suavemente um pequeno pedaço de algodão salino umedecido sob o osso enquanto separa o osso occipital da dura. Remova cuidadosamente o osso sobreobre o seio e use uma bola de algodão para retrair suavemente o sinusino sigmoide mediadamente. Retraia cuidadosamente o sinuso sigmoide e identifique o operculum como uma estrutura semelhante à fenda localizada dentro do osso temporal petroso.A porção extraóssea do sac endolífa pode ser visualizada como uma conexão clara entre o operculum e a dura sobreposta ao sinusino sigmoide. Aplique uma leve retração medial ao seio sigmoide para visualizar claramente a porção extraósma do sac endolífa e aumentar a tensão entre as porções extraósias e intraósseas do saco. Usando uma picareta em ângulo fino, expurgue suavemente a porção intermediária do saco endogliático e raspe amplamente uma picareta fina dentro do operculum ao longo do interior do osso.É fundamental para o sucesso deste procedimento que nenhuma conexão visível entre a dura dura e o operculum permaneça. Use uma pequena curette para raspar ao longo do osso temporal para obter lascas ósseas e generosamente embalar o operculum com os lascas ósseas. Sele o operículo com cera óssea tomando cuidado para que não haja excesso de cera desalojada no crânio e use cera óssea para cobrir o defeito de craniectomia.Em seguida, aproxime-se dos músculos cervicais posteriores com suturas absorvíveis trançadas 4-0 de forma interrompida e realize um fechamento de duas camadas aproximando a camada profunda com suturas simples interrompidas e a camada epidérmica usando um fechamento subcuticular com uma sutura absorvível trançada 4-0. Neste experimento representativo, a análise histológica dos ossos temporais revelou hidrops endolímpicos em toda a cóclea direita em comparação com a cóclea esquerda em seis dos sete cobaias. A quantificação da área transversal da mídia scala em cada curva indicou que a área transversal era geralmente maior nos ouvidos dos animais que sobreviveram 30 dias após a obliteração do sac endoglicêtico em comparação com o observado em animais de controle.Os limiares de forma de onda sobrepostos ao nervo auditivo foram aumentados em animais com hidrops endoglifáticos demonstrando a presença de perda auditiva de baixa frequência, enquanto a maioria dos limiares potenciais de ação composto coclear de alta frequência entre oito e 20 quilohertz estavam dentro da faixa normal. Se a área entre a dura e o operculum estiver seca depois de expurgar o saco, tente colocar retração adicional no seio sigmoide para ter certeza de que não há conexão visível entre ele e o operculum. Após esse procedimento, estudos adicionais sobre anatomia coclear e fisiologia podem ser realizados para abordar questões importantes de pesquisa sobre hidrops endoglifáticos.

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Research

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Neuroscience

Neurociência

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