Name: Indução de Morte Cerebral em Camundongos Usando Monitoramento e Ventilação intra-arterial da pressão arterial via traqueostomia (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-04-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 3 s
Description: Aprenda a induzir morte cerebral em camundongos usando cateterismo arterial e ventilação via traqueostomia. Este modelo permite estudar respostas inflamatórias sistêmicas e viabilidade de órgãos para transplante.

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Os experimentos com animais foram realizados em conformidade com os Princípios de Cuidados Com Animais Laboratoriais formulados pela Sociedade Nacional de Pesquisa Médica e o Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório elaborado pela Academia Nacional de Ciências e publicado pelos Institutos Nacionais de Saúde (NI Publication nº 86-23, revisado em 1985). Todos os experimentos foram aprovados pelo Ministério da Educação, Ciência e Cultura da Áustria (BMWF-66.011/0071-II/3b/2012).
1. Cateterismo arterial
<ol><li>Anestesiar o rato com uma injeção intraperitoneal de cetamina e xilazina10 e um analgésico de acordo com a prática local (por exemplo, buprenorfina).  Aperte os membros traseiros com fórceps para confirmar a profundidade correta da anestesia. NOTA: Para este estudo, foram utilizados camundongos C57BL/6N masculinos com idade sofrícia de 8 a 12 semanas (peso 20-25 g). Os autores testaram balb/c masculino da mesma idade sem sucesso, mas não tentaram outras cepas (ver Discussão).</li>
	<li>Remova o cabelo nas regiões de interesse (cabeça, pescoço) usando uma navalha elétrica. Certifique-se de que não restam pelos soltos para evitar a contaminação da ferida. Posteriormente desinfete o campo cirúrgico com 70% de etanol/clorexidina/betadina e coloque o camundongo supino com a cabeça voltada para o cirurgião.</li>
	<li>Faça uma incisão cervical da linha média com uma tesoura dissecante.</li>
	<li>Disseque as glândulas submandibulares e o tecido muscular do pescoço e separe-as para expor a artéria carótida comum. Use dissecção principalmente contundente através de fórceps.</li>
	<li>Coloque três 8-0 ligaduras de seda sob a artéria carótida comum direita.</li>
	<li>Coloque um grampo na ligadura proximal e coloque tensão na artéria para que o fluxo seja suspenso.</li>
	<li>Feche a ligadura mais distal.</li>
	<li>Insira o cateter arterial através de um pequeno orifício de pele pré-formado no aspecto craniano da incisão. Aperte e deforme o lúmen do cateter se parecer muito grande para reduzir o fluxo sanguíneo. Fixar-se com as três ligaduras.</li>
	<li>Fixar o cateter na pele para evitar luxação. Faça isso usando uma sutura (por exemplo, monofilamento 5-0, não absorvível) que conecta o cateter à pele na área do orifício de pele pré-formado.</li>
</ol>2. Traqueostomia
<ol><li>Disseque a musculatura pré-traqueal sem rodeios usando fórceps.</li>
	<li>Coloque dois 8-0 ligaduras de seda sob a traqueia.</li>
	<li>Traqueotomizar usando micro tesouras o mais proximamente possível para evitar ventilação unilateral. Use uma linha de corte horizontal entre duas cartilagens traqueais.</li>
	<li>Insira o tubo de ventilação e fixe-se com ambas as ligaduras preparadas. NOTA: A extremidade proximal da traqueia não precisa ser ligada.</li>
	<li>Feche a pele com uma sutura em execução (por exemplo, 6-0 monofilamento, não absorvível).</li>
	<li>Ventile o mouse com uma frequência de 150/min e um volume de maré de 200 μL.</li>
</ol>3. Indução de morte cerebral
<ol><li>Mande o mouse para a posição propensa.</li>
	<li>Remova a pele do crânio usando tesouras cirúrgicas e fórceps para segurar a pele.</li>
	<li>Fure um furo de calibre de 1 mm paramedialmente acima do córtex parietal esquerdo. Pare de perfurar antes de romper o osso compacto interno e a dura-máter.</li>
	<li>Penetre na ponte de tecido final do crânio usando fórceps contundentes, removendo bordas afiadas.</li>
	<li>Insira o cateter de balão, de modo que esteja inteiramente dentro da cavidade craniana. Certifique-se de que o balão está pré-preenchido com salina e que todo o ar seja evacuado.</li>
	<li>Inicie a inflação em ~0,1 mL/min durante um período de 10-15 min (volume total de 0,8-1,2 mL) com a ajuda de uma bomba de seringa. NOTA: O rato exibirá mioclonus, miríase, atividade de apreensão adicional e suspiros agonais.</li>
	<li>Pronuncie o cérebro do rato morto uma vez que a cauda do rato ficou dura e erguida. NOTA: A DB é confirmada por um pico de pressão arterial inicial característico (reflexo cushing), ausência de reflexos do tronco cerebral e respiração espontânea. Testes regulares de apnéia devem ser evitados durante os experimentos, pois os camundongos podem se tornar inestáveis circulatórios devido à falta de oxigênio.</li>
	<li>Pare a inflação do cateter de balão.</li>
	<li>Coloque um cobertor de aquecimento sobre o rato para evitar hipotermia.</li>
</ol>4. Durante o período BD
<ol><li>Monitore e documente a pressão arterial regularmente. Exclua camundongos com uma fase hipotensiva prolongada (pressão arterial média [MAP] < 50 mmHg para >30 min).</li>
	<li>Infundir 0,1 mL de salina a cada 30 min para estabilizar a pressão sanguínea do camundongo. NOTA: No total, 0,8 mL de salina foi administrado a cada rato neste estudo.</li>
	<li>Após 4h de duração da BD, colher órgãos/tecidos do camundongo. Exclua o mouse do experimento se o coração do rato não estiver batendo no final do experimento.</li>
</ol>5. Procedimento sham
<ol><li>Executar as etapas 1.1-3.3. NOTA: Não abra o osso compacto interno. Não insira ou infle um cateter de balão.</li>
	<li>Fique perto do rato e observe continuamente o animal. Belisque repetidamente os membros traseiros com fórceps para confirmar a profundidade correta da anestesia. Aplique anestesia adicional subcutânea (aproximadamente 1/2 da dose inicial) se o mouse mostrar sinais de despertar, o que, para nossa experiência, acontece aproximadamente após 2-3 h pós-anestesia.</li>
	<li>Aplique a mesma quantidade de salina intravenosa que nos camundongos BD. NOTA: O rato falso recuperará a respiração espontânea após a cessação da ventilação. O mouse BD não. O teste de apnéia deve ser feito durante o estabelecimento do modelo, mas durante os experimentos deve ser evitado devido ao estresse fisiológico desnecessário.</li>
</ol>

<ol><li>Hart, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((OPTN%2FSRTR+2017+Annual+Data+Report%3A+Kidney%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">OPTN/SRTR 2017 Annual Data Report: Kidney.</a> American Journal of Transplantation. 19 (Suppl 2), 19(2019).</li>
<li>The Quality Standards Subcommittee of the American Academy of Neurology. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Practice+parameters+for+determining+brain+death+in+adults+%28summary+statement%29%5BTitle%5D)+AND+%22Neurology%22%5BJournal%5D)">Practice parameters for determining brain death in adults (summary statement).</a> Neurology. 45 (5), 1012-1014 (1995).</li>
<li>Terasaki, P. I., Cecka, J. M., Gjertson, D. W., Takemoto, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+survival+rates+of+kidney+transplants+from+spousal+and+living+unrelated+donors%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+Medicine%22%5BJournal%5D)">High survival rates of kidney transplants from spousal and living unrelated donors.</a> New England Journal Medicine. 333 (6), 333-336 (1995).</li>
<li>Pratschke, J., Neuhaus, P., Tullius, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+can+be+learned+from+brain-death+models%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+International%22%5BJournal%5D)">What can be learned from brain-death models?</a> Transplant International. 18 (1), 15-21 (2005).</li>
<li>Wilhelm, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+the+heart+by+donor+brain+death+accelerates+acute+rejection+after+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Activation of the heart by donor brain death accelerates acute rejection after transplantation.</a> Circulation. 102 (19), 2426-2433 (2000).</li>
<li>Pomper, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Introducing+a+mouse+model+of+brain+death%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Introducing a mouse model of brain death.</a> Journal of Neuroscience Methods. 192 (1), 70-74 (2010).</li>
<li>Ritschl, P. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Donor+brain+death+leads+to+differential+immune+activation+in+solid+organs+but+does+not+accelerate+ischaemia-reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Donor brain death leads to differential immune activation in solid organs but does not accelerate ischaemia-reperfusion injury.</a> Journal of Pathology. 239 (1), 84-96 (2016).</li>
<li>Atkinson, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Donor+brain+death+exacerbates+complement-dependent+ischemia%2Freperfusion+injury+in+transplanted+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Donor brain death exacerbates complement-dependent ischemia/reperfusion injury in transplanted hearts.</a> Circulation. 127 (12), 1290-1299 (2013).</li>
<li>Oberhuber, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Treatment+with+tetrahydrobiopterin+overcomes+brain+death-associated+injury+in+a+murine+model+of+pancreas+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Treatment with tetrahydrobiopterin overcomes brain death-associated injury in a murine model of pancreas transplantation.</a> American Journal of Transplantation. 15 (11), 2865-2876 (2015).</li>
<li>Floerchinger, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inflammatory+immune+responses+in+a+reproducible+mouse+brain+death+model%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Immunology%22%5BJournal%5D)">Inflammatory immune responses in a reproducible mouse brain death model.</a> Transplant Immunology. 27 (1), 25-29 (2012).</li>
<li>Steen, P. A., Milde, J. H., Michenfelder, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((No+barbiturate+protection+in+a+dog+model+of+complete+cerebral+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">No barbiturate protection in a dog model of complete cerebral ischemia.</a> Annals of Neurology. 5 (4), 343-349 (1979).</li>
<li>Cooper, D. K., Novitzky, D., Wicomb, W. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pathophysiological+effects+of+brain+death+on+potential+donor+organs%2C+with+particular+reference+to+the+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+the+Royal+College+of+Surgeons+of+England%22%5BJournal%5D)">The pathophysiological effects of brain death on potential donor organs, with particular reference to the heart.</a> Annals of the Royal College of Surgeons of England. 71 (4), 261-266 (1989).</li>
<li>Herijgers, P., Leunens, V., Tjandra-Maga, T. B., Mubagwa, K., Flameng, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+organ+perfusion+after+brain+death+in+the+rat+and+its+relation+to+circulating+catecholamines%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Changes in organ perfusion after brain death in the rat and its relation to circulating catecholamines.</a> Transplantation. 62 (3), 330-335 (1996).</li>
</ol>

Os autores não têm nada para revelar.

A DB, fator de risco para a qualidade do aloenxerto em doadores multiórgãos, implica uma infinidade de alterações fisiopatológicas, que só podem ser suficientemente avaliadas utilizando modelos in vivo. Alterações hemodinâmicas, tempestade de citocinas, alterações hormonais e seu impacto final na qualidade e sobrevivência do enxerto de órgãos não podem ser analisados in vitro4. A maioria dos transplantes básicos, bem como da pesquisa imunológica, depende de ferramentas de diagnóstico sofisticadas,...

O transplante é atualmente o único tratamento curativo para falência de órgãos em estágio final. Até agora, os pacientes com morte encefálica (BD) têm sido a principal fonte de doação de órgãos, embora a doação e a doação vivas após a morte circulatória sejam alternativas valiosas1. A DB é definida por um coma irreversível (com uma causa conhecida), a ausência de reflexos do tronco cerebral e apnéia2. Infelizmente, os órgãos bd demonstram resultados inferiores na sobrevivência do enxerto a longo prazo independente do antígeno leucócito humano (HLA)-incompatibilidade e tempo isquêmico frio3. Enquanto isso, pesquisas intensivas sobre este fator de risco independente de antígeno têm sido realizadas resultando em três aspectos principais das alterações fisiopatológicas mediadas em consequência da DB: hemodinâmica, hormonal e inflamatória4.
Até o momento, modelos experimentais de BD em roedores têm sido realizados principalmente usando ratos. A fim de obter maior visão sobre as consequências imunológicas sobre órgãos sólidos após a BD, buscou-se estabelecer um modelo murina de BD, uma vez que atualmente apenas modelos de camundongos permitem investigações abrangentes sobre fatores genéticos ou imunológicos. Neste contexto, o sistema do mouse fornece uma variedade maior de ferramentas analíticas.
O princípio da indução de BD como descrito aqui baseia-se em um aumento da pressão intracraniana induzida pela inflação de um cateter de balão inserido sob o crânio. O aumento da pressão intracraniana imita o mecanismo fisiológico da BD bloqueando a perfusão do ceêmto, cerebelo e tronco cerebral5,6. Para garantir perfusão suficiente de órgãos periféricos, a medição da pressão arterial é obrigatória durante o procedimento. O cateter usado para este fim ao mesmo tempo serve para a administração de soro estona, a fim de estabilizar a pressão arterial por substituição de fluidos. Como a BD é acompanhada pela cessação da respiração espontânea, deve-se garantir ventilação suficiente. Um cobertor elétrico mantém a temperatura fisiológica do corpo do núcleo.
Em resumo, este modelo permitirá estudos aprofundados sobre a influência da lesão induzida pelo BD, sobre a migração de leucócitos7, ativação de elogios8, lesão de reperfusão isquêmica9, e outros fatores.

<table><tbody><tr><td>Cateter arterial (BD Neoflon 26G)BD</td><td></td> <td>391349</td><td></td></tr><tr><td>Transdutores de Pressão Arterial (APT300)</td><td>Harvard Apparatus Inc.</td><td>73-3862</td><td></td></tr><tr><td>Cateter de Embolectomia Arterial Fogarty N&deg; 3</td><td>Edwards Lifesciences Corporation</td><td>120403F</td><td></td></tr><tr><td>Fórceps</td><td>FST</td><td>11271-30</td><td></td></tr><tr><td>Sistemas de Manta Homeotérmica com Sonda Flexível</td><td>Harvard Apparatus Inc.</td><td>55-7020</td><td></td></tr><tr><td>Ketansol</td><td>Graeub</td><td>6680110</td><td></td></tr><tr><td>Micro scissor</td><td>FST</td><td>15018-10</td><td></td></tr><tr><td>Porta-agulhas</td><td>FST</td><td>12060-02</td><td></td></tr><tr><td>Prolene 5-0</td><td>Ethicon</td><td>8698H</td><td></td></tr><tr><td>Bomba 11 Elite Infusão Apenas Único</td><td>Harvard Apparatus Inc.</td><td>70-4500</td><td></td></tr><tr><td>Scissor</td><td>FST</td><td>14075-11</td><td></td></tr><tr><td>Microscópio estereotáxico</td><td>Olympus</td><td>SZX7</td><td></td></tr><tr><td>Transpore Tape</td><td>3M</td><td>1527-1</td><td></td></tr><tr><td>Underpads</td><td>Molinea.A</td><td>274301</td><td></td></tr><tr><td>Ventilador para camundongos (MiniVent Modelo 845)</td> <td>Harvard Apparatus Inc.</td><td>73-0043</td><td></td></tr><tr><td>Xylasol</td><td>Graeub</td><td>7630109</td><td></td></tr></tbody></table>

indução de morte cerebral em camundongos usando monitoramento e ventilação intra-arterial da pressão arterial via traqueostomia

Brain Death Induction in Mice Using Intra-Arterial Blood Pressure Monitoring and Ventilation via Tracheostomy

Embora tanto a doação viva quanto a doação após a morte circulatória forneçam oportunidades alternativas para o transplante de órgãos, a doação após a morte cerebral do doador (DB) ainda representa a principal fonte de transplantes sólidos. Infelizmente, a perda irreversível da função cerebral é conhecida por induzir múltiplas alterações fisiopatológicas, incluindo hemodinâmica, bem como modificações hormonais, finalmente levando a uma resposta inflamatória sistêmica. Modelos que permitem uma investigação sistemática desses efeitos in vivo são escassos. Apresentamos um modelo murina de indução de BD, que poderia auxiliar investigações sobre os efeitos devastadores da BD na qualidade do aloenxerto. Depois de implementar a medição da pressão arterial intra-arterial através da artéria carótida comum e ventilação confiável através de uma traqueostomia, a DB é induzida pelo aumento constante da pressão intracraniana usando um cateter de balão. Quatro horas após a indução da BD, os órgãos podem ser colhidos para análise ou para novos procedimentos de transplante. Nossa estratégia permite a análise abrangente do BD doador em um modelo de murina, permitindo assim uma compreensão aprofundada dos efeitos relacionados ao BD no transplante de órgãos sólidos e potencialmente abrindo caminho para o pré-condicionamento otimizado de órgãos.

O modelo murine BD foi realizado com sucesso mais de 100 vezes com uma taxa de sucesso superior a 90%. Além disso, o transplante de órgãos pós-intervencionistas de coração e rim foi realizado com segurança7.
A DB induz uma variedade de alterações fisiopatológicas que podem ser investigadas posteriormente usando este modelo. Como mostrado na Figura 1,a pressão arterial mostra ...

Apresentamos um modelo murina de indução de morte cerebral para avaliar a influência de seus efeitos fisiopatológicos nos órgãos, bem como em enxertos consecutivos no contexto do transplante de órgãos sólidos.

Indução de Morte Cerebral em Camundongos Usando Monitoramento e Ventilação intra-arterial da pressão arterial via traqueostomia

While both living donation and donation after circulatory death provide alternative opportunities for organ transplantation, donation after donor brain ...

Embora a doação após a morte cerebral do doador seja a principal fonte de transplante de órgãos sólidos, a perda irreversível da função cerebral induz alterações fisioterícias que levam a uma resposta inflamatória sistêmica. Este modelo murino de indução de morte cerebral permite o uso de uma grande variedade de ferramentas analíticas e modelos de nocaute para estudar os caminhos da regulação da morte cerebral. Para cateterismo arterial após confirmar a falta de resposta ao reflexo do pedal e remover os pelos abdominais superiores, desinfetar a pele exposta com 70% de etanol e usar uma tesoura dissecando para fazer uma incisão midline na pele.Usando fórceps, disseque as glândulas submandibulares e o tecido muscular do pescoço e separe os tecidos para expor a artéria carótida comum. Coloque três 8-0 ligaduras de seda sob a artéria carótida comum direita e colocar um grampo na ligadura proximal. Traga tensão na artéria para que o fluxo seja suspenso e feche a ligadura mais distal.Insira um cateter arterial de 26 bitolas através de um pequeno orifício de pele pré-formado no aspecto craniano da incisão. Aperte o cateter com os fórceps se o lúmen for muito grande para reduzir o fluxo de fundo e fixar o cateter com todas as três suturas, em seguida, use um único monofilamento 5-0 não possível para fixar o cateter à pele perto do orifício da pele pré-formado. Para realizar uma traqueostomia, use fórceps para dissecar a musculatura pré-traqueal e colocar dois 8-0 ligaduras de seda sob a traqueia.Insira o tubo de ventilação entre duas cartilagens traqueais para evitar ventilação unilateral e fixe o tubo com ambas as ligaduras preparadas, em seguida, feche a pele com uma sutura de corrida nãoabsorbável de 6-0 monofilament e ventile o rato com uma frequência de 150 por minuto e um volume de maré de 200 microliters. Para induzir a morte cerebral no animal experimental, organize o camundongo na posição propensa e, segurando a pele com fórceps, use uma tesoura cirúrgica para remover a pele do crânio. Perfurar um furo de pinça de um milímetro perimedialmente acima do córtex parietal esquerdo e usar fórceps contundentes para penetrar na ponte de tecido final do crânio.Depois de remover quaisquer bordas afiadas, insira um cateter de balão pré-preenchido com soro fisiológico com todo o ar evacuado. Quando o cateter estiver inteiramente dentro da cavidade craniana, use uma bomba de seringa para começar a inflar o cateter a aproximadamente 0,1 milímetros por minuto durante um período de 10 a 15 minutos. Quando a morte cerebral ocorrer, pare a inflação do cateter de balão e coloque um cobertor de aquecimento sobre o rato para evitar hipotermia.Após a morte cerebral ter sido confirmada, monitore e documente a pressão arterial regularmente, infundindo 100 microlitres de soro fisiológico a cada 30 minutos para estabilizar a pressão arterial do animal. Após quatro horas de morte cerebral, exclua qualquer animal sem bater corações e colher os órgãos e tecidos de interesse do rato de acordo com os protocolos padrão. Após a indução de morte cerebral, a pressão arterial apresenta um pico hipertensivo inicial seguido de uma fase hipotensiva prolongada.Outra observação bem estabelecida é que a indução de morte cerebral leva à ativação do sistema imunológico. De fato, após quatro horas de morte cerebral neste modelo, uma regulação específica de órgãos de marcadores imunológicos é observada no nível mRNA. Após um período predefinido de morte cerebral, os órgãos podem ser colhidos para sua análise direta ou para posterior transplante de órgãos.Este modelo permitirá estudos aprofundados sobre a influência da lesão induzida pela morte cerebral e já revelou novos insights sobre a ativação complementar e migração de leucócitos.

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Induzindo AVC trombótico por hipóxia e isquemia em um modelo de camundongo

Um modelo de rato padronizado de hemorragia subaracnóide por Círculo intraluminal de Willis perfuração é descrito. Perfuração de vasos e hemorragia subaracnóide são monitorados pela monitorização da pressão intracraniana. Além disso os vários parâmetros vitais são registadas e controlada para manter as condições fisiológicas.

Um modelo murino de hemorragia subaracnóide

Este artigo descreve como realizar bypass cardiopulmonar em ratos. Este novo modelo facilitará a investigação dos mecanismos moleculares envolvidos na lesão de órgão.

Bypass cardiopulmonar em um modelo do rato: uma nova abordagem

Apresentamos um protocolo para avaliar a função cardíaca biventricular em camundongos por meio da geração de alças pressão-volume (VP) do ventrículo direito e esquerdo no mesmo animal por meio de cateterismo torácico fechado. O foco está no aspecto técnico da cirurgia e na aquisição de dados.

Avaliação Biventricular da Função Cardíaca e Alças Pressão-Volume por Cateterismo Fechado de Tórax em Camundongos

O presente estudo mostra o estabelecimento de três diferentes modelos de doação pulmonar (doação pós-morte encefálica, doação pós-morte circulatória e doação pós-choque hemorrágico). Compara os processos inflamatórios e distúrbios patológicos associados a esses eventos.

Estudo de modelos experimentais de doação de órgãos para transplante pulmonar

Este protocolo demonstra um modelo único de parada cardíaca por asfixia em camundongos que não requer compressão torácica para ressuscitação. Esse modelo é útil para monitorar e obter imagens da dinâmica da fisiologia cerebral durante a parada cardíaca e a ressuscitação.

Modelo de Parada Cardíaca em Camundongos para Monitoramento por Imagem e Fisiologia Cerebral durante Isquemia e Ressuscitação

A configuração proposta permite ventilação mecânica controlada e ressonância magnética do movimento 3D do tórax em camundongos e ratos. Usamos essa configuração para estudar a fisiopatologia subjacente à disfunção muscular respiratória induzida pela ventilação mecânica.

Ressonância Magnética 3D Cine do Movimento Respiratório em Camundongos e Ratos Ventilados Mecanicamente

Aprenda a induzir morte cerebral em camundongos usando cateterismo arterial e ventilação via traqueostomia. Este modelo permite estudar respostas inflamatórias sistêmicas e viabilidade de órgãos para transplante.

Indução de Morte Cerebral em Camundongos Usando Monitoramento e Ventilação intra-arterial da pressão arterial via traqueostomia

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