Name: Estabelecimento de Infarto Agudo de Pontina em Ratos por Estimulação Elétrica (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-08-27T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 2 s
Description: Aprenda a estabelecer infarto agudo de ponte em ratos por estimulação elétrica. Este modelo reprodutível simula infartos anterolaterais humanos para investigação de mecanismos de acidente vascular cerebral e doenças cerebrovasculares.

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Este estudo foi apoiado financeiramente pela Fundação Nacional de Ciência da China (81471181 e 81870933) para Y. Jiang e a Fundação Nacional de Ciência da China (nº 81601011), Fundação de Ciência Natural da Província de Jiangsu (Nº. BK20160345) para J. Zhu e pelo Programa Científico da Comissão Municipal de Saúde de Guangzhou (20191A011083) para Z. Qiu.

O protocolo foi revisado e aprovado pelo Comitê de Uso e Cuidados Com Animais da Instituição de Cuidados e Uso de Animais do Segundo Hospital Afiliado da Universidade Médica de Guangzhou, uma instituição credenciada pela AAALACi. Os ratos foram fornecidos pelo Centro Animal da Universidade Médica do Sul.
1. Animal
<ol><li>Use ratos adultos machos Sprague-Dawley pesando 250 ± 10 g.</li>
	<li>Após o transporte, abriga os ratos por pelo menos 1 semana antes da cirurgia sob condições ambientais controladas com temperatura ambiente de 25 °C, umidade relativa de 65%, e ciclo claro/escuro de 12 h/12 h.</li>
	<li>Fornecer comida e água ad libitum.</li>
</ol>2. Estabelecimento de infarto nos pons
<ol><li>Pesar os ratos antes da cirurgia e avaliar o desempenho neurológico de acordo com os testes comportamentais descritos abaixo (seção 3).</li>
	<li>Pré-aqueça a almofada de aquecimento imediatamente antes da anestesia.</li>
	<li>Coloque a broca do crânio no suporte do quadro estereotaxista.</li>
	<li>Injete intraperitoneally os ratos com 50 mg/kg de cetamina e 5 mg/kg de xilazina. Verifique se há falta de resposta do dedo do dedo do dedo do dedo do dedo.</li>
	<li>Coloque o rato no quadro estereotaxico em posição propensa. Posicione as barras de ouvido acima do canal auditivo para fixar a cabeça. Certifique-se de que o crânio é mantido horizontalmente para evitar qualquer distorção da injeção.</li>
	<li>Mantenha a anestesia por isoflurane (100% oxigênio, 2,5% isoflurane) através de um acessório de cone de nariz estereotaxico para ratos com portas de entrada e saída. Mantenha a temperatura a 37 °C usando uma almofada de aquecimento e monitore a temperatura durante todo o procedimento.</li>
	<li>Use pomada ocular para evitar a secagem da córnea. Use fórceps para apertar ligeiramente as patas para garantir que não haja resposta à dor.</li>
	<li>Raspe o cabelo do crânio com uma micro-máquina de barbear. Aplique o esfoliante cirúrgico de clorexidina de forma circular, começando no local da incisão cirúrgica e girando para fora.</li>
	<li>Faça uma incisão de 3 cm de linha média com um bisturi da linha do canthus lateral bilateral a 0,5 cm atrás da fontanelle posterior, que deve ser marcada por uma caneta marcadora cirúrgica.</li>
	<li>Use um cotonete para remover um sangue.</li>
	<li>Coloque um pedaço de fita cirúrgica colocada em cada lado da aba da pele para expor o couro cabeludo(Figura 1).</li>
	<li>Remova suavemente os tecidos conjuntivos do osso do crânio com um cotonete mergulhado em 0,9% NaCl. Se não forem removidos, os tecidos conjuntivos ficarão presos na broca.</li>
	<li>Identifique a bregma. Escolhai o ponto central do bregma como o ponto de origem e marcá-lo usando uma caneta de marcador cirúrgico preto de ponta fina.</li>
	<li>Coloque uma broca a 6,0 mm AP, 2,0 mm ML (variam de 0,5 a 3,0 mm, Figura 2A).</li>
	<li>Realize a craniotomia (1 mm de diâmetro) utilizando uma broca automática. Prossiga com cuidado, porque este ponto é próximo do seio venoso.</li>
	<li>Remova a broca do quadro estereotaxic.</li>
	<li>Coloque uma sonda de 22 G com baia isolada no quadro estereotaxic(Figura 3A). A ponta da sonda deve ser colocada 2 mm acima da extremidade proximal da baia (Figura 3A,B; Figura 2B).</li>
	<li>Certifique-se de que a baia entre no cérebro 7 mm (7 mm DV, Figura 2B; Figura 1C).</li>
	<li>Avance a sonda ao longo da baia(Figura 1D) até que a ponta da sonda esteja 9 mm abaixo da superfície do cérebro(Figura 2D).</li>
	<li>Conecte os eletrodos a um estimulador elétrico(Figura 3C). Conecte o ânodo à sonda, conforme mostrado na Figura 1D. Conecte o cátodo aos ratos (geralmente ao ouvido dos ratos).</li>
	<li>Ligue o estimulador elétrico e configure os seguintes parâmetros: largura de pulso único = 4.050 ms; tensão = 50 V; e corrente = 4 mA (Figura 3C). Durante a estimulação elétrica, o rato exibirá tremores. Neste estudo, o dispositivo não foi ligado para ratos do grupo controle utilizados para os testes comportamentais, ressonância magnética e TTC.</li>
	<li>Deixe a sonda em posição por 5 minutos após a estimulação.</li>
	<li>Remova a sonda do cérebro(Figura 1F).</li>
	<li>Use cimento ósseo para cobrir a craniotomia. Deixe o cimento secar antes da sutura da ferida.</li>
	<li>Sutura a ferida com filamentos de sutura de poliamida 4-0. Depois de três ou quatro stiches, empate 2-1-1 nós cirúrgicos padrão.</li>
	<li>Injete os ratos com penicilina (0,25 mL, 80 UI diluída em 4 mL de soro fisiológico) intraperitonealmente para prevenir infecções.</li>
	<li>Injete os ratos subcutâneamente com meloxicam a uma dose de 2 mg/kg e repita-o a cada 24 horas.</li>
	<li>Monitore os ratos a cada 15 minutos até que esteja totalmente acordado e devolva-os para a gaiola com uma almofada de aquecimento. Fornecer acesso gratuito a comida e água até o sacrifício. NOTA: Todos os procedimentos devem seguir os princípios cirúrgicos assépticos. Antes da cirurgia, coloque um top de esfoliante, máscara cirúrgica e luvas estéreis após um esfoliante cirúrgico das mãos. Mantenha o material de sutura estéril dentro do campo estéril o tempo todo.</li>
</ol>3. Testes comportamentais
<ol><li>Longa pontuação17<ol>
<li>Coloque os ratos na superfície da mesa.</li>
		<li>Os escores recordes da seguinte forma: 0 = sem déficit neurológico; 1 = falha na prorrogação total da preevação contralateral, um leve déficit neurológico focal; 2 = circulando para a esquerda, um déficit neurológico focal moderado; 3 = queda para a esquerda, um déficit focal severo; 4 = sem caminhada espontânea e um nível de consciência deprimido.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Berderson marca18<ol>
<li>Segure o rato pela cauda e deixe os membros dianteiros estender em busca de uma mesa. Registos: 0 = ambos os membros chegaram à tabela; 1 = apenas um membro atinge a mesa.</li>
		<li>Coloque o animal em uma superfície áspera. Registos da seguinte forma: 0 = uma forte compreensão na superfície áspera com boa resistência quando empurrado; 1 = uma leve resistência vista apenas em uma pata; 2 = nenhuma resistência quando empurrada em uma direção.</li>
		<li>Coloque o rato em uma área fechada (18 em × 36 in) e deixe-o vagar livremente. Registos: 0 = caminhar toda a extensão do gabinete sem circular; 1 = caminhar toda a extensão do gabinete com circulação; 2 = não pode andar o comprimento do gabinete, mas pode circular; 3 = não pode se mover muito. Use a soma dos escores de avaliação de cada tarefa como o escore final de avaliação.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Teste de feixe de equilíbrio19<ol>
<li>Certifique-se de que o aparelho consiste em um feixe de 3 cm de largura e 70 cm de comprimento e está 20 cm acima do chão. Coloque uma caixa escura na extremidade mais distante da viga com uma entrada estreita.</li>
		<li>Coloque um gerador de ruído branco e uma fonte de luz brilhante no início do feixe. O barulho e a luz foram usados para motivar o rato a atravessar a trave e entrar na caixa de gol.</li>
		<li>Termine os estímulos quando os animais entrarem na caixa escura. Regissuor a latência para alcançar a caixa de gol (em segundos) e o desempenho do rato em segundo traseiro ao atravessar a trave.</li>
		<li>Registos para cada desempenho da seguinte forma: 0 = saldos com postura estável; 1 = agarra o lado do feixe; 2 = feixe de abraços e 1 membro cai da viga; 3 = feixe de abraços e dois membros caem da viga, ou giram no feixe após >60 s; 4 = tentativas de equilíbrio na viga, mas cai após >40 s; 5 = tentativas de equilíbrio na viga, mas cai após >20 s; e 6 = cai, sem tentar equilibrar ou segurar a viga após <20 s.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Teste somatossensorial de remoção adesiva20<ol>
<li>Coloque os ratos em uma caixa de plexiglass clara e permita que eles explorem o novo ambiente por 2 ou 3 minutos.</li>
		<li>Coloque uma etiqueta adesiva de cor verde de 10 mm de diâmetro na superfície interna de cada membro dianteiro acima do polegar e no pulso.</li>
		<li>Devolva os ratos para a caixa de plexiglass.</li>
		<li>Regissei o tempo para o rato remover a primeira etiqueta e todos os outros rótulos, respectivamente. Permita um máximo de 3 min. O teste deve ser realizado 2x em treinamento.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Teste de colocação de membros<ol>
<li>Segure os ratos em uma posição horizontal e evite o movimento.</li>
		<li>Uma vez que o rato perca contato com a superfície da mesa (movimento passivo do membro), aplique estímulos táteis e proprioceptivos na pata com a borda da mesa.</li>
		<li>Avalie a colocação da pata (sucesso ou falha) na borda da mesa.</li>
		<li>Registos: 0 = sem colocação; 0,5 = colocação inacabada e/ou atrasada; 1 = colocação imediata e completa.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Confirmação infarto por ressonância magnética
<ol><li>Faça a ressonância magnética 24h após a cirurgia.</li>
	<li>Anestesiar o rato por isoflurane (5% para indução, 1%-1,5% para manutenção).</li>
	<li>Fixar a cabeça do rato em uma bobina de matriz cerebral de rato e combinado com uma bobina de volume somente de transmissão.</li>
	<li>Coloque a bobina e o rato no scanner de ressonância magnética. Fixar o rato dentro do berço usando as barras de dente e orelha.</li>
	<li>Mantenha a temperatura corporal a 37 °C ± 0,5 °C durante o procedimento de ressonância magnética usando uma jaqueta térmica de circuito fechado.</li>
	<li>Use uma sequência piloto para garantir a geometria correta.</li>
	<li>Coletar varreduras ponderadas por T2 usando uma sequência de eco de giro rápido: tempo de eco (TE) = 33 ms; tempo de repetição (TR) = 8.000 ms; campo de visão = 30 mm x 30 mm; matriz de aquisição = 512 × 512; 50 fatias; 0,4 mm de espessura.</li>
	<li>Coletar um DWI de imagem planar spin-echo de quatro tiros: tempo de eco = 30,5 ms; tempo de repetição = 8000 ms; matriz = 96 × 96; campo de visão = 25 mm x 25 mm; três direções = x, y, z; Valores B = 0 1.000 s/mm2 e 1.000 s/mm2; 50 fatias axiais contíguas; 0,4 mm de espessura.</li>
	<li>Devolva os ratos para a jaula.</li>
</ol>5. Confirmação infarto por manchas de TTC
<ol><li>Sacrifique os ratos no ponto de tempo de acordo com o projeto experimental. Neste experimento, sacrificamos os ratos 24 horas após a cirurgia.</li>
	<li>Prepare uma solução TTC de 2% antes do sacrifício. Adicione 0,2 g de pó TTC ao 10 mL 0,01 M PBS (pH 7.4). Transfira a diluição para um prato de 10 cm coberto com papel prata e pré-armado a 37 °C em banho-maria.</li>
	<li>Exponha o rato a 5% de isoflurane até a perda de consciência. Em seguida, exponha o rato ao CO2 (20%-30% do volume da gaiola por minuto) até que a respiração tenha parado, depois mantenha 2 min de exposição ao CO2.</li>
	<li>Use os seguintes sinais para confirmar a morte: sem aumento e queda do peito, sem batimentos cardíacos palpáveis, cor da membrana mucosa pobre, nenhuma resposta ao aperto do dedo do dedo do dedo, mudança de cor ou opacidade nos olhos.</li>
	<li>Faça deslocamento cervical.</li>
	<li>Proteja os animais gravando as patas em uma plataforma estéril. Crie uma incisão midline da clavícula para o hipogastério e uma incisão lateral do xiphoide para a esquerda ao longo da caixa torácica. Faça um corte no diafragma também ao longo da caixa torácica e uma incisão de linha média do tórax para expor o coração.</li>
	<li>Conecte a ponta de uma agulha (27 G) a uma bomba de perfusão contendo 0,01 M PBS a 4 °C no ventrículo esquerdo. NOTA: Avance a ponta ao longo da borda esquerda do ventrículo para evitar entrar no átrio. Ligue a bomba de perfusão para garantir que a ponta esteja no ventrículo esquerdo e corte o átrio direito. Se o fluido escorrer da narina, a ponta está no átrio e precisa ser ajustada ou reinserida.</li>
	<li>Utilize aproximadamente 100 mL de 0,01 M PBS, mantido a 4 °C para perfusão. Desligue a bomba de perfusão até o fígado ficar branco.</li>
	<li>Decapitar os ratos e dissecar todo o cérebro usando a tesoura e fórceps. Remova qualquer água da superfície cerebral com papel manchado.</li>
	<li>Armazene todo o cérebro a -80 °C por 1 min (cortar seções cerebrais é mais fácil depois de congelar). NOTA: Este passo pode ser ignorado se as seções cerebrais puderem ser bem cortadas sem congelamento.</li>
	<li>Coloque o cérebro na matriz com o lado dorsal para cima.</li>
	<li>Identifique o orifício na superfície do cérebro como mostrado na Figura 1G e insira uma lâmina de aço inoxidável de 0,21 mm de espessura. Normalmente, a maior área de infarto está no plano da sonda; assim, uma lâmina deve ser inserida nesta região.</li>
	<li>Insira as outras lâminas em um intervalo de 2 mm.</li>
	<li>Remova simultaneamente as lâminas, todas de uma vez, da matriz e coloque todo o cérebro com as lâminas na solução TTC no prato. Remova as lâminas cuidadosamente. NOTA: Aqui, as seções cerebrais não foram facilmente removidas do líquido porque algumas pia mater residuais na base cranii interferiram na secção. Se alguma seção permanecer na matriz, use uma pequena espátula para transferi-las para o prato.</li>
	<li>Coloque o prato com solução TTC e seções cerebrais em um banho de água a 37 °C.</li>
	<li>Verifique o prato a cada 5 minutos e não se sobreponha de seções.</li>
	<li>Adicione 10 mL de solução de paraformaldeído de 4% ao prato para terminar a reação TTC.</li>
	<li>Oriente as seções do rostral ao caudal e tire fotos.</li>
</ol>6. Estatísticas
<ol><li>Use software de análise estatística (por exemplo, GraphPad Prism) para realizar o teste tde um aluno. NOTA: Todos os dados são expressos como média ± SE. As diferenças entre os grupos são determinadas com os t-testsdo aluno de duas caudas (p < 0,05 definidos como significância estatística).</li>
</ol>

<ol><li>Zhu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suppression+of+local+inflammation+contributes+to+the+neuroprotective+effect+of+ginsenoside+Rb1+in+rats+with+cerebral+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Suppression of local inflammation contributes to the neuroprotective effect of ginsenoside Rb1 in rats with cerebral ischemia.</a> Neuroscience. 202, 342-351 (2012).</li>
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<li>Wen, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimization+of+behavioural+tests+for+the+prediction+of+outcomes+in+mouse+models+of+focal+middle+cerebral+artery+occlusion%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Optimization of behavioural tests for the prediction of outcomes in mouse models of focal middle cerebral artery occlusion.</a> Brain Research. 1665, 88-94 (2017).</li>
</ol>

Nenhum conflito de interesses.

O presente estudo fornece um protocolo para a geração de um modelo agudo de infarto de pontina. Este modelo pode ser usado para pesquisas sobre prognóstico e reabilitação (incluindo dor crônica pós-acidente vascular cerebral) em pacientes com avc pontino.
Há vários pontos fortes deste método. Primeiro, fornece um modelo de rato de infarto agudo de pontina para estudos futuros. Como mencionado acima, o infarto de pontina é um subtipo comum de derrame que tem recebido menos atenção. Uma grande d...

Desde a década de 1980, o modelo de oclusão da artéria cerebral média (MCAO) induzido por filamentos de silicone tem sido amplamente utilizado na pesquisa básica de derrame1. Outros métodos (ou seja, a sutura de um ramo do MCA2 e infarto focal induzido fotoquimicamente) também foram utilizados. Esses modelos têm sido denominados modelos de AVC baseados em MCA e têm contribuído muito para investigações dos mecanismos fisiodológicos subjacentes ao AVC e potenciais terapêuticos. Embora existam limitações desses modelos experimentais3,4, esses métodos têm sido utilizados muitos laboratórios5,6. Os modelos de avc baseados em MCA representam um derrame na circulação anterior; no entanto, poucos relatos têm investigado modelos que imitam o AVC na circulação posterior7.
Há diferenças significativas entre a etiologia, mecanismos, manifestação clínica e prognóstico entre os traços de circulação anterior e posterior8. Portanto, os resultados derivados de modelos de traçado de circulação anterior não podem ser aplicados ao curso de circulação posterior. Por exemplo, a janela de tempo de reperfusão para circulação anterior foi estendida para 6h, com uma pequena parcela de estudos estendendo-se para 24 h com base em achados de imagem9. No entanto, a janela de tempo para circulação posterior pode ser maior que 24 h, de acordo com relatórios anteriores10 e nossas próprias experiências clínicas. Esta janela de tempo de reperfusão alongada deve ser mais estudada e confirmada em modelos experimentais.
Em relação aos acidentes vasculares cerebrais de circulação posterior, o infarto de pontina é o subtipo mais comum, representando 7% de todos os casos isquêmicos de AVC11,12. De acordo com a topografia do infarto, os infartos pontinos são divididos em infartos pontinos isolados e não isolados13. Os infartos isolados de pontina são categorizados em três tipos com base nos mecanismos subjacentes: doença arterial grande (LAD), doença do ramo da artéria basilar (BABD) e doença arterial pequena (SAD). O conhecimento dos mecanismos, manifestação e prognóstico do infarto do pontino tem sido derivado de investigações clínicas dos casos14. No entanto, um modelo de roedor imitando o infarto pontino tem sido menos investigado.
Em estudos anteriores, a lesão difusa do tronco tegmentum envolvendo os pons foi explorada7. Um grupo tentou criar um modelo de infarto pontino através da ligadura da artéria basilar (BA)15. Outro grupo usou uma sutura de monofilamento de nyfilament 10-0 para ligar seletivamente quatro pontos da BA proximal seletivamente16. Este modelo imita LAD, mas a maioria dos infartos pontinos resultam de BABD e SAD. Além disso, a ligadura seletiva da BA é uma cirurgia complicada e tem uma alta taxa de mortalidade.
Fornecido aqui é um protocolo detalhado para um modelo de rato fácil de executar, facilmente reproduzido e bem sucedido de infarto agudo de pontina por estimulação elétrica.

<table><tbody><tr><td>4-0 sucção</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Instrumentos cirúrgicos</td></tr><tr><td>Fita adesiva</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Instrumentos cirúrgicos</td></tr><tr><td>Sistema de anestesia animal</td><td>RWD</td><td></td><td>Use máscara ao usar o sistema</td></tr><tr><td>Cimento ósseo</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Instrumento cirúrgico</td></tr><tr><td>Braçadeira curada</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Surgical instrumento</td></tr><tr><td>Tesoura de tecido geral</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Instrumento cirúrgico</td></tr><tr><td>IndoPhors</td><td>Guoyao da China</td><td></td><td>Esterilização</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>RWD</td><td>217181101</td><td></td></tr><tr><td>Dispositivo de fabricação de lesões</td><td>Shanghai Yuyan</td><td></td><td>Fazendo uma lesão</td></tr><tr><td>Sistema de ressonância magnética</td><td>Bruker Biospin</td><td></td><td>Confirmação de infarto in vivo</td></tr><tr><td>Porta-agulhas</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Instrumento cirúrgico</td></tr><tr><td>Penicilin</td><td>Guoyao da China</td><td></td><td>Sonda de Prevenção de Infecções</td></tr><tr><td></td><td>Anke</td><td></td><td>Precisa de alguma modificação</td></tr><tr><td>Q-tips</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Instrumento cirúrgico</td></tr><tr><td>Tesoura de corte Shanghai</td><td>Jinzhong</td><td></td><td>Instrumento cirúrgico</td></tr><tr><td>Aparelho estereotáxico</td><td>RWD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Agulha de sutura</td><td>Shanghai Jinzhong</td><td></td><td>Instrumento cirúrgico</td></tr><tr><td>Tecido segurando forcepts Shanghai</td><td>Jinzhong</td><td></td><td>Instrumento cirúrgico</td></tr><tr><td>TTC</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>BCBW5177</td><td>Para confirmação de infarto in vitro</td></tr></tbody></table>

estabelecimento de infarto agudo de pontina em ratos por estimulação elétrica

Establishment of Acute Pontine Infarction in Rats by Electrical Stimulation

O infarto de pontina é o subtipo de derrame mais comum na circulação posterior, enquanto falta um modelo de roedor imitando infarto de pontina. Desde que aqui esteja um protocolo para estabelecer com sucesso um modelo de rato de infarto agudo de pontina. Ratos pesando cerca de 250 g são usados, e uma sonda com baia isolada é injetada nos pons usando um aparelho estereotaxico. Uma lesão é produzida pela estimulação elétrica com um único pulso. A pontuação de Longa, a pontuação de Berderson e o teste de equilíbrio do feixe são usados para avaliar déficits neurológicos. Além disso, o teste somatossensorial de remoção adesiva é usado para determinar a função sensorial, e o teste de colocação do membro é usado para avaliar propriocepção. As ressonâncias magnéticas são então usadas para avaliar o infarto in vivo, e a coloração TTC é usada para confirmar o infarto in vitro. Aqui, é identificado um infarto bem sucedido que está localizado na base anterolateral dos pons rostral. Em conclusão, um novo método é descrito para estabelecer um modelo agudo de infarto de pontina.

Seis animais foram submetidos ao protocolo cirúrgico descrito acima. O grupo controle, como mostrado na Figura 4, consistia de seis ratos. As fatias cerebrais mostradas na Figura 4 foram derivadas de um rato por grupo.
A ressonância magnética mostrou que o infarto estava localizado na base dos pons(Figura 4A). Uma vez que a sonda foi injetada 2 mm à esquerda da linha média, o infarto foi localizado latera...

Apresentado aqui é um protocolo para estabelecer infarto agudo de pontina em um modelo de rato através de estimulação elétrica com um único pulso.

Estabelecimento de Infarto Agudo de Pontina em Ratos por Estimulação Elétrica

Pontine infarction is the most common stroke subtype in the posterior circulation, while there lacks a rodent model mimicking pontine infarction. Provided ...

Nós fornecemos um protocolo para estabelecer infarto em um pons de rato. Este modelo de rato de infarto pontino foi facilmente executado, facilmente reproduzido e altamente bem sucedido modelo. A estimulação elétrica pode ser usada para causar infarto em qualquer outra área cerebral como o tálamo.As pessoas que querem realizar esse modelo devem aprender a autonomia pontina antes do experimento. Antes da cirurgia, pesam os ratos e avaliam seu desempenho neurológico de acordo com os testes comportamentais descritos no texto que acompanha. Pré-aqueça a almofada de aquecimento a 37 graus Celsius imediatamente antes da anestesia e conecte a broca do crânio ao suporte no quadro estereotaxista.Confirme a falta de resposta ao reflexo do pedal no primeiro rato anestesiado e monte o rato sobre o quadro estereotaxic na posição propensa na almofada de aquecimento. Posicione as barras de ouvido acima do canal auditivo para fixar a cabeça, tomando cuidado para que o crânio seja mantido horizontalmente para evitar qualquer distorção da injeção. Aplique pomada nos olhos do animal e use uma micro máquina de barbear para remover o cabelo do crânio.Use um marcador para desenhar uma linha de três centímetros ao longo da linha média do crânio da linha do canthus lateral bilateral a 0,5 centímetros atrás da fontanelle posterior e use um bisturi para fazer uma incisão de linha média ao longo da linha marcada. Use um cotonete para remover qualquer sangue e coloque um pedaço de fita cirúrgica em cada lado da aba da pele para expor o crânio. Use um novo cotonete encharcado com cloreto de sódio de 0,9% para remover suavemente qualquer tecido conjuntivo do crânio e localizar o bregma.Use uma caneta marcador de ponta fina para indicar o ponto central do bregma como o ponto de origem, coloque a broca em seis milímetros anteriores, dois milímetros lateral medial. Use a broca para realizar cuidadosamente uma craniotomia de um milímetro de diâmetro. Em seguida, substituiu a broca por uma sonda calibre 22 por uma baia isolada com a ponta colocada dois milímetros acima da extremidade proximal da baia.Insira as folhas sete milímetros no cérebro e avance a sonda ao longo da baia até que o topo da sonda esteja nove milímetros abaixo da superfície do cérebro. Conecte os eletrodos a um estimulador elétrico e conecte o ânodo à sonda. Em seguida, conecte-se ao cátodo ao ouvido do rato.Em seguida, ligue o estimulador elétrico e defina a largura de pulso único para 4.050 milissegundos, a tensão para 50 volts e a corrente para quatro miliamperes. Deixe a sonda em posição por cinco minutos após a estimulação antes de remover o dispositivo do cérebro. Cubra a craniotomia com cimento ósseo e deixe o cimento secar antes de usar filamentos de sutura de poliamida 4.0 para fechar a ferida.Depois de três ou quatro pontos, amarre 2-1-1 nós cirúrgicos padrão. Em seguida, injete intraperitoneally o rato com 250 microliters de penicilina e monitore o rato a cada 15 minutos até totalmente acordado antes de devolver o animal à sua gaiola. Nesta análise, seis animais foram submetidos à cirurgia como demonstrado e seis animais foram tratados como controles.As fatias cerebrais nestas imagens foram derivadas de um rato por grupo. A ressonância magnética revelou que o infarto foi localizado na base dos pons imitando infartos anterolaterais em pacientes humanos. Como foi utilizada uma baanha isolada, o infarto não foi observado no córtex, cerebelo ou midbrain.Imagens ponderadas por difusão também revelaram o infarto agudo de pontina. A coloração do TTC foi usada para confirmar o infarto 24 horas após a cirurgia. Como esperado, o volume de infarto foi significativamente maior no grupo cirúrgico em comparação com o grupo controle.Os escores comportamentais foram medidos antes e depois da cirurgia. Comparados com o grupo controle, ratos com um infarto pontino circularam para a esquerda. Diferenças significativas foram observadas no Longa, Berderson, colocação de membros, equilíbrio do feixe e escores de teste somatossensorial de remoção adesiva entre discursos com infarto pontino e ratos do grupo controle.Qualquer área cerebral específica será destruída pela estimulação elétrica.

establishment-acute-pontine-infarction-rats-electrical

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Indução cirúrgica de uma lesão cerebral isquêmico no rato é um modelo amplamente utilizado para a pesquisa acidente vascular cerebral. Aqui nós demonstram a indução de isquemia cerebral focal por oclusão da artéria cerebral média. Visualização do infarto resultantes de coloração histológica e ressonância magnética também é mostrada.

Modelo de isquemia focal cerebral por oclusão Suture Endovascular da artéria cerebral média no Rat

Este vídeo demonstra um procedimento para induzir dano tecidual ou infarto na ponte de um rato anestesiado usando estimulação elétrica.

Induzindo Infarto Agudo da Ponte em Modelo de Rato Usando Estimulação Elétrica

Fonte: Jang, S., et al, Convulsões eletroconvulsivas em ratos e fracionamento de seus hipocampos para examinar alterações induzidas por convulsões em proteínas de densidade pós-sinápticas. J. Vis. Exp. (2017)Este vídeo demonstra a indução de uma convulsão eletroconvulsiva aguda (ECS) em um modelo de rato para estudar a neuroplasticidade induzida por convulsões. Os pesquisadores aplicam estimulação elétrica por meio de eletrodos de clipe de ouvido, desencadeando hiperexcitabilidade neuronal e...

Induzindo uma convulsão eletroconvulsiva aguda em um modelo de rato

Aqui apresentamos um protocolo para produzir oclusão média distal permanente da artéria cerebral em ratos fêmeas idosos com oclusão simultânea das artérias carótidas de gerar grandes infartos corticais e déficits sustentados. Mostramos confirmação do tamanho da lesão utilizando MRI estrutural às 24 h e 8 semanas após o acidente vascular cerebral.

Realizando Permanente Distal Oriente cerebral com carótida comum Oclusão da Artéria em ratos idosos para estudar Cortical Isquemia com Deficiência Sustentada

Este protocolo detalhado descreve a colocação de eletrodos de estimulação transcraniana no osso temporal a fim de investigar os efeitos a curto e longo prazo da estimulação elétrica transcraniana em ratos movimentando-se livremente.

Estimulação elétrica transcraniana crônica e gravação Intracortical em ratos

Modelos de convulsão aguda são importantes para estudar os mecanismos subjacentes epileptiforme eventos. Além disso, a capacidade de gerar eventos epileptiforme sob demanda fornece um método altamente eficiente para estudar a sequência exata de eventos subjacentes a sua iniciação. Aqui, descrevemos os modelos de apreensão cortical aguda 4-aminopiridina estabelecidos em mouse e tecido humano.

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O objetivo deste estudo é estabelecer e validar um modelo animal para pesquisa nos estágios de recuperação e sequela da isquemia cerebral testando infarto cerebral e função sensóriomotor após oclusão/refusão da artéria cerebral média (MCAO/R) após 1-90 dias em ratos.

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O presente trabalho descreve um protocolo experimental de estouro atrial transesofágico para a indução eficiente da fibrilação atrial (AF) em ratos. O protocolo pode ser utilizado em ratos com corações saudáveis ou remodelados, permitindo o estudo da fisiopatologia af, identificação de novos alvos terapêuticos e avaliação de novas estratégias terapêuticas.

Transesofágico Atrial Burst Pacing para Indução de Fibrilação Atrial em Ratos

Aqui, apresentamos um protocolo para estabelecer um modelo de oclusão da artéria cerebral média distal (dMCAO) por meio de eletrocoagulação transcraniana em camundongos C57BL/6J e avaliar o comportamento neurológico subsequente e as características histopatológicas.

Indução de AVC Isquêmico Agudo em Camundongos Usando a Técnica de Oclusão Distal da Artéria Média

Este protocolo descreve o processo de indução de um modelo de coma isquêmico cerebral usando um método modificado de oclusão de quatro vasos.

Modelo de Coma Isquêmico Cerebral Induzido por Oclusão Modificada de Quatro Vasos

Modelos in vivo de ratos são ferramentas indispensáveis para investigar os mecanismos patológicos e alvos terapêuticos do AVC isquêmico. Este trabalho descreverá a realização de coloração por imunofluorescência em fatias de cérebro infartadas após oclusão da artéria cerebral média (MCAO) em ratos.

Avaliação da sinalização de morte celular por imunofluorescência em um modelo de rato de AVC isquêmico

Aprenda a estabelecer infarto agudo de ponte em ratos por estimulação elétrica. Este modelo reprodutível simula infartos anterolaterais humanos para investigação de mecanismos de acidente vascular cerebral e doenças cerebrovasculares.

Estabelecimento de Infarto Agudo de Pontina em Ratos por Estimulação Elétrica

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