Name: Indução da lesão da medula espinhal tipo transssecção completa em camundongos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 51 s
Description: Aprenda a induzir lesão completa da medula espinhal em camundongos C57BL/6 usando técnica cirúrgica de laminectomia com broca fina. Este protocolo padronizado garante alta reprodutibilidade e taxas de sobrevivência para pesquisas em neurociência.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Este trabalho foi apoiado por um subsídio da Griffith University International Student (PhD) para a RR, uma bolsa da Perry Cross Foundation para a JE e jsj, uma concessão da Clem Jones Foundation para jsj e JE, e uma comissão de seguro de acidentes de motor de Queensland conceder à JSJ e JE.

Todos os procedimentos foram realizados com a aprovação do Comitê de Ética Animal da Universidade Griffith (ESK/04/16 AEC e MSC/04/18 AEC) sob as diretrizes do Conselho Nacional de Saúde e Pesquisa Médica da Austrália.
1. Procedimento de configuração animal para a cirurgia
<ol><li>Anestesiar e estabilizar o animal.<ol>
<li>Use camundongos C57BL/6 fêmeas de 8 a 10 semanas. Use 5% de isoflurane em 1 L/min de oxigênio para indução de anestesia. Para manutenção da anestesia, use 1,5-2% de isoflurane em 1 L/min de oxigênio. Confirme a anestesia apropriada estabelecendo uma falta de reflexo de dor nas patas traseiras e traseiras.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Administre buprenorfina (0,03 mg/kg de peso corporal) para analgesia e enrofloxacina (10 mg/kg de peso corporal) para cobertura de antibióticos, subcutânea de acordo com o peso corporal. Meloxicam (peso corporal de 2 mg/kg) pode ser dada para analgesia de longo prazo, se necessário.</li>
	<li>Mantenha a temperatura corporal do animal estável a 37 °C com uma almofada de aquecimento<ol>
<li>Raspe a pele traseira para expor a área cirúrgica sobre a coluna dorsal. Remova a pele raspada da área cirúrgica antes de esterilizar o local da incisão. Esterilize a área raspada com cotonetes de algodão estéreis embebidos em líquido antisséptico de iodo povidone e espírito cirúrgico.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Tape as patas do camundongo na área cirúrgica para estabilizar o animal (Figura 1A). Coloque uma cortina de janela oval sobre o mouse(Figura 1B).</li>
</ol>2. Laminectomia
<ol><li>Faça uma incisão vertical midline no nível vertebral T10 usando um bisturi cirúrgico.<ol>
<li>Localize o processo espinhoso da vértebra T10 para determinar o local da laminectomia. O corpo da vértebra fica ligeiramente craniano na ponta do processo espinhoso8 (ver Figura 2). A ponta repousa aproximadamente no ponto médio da vértebra T118.</li>
		<li>Faça a incisão ~2,5 cm de comprimento, de modo que a coluna vertebral da vértebra T10 esteja aproximadamente no meio do comprimento da incisão.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Reflita a pele e retrate com retratores.<ol>
<li>Use os fórceps retos para levantar a pele da fáscia subjacente. Isso criará espaço para que os retrações sejam colocados; estes manterão o campo cirúrgico aberto.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Realizar dissecção contundente de tecido subcutâneo e fáscia para expor os processos espinhosos.<ol>
<li>Use a borda cega do bisturi para fazer uma pequena incisão midline no tecido subcutâneo e fáscia subjacente para expor as espinhas das vértebras T9-T11. Use os fórceps finos da ponta (não-afiados) para realizar dissecção contundente e refletir a fáscia.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Divida e separe os músculos para-espinhosos para expor o laminado.<ol>
<li>Use a ponta cega do bisturi para dividir os músculos do tronco dorsal e os músculos para-espinhos ao longo das espinhas das vértebras T9-T11. Use os fórceps de ponta finas para realizar dissecção contundente dos músculos em camadas e expor a lâmina das vértebras. Isso deve minimizar qualquer sangramento. NOTA: Se houver algum sangramento, use irrigação salina aquecida (37 °C) e cotonetes de algodão para controlá-lo e limpar o sangue do campo cirúrgico.</li>
		<li>Use os mesmos fórceps para fazer pequenos bolsões ao redor dos processos transversais da vértebra T10. Use as fórceps curvas para estabilizar o corpo vertebral T10, enganchando seus pinos sob os processos transversais, nos bolsos criados(Figura 1C).</li>
		<li>Enxágue completamente a laminae T10 com soro fisiológico quente e limpe delicadamente com cotonetes de algodão para visualizar claramente a superfície óssea. Certifique-se de que não há ligações musculares/ligamentares ao longo da superfície bilateralmente.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Use uma broca com uma ponta fina (0,55 mm de diâmetro, 7 mm de comprimento) para quebrar o laminado bilateralmente.<ol>
<li>Use a ponta da broca para traçar um caminho vertical do espaço intervertebral T9-T10 até o espaço intervertebral T10-T11 ao longo do laminado T10, sem ligar a broca. Isto é para garantir que a broca não pegue nenhum tecido(Figura 1D).</li>
		<li>Agora ligando a broca, lentamente e cuidadosamente cavar uma trincheira vertical na lâmina direita da vértebra T10. Esta parte da laminectomia deve criar um defeito cirúrgico preciso em toda a espessura do osso em uma linha vertical reta. Mantenha o aperto com os fórceps curvos para manter a vértebra estável.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Certifique-se de que a ponta da broca não penetre através do osso e machuque a medula espinhal. Repita o mesmo processo no lado esquerdo da lâmina, mantendo a vértebra estável com os fórceps curvos. Irrigar com soro fisiológico quente para lavar todos os fragmentos ósseos restantes.</li>
	<li>Levante e remova a parte posterior do arco neural(Figura 1F).<ol>
<li>Use os fórceps finos angulares para segurar o processo espinhoso e remova todo o segmento dorsal do laminado separado pela perfuração bilateral. Irrigar e cotonete novamente se houver algum sangramento, para visualizar claramente a medula espinhal exposta sob a janela de laminectomia(Figura 1E).</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Transeção
<ol><li>Induzir a lesão medular por transeção do cordão exposto com uma única fatia da lâmina.<ol>
<li>Use a lâmina estreita e redonda de corte para cortar o cabo no centro da janela de laminectomia. Certifique-se de varrer os recessos laterais da coluna vertebral para induzir uma lesão de transeção completa(Figura 1G).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Confirme a completude da lesão da transeção usando os fórceps de ponta finas e remova quaisquer conexões restantes no local da transeção.</li>
	<li>Controle o sangramento, se houver, antes de fechar as camadas cirúrgicas.</li>
	<li>Use o soro fisiológico quente para irrigar e limpar qualquer sangramento que ocorra dos tocos do cordão transectado. Use um cotonete para aplicar pressão suave para alcançar hemostasia, se necessário. Tome cuidado para não comprimir a medula espinhal.</li>
</ol>4. Encerramento e atendimento pós-operatório imediato
<ol><li>Unir os músculos e suturar em camada.<ol>
<li>Uma vez que a hemostasia é alcançada no local da transeção, solte o aperto curvo das vértebras T10. Aproxime as bordas dos músculos dissecados ao longo da linha média para alcançar uma boa posição.</li>
		<li>Sutura os músculos em uma camada usando 5-0 poliglactina 910 suturas absorvíveis. Certifique-se de que a curvatura natural da coluna vertebral não cause qualquer tensão na linha de sutura ou abra as suturas, expondo o local da laminectomia.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Feche tecido subcutâneo e pele.<ol>
<li>Use suturas de seda não absorvíveis 5-0 para fechar a incisão da pele. Certifique-se de que não há sangramento, coágulos ou detritos remanescentes sob a pele antes do fechamento. Uma irrigação final com soro fisiológico quente pode ser necessária nesta etapa.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Pare a anestesia. Observe o animal por 10-30 minutos até a recuperação. O animal deve permanecer na almofada de aquecimento por esta duração. Forneça gel de água e alimentos hidratados na gaiola.</li>
	<li>Para cuidados pós-operatórios, incluem buprenorfina (duas vezes por dia), enrofloxacina (uma vez por dia) nos dois primeiros dias profilaticamente. Além disso, esvaziar manualmente a bexiga pelo menos duas vezes por dia, aderindo às diretrizes do comitê de ética animal. NOTA: Os animais deste experimento foram avaliados duas vezes por dia para sua saúde geral e bem-estar, o que incluiu a verificação de dor persistente (para dar doses adicionais de buprenorfina) ou infecção (enrofloxacina adicional), seu estado de nutrição e hidratação (dar fluidos injetáveis se desidratado) e quaisquer sinais de autotomia (fornecer cuidados com feridas se autotomia menor). Recomenda-se fortemente que esses aspectos do cuidado pós-operatório, incluindo as decisões de eutanásia, sejam determinados com a orientação do comitê institucional de ética animal.</li>
</ol>5. Avaliação do modelo de lesão
<ol><li>Estabelecendo a perda da função motora.<ol>
<li>Avalie o comportamento motor nos camundongos feridos 2, 7, 14, 21 e 28 dias após a lesão em campo aberto usando a Escala de Ratinho Basso (BMS) para determinar a perda da função9 (Figura 3C-E).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Confirmação histológica da lesão<ol>
<li>Colher as medulas espinhais lesionadas com as colunas vertebrais após a eutanásia (feita com dióxido de carbono neste experimento, conforme aprovado pelo comitê de ética animal).</li>
		<li>Fixar o tecido por submersão durante a noite em 4% paraformaldeído e descalcificar os ossos por tratamento com 20% de ácido tetraáctico de diamina de etileno (EDTA) ao longo de 3 semanas, substituindo EDTA fresco a cada 48 h.</li>
		<li>Prepare as espinhas decalcificadas para crio-seção e corte-as em seções de 30 μm de espessura.</li>
		<li>Monte as seções em lâminas de vidro revestidas de gelatina para imuno-coloração com anticorpos anti-GFAP e Hoechst 33342.</li>
		<li>Imagem dos slides em um microscópio fluorescente (Figura 3A) e realize medições do tamanho da lesão usando software de análise de imagem (por exemplo, software de análise Nikon - NIS Elements [Figura 3B]).</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Sharif-Alhoseini, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+spinal+cord+injury%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Spinal+Cord%22%5BJournal%5D)">Animal models of spinal cord injury: a systematic review.</a> Spinal Cord. 55 (8), 714-721 (2017).</li>
<li>Lee, D. H., Lee, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+axon+regeneration+after+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Animal models of axon regeneration after spinal cord injury.</a> Neuroscience Bulletin. 29 (4), 436-444 (2013).</li>
<li>Sharif-Alhoseini, M., Rahimi-Movaghar, V. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSharif-Alhoseini%2C+M+%22Topics+in+Paraplegia%22">Topics in Paraplegia</a>. Dionyssiotis, Y. , IntechOpen. (2014).</li>
<li>Talac, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+spinal+cord+injury+for+evaluation+of+tissue+engineering+treatment+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Animal models of spinal cord injury for evaluation of tissue engineering treatment strategies.</a> Biomaterials. 25 (9), 1505-1510 (2004).</li>
<li>Nakae, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+animal+model+of+spinal+cord+injury+as+an+experimental+pain+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedicine+%26+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">The animal model of spinal cord injury as an experimental pain model.</a> Journal of Biomedicine & Biotechnology. 2011, 939023(2011).</li>
<li>Kwon, B., Oxland, T., Tetzlaff, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+used+in+spinal+cord+regeneration+research%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">Animal models used in spinal cord regeneration research.</a> Spine. 27, 1504-1510 (2002).</li>
<li>Kundi, S., Bicknell, R., Ahmed, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+cord+injury%3A+current+mammalian+models%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Spinal cord injury: current mammalian models.</a> American Journal of Neuroscience. (4), 1-12 (2013).</li>
<li>Harrison, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vertebral+landmarks+for+the+identification+of+spinal+cord+segments+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">Vertebral landmarks for the identification of spinal cord segments in the mouse.</a> Neuroimage. 68, 22-29 (2013).</li>
<li>Basso, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basso+Mouse+Scale+for+locomotion+detects+differences+in+recovery+after+spinal+cord+injury+in+five+common+mouse+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after spinal cord injury in five common mouse strains.</a> Journal of Neurotrauma. 23 (5), 635-659 (2006).</li>
<li>Seitz, A., Aglow, E., Heber-Katz, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recovery+from+spinal+cord+injury%3A+a+new+transection+model+in+the+C57Bl%2F6+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Research%22%5BJournal%5D)">Recovery from spinal cord injury: a new transection model in the C57Bl/6 mouse.</a> Journal of Neuroscience Research. 67 (3), 337-345 (2002).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a revelar.

Este método induz uma lesão completa do tipo transeção no nível vertebral T10 em camundongos, o que resulta em paraplegia completa do animal, abaixo do nível de lesão. No geral, este método resulta em sangramento mínimo, danos colaterais insignificantes e uma lesão estável e reprodutível. Em comparação com os métodos de transeção publicados anteriormente sem laminectomia10,este método oferece os benefícios em termos de visualização direta sem manipular a curvatura da coluna vertebral, melhor contr...

A lesão medular (SCI) é um problema médico complexo que resulta em mudanças drásticas na saúde e no estilo de vida. Não há cura para a SCI, e a fisiopatologia da SCI não é completamente compreendida. Os modelos de SCI animal, em particular modelos de roedores, oferecem uma ferramenta inestimável para testar novos tratamentos, e têm sido usados para explorar SCI por décadas. Até o momento, mais de 72% dos estudos pré-clínicos de SCI empregaram modelos de ratos, em comparação com meros 16% que usaram camundongos1. Embora os ratos, devido ao seu maior tamanho e tendência a formar cavidades semelhantes às SCIs humanas, tenham sido tradicionalmente os animais modelo preferidos para estudar novas abordagens terapêuticas, os camundongos (incluindo muitos modelos de camundongos transgênicos) estão sendo usados com mais frequência para estudar mecanismos celulares e moleculares do SCI2. O modelo de mouse oferece benefícios adicionais em termos de manuseio mais fácil, taxas reprodutivas mais rápidas e custos mais baixos do que ratos; camundongos também apresentam alto grau de similaridade genômica com humanos1,2,3. A maior desvantagem do modelo de camundongos tem sido identificada como o tamanho significativamente menor que cria desafios para intervenções cirúrgicas para a criação e tratamento de lesões medular4,5.
Há uma lacuna na literatura existente que destaca a necessidade de um protocolo cirúrgico robusto e reprodutível para induzir SCI estável no modelo do mouse. Por isso, fornecemos uma abordagem cirúrgica nova e precisa neste protocolo para superar essas limitações. Este protocolo fornece diretrizes aprofundadas para induzir uma lesão tipo transeção em camundongos, uma vez que este tipo de lesão tem sido reconhecido como o mais adequado para estudar alterações regenerativas e degenerativas após uma lesão6, bem como neuroplasticidade, circuitos neurais e abordagens de engenharia tecidual7. Optamos por induzir a lesão na região torácica inferior, uma vez que o nível torácico SCI é mais utilizado na literatura1.

<table><tbody><tr><td>Baytril injetável 50 mg/mL, 50 mL</td><td>Provet</td><td>BAYT I</td><td>Medicamento para cuidados pós-operatórios</td></tr><tr><td>Betadine 500 mL</td><td>Provet</td><td>BETA AS</td><td>Porta-agulha Castroviejo consumível</td></tr><tr><td>, travamento</td><td>ProSciTech</td><td>T149C</td><td></td></tr><tr><td>Lâmina de zircônia cerâmica reutilizável, redonda com lados afiados, borda única, angular</td><td>Cotonetes reutilizáveis ProSciTech</td><td>TXD101A-X</td><td></td></tr><tr><td>( 5pcs)</td> <td>Multigate</td><td>21-893</td><td>Consumível</td></tr><tr><td>Dremel Micro</td><td>DREMEL</td><td>8050-N/18</td><td>Ferramenta rotativa sem fio</td></tr><tr><td>Pinça de curativo fina</td><td>Multigate</td><td>06-306</td> Brocas <td>descartáveis de uso único</td></tr><tr><td></td><td>Kemmer Pr&auml; zision</td><td>SM 32 M 0550 070</td><td></td></tr><tr><td>Pinça de #7b Dumont</td> reutilizável <td>Fine Science Tools</td><td>11270-20</td> Pinças <td>Dumont reutilizáveis</td></tr><tr><td>, estilo 5</td> Aparador de peles <td>reutilizável</td><td>ProSciTech</td><td>T05-822</td></tr><tr><td></td><td>WAHL</td><td>WA9884-312</td><td>Aparador de pêlos Zero Overlap</td></tr><tr><td>Tesoura de íris, Ti, pontas afiadas, retas, 90mm</td><td>ProSciTech</td><td>TY-3032</td><td>Reutilizável</td></tr><tr><td>Isotesia de isoflurano NXT 250</td><td>Provet</td><td>ISOF 00 HS</td><td>Agente anestésico</td></tr><tr><td>Afastador Colibri - 4cm</td><td>Ferramentas de Belas Ciências</td><td>17000-04</td> Cabo de bisturi <td>reutilizável</td></tr><tr><td></td><td>ProSciTech</td><td>T133</td><td></td></tr><tr><td>Luvas cirúrgicas de látex de assinatura reutilizáveis tamanho 7,5</td><td>Consumível de MSG5475 Medline</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cloreto de sódio 0,9%</td> <td>STS</td><td>PHA19042005</td><td>Consumível</td></tr><tr><td>Pacote de curativos estéreis</td><td>Multigate</td><td>08-709</td> Campo cirúrgico <td>descartável descartável de uso único</td></tr><tr><td>Fluido estéril Impermeável 60x60 cm</td><td>Multigate</td><td>29-220</td> Espírito cirúrgico <td>descartável de uso único</td></tr><tr><td>100 mL</td><td>Provet</td><td># SURG SP</td><td>Material de sutura consumível</td></tr><tr><td>- SILK BLK 45CM 5/0 FS-2</td><td>Johnson & Johnson Medical</td><td>682G</td><td>Material de Sutura de Seda</td></tr><tr><td>- Vicryl 70CM 5-0 S/A FS-2</td><td>Johnson & Johnson Medical</td><td>VCP421H</td><td>Vicryl Suture</td></tr><tr><td>Temgesic 0,3 mg em 1 mL, x 5 ampolas (medicamento classe S8)</td><td>Provet</td><td>TEMG I</td><td>Medicamento para cuidados pós-operatórios</td></tr></tbody></table>

indução da lesão da medula espinhal tipo transssecção completa em camundongos

Induction of Complete Transection-Type Spinal Cord Injury in Mice

A lesão medular (SCI) leva em grande parte à perda irreversível e permanente da função, mais comumente como resultado de um trauma. Várias opções de tratamento, como métodos de transplante celular, estão sendo pesquisadas para superar as deficiências debilitantes decorrentes da SCI. A maioria dos ensaios pré-clínicos em animais são realizados em modelos de roedores de SCI. Embora os modelos de ratos de SCI tenham sido amplamente utilizados, os modelos de mouse têm recebido menos atenção, embora os modelos de mouse possam ter vantagens significativas sobre os modelos de ratos. O pequeno tamanho dos camundongos equivale a menores custos de manutenção animal do que para ratos, e a disponibilidade de inúmeros modelos de camundongos transgênicos é vantajosa para muitos tipos de estudos. Induzir lesões repetidas e precisas nos animais é o principal desafio para a pesquisa de SCI, que em pequenos roedores requer cirurgia de alta precisão. O modelo de lesão do tipo transeção tem sido um modelo de lesão comumente usado na última década para pesquisas terapêuticas baseadas em transplante, no entanto, um método padronizado para induzir uma lesão completa do tipo transeção em camundongos não existe. Desenvolvemos um protocolo cirúrgico para induzir uma lesão completa do tipo transecção em camundongos C57BL/6 no nível vertebral torácico 10 (T10). O procedimento utiliza uma pequena broca de ponta em vez de rongeurs para remover precisamente a lâmina, após a qual uma lâmina fina com borda arredondada é usada para induzir a transeção medular. Este método leva a lesões reprodutíveis do tipo transecção em pequenos roedores com dano muscular e ósseo colateral mínimo e, portanto, minimiza fatores de confusão, especificamente onde os desfechos funcionais comportamentais são analisados.

O método resultante, como retratado na Figura 1,envolve estabilização adequada do camundongo (Figura 1A) e boa visualização da coluna vertebral e tecido paraspinous(Figura 1B). Processo espinhoso e laminae podem ser claramente visualizados com dissecção muscular mínima e perda de sangue(Figura 1C, zona destacada). A perfuração da ponta fina é realizada como mostrado na Figura 1D</st...

Este protocolo descreve como criar uma laminectomia precisa para indução de lesão medular do tipo transecção estável no modelo do camundongo, com danos colaterais mínimos para a pesquisa de lesão medular.

Indução da lesão da medula espinhal tipo transssecção completa em camundongos

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, ...

Este protocolo oferece uma lesão precisa e cirurgicamente controlada para induzir uma transeção completa da medula espinhal em camundongos com alta reprodutibilidade e taxas de sobrevivência muito altas. O uso de uma broca fina para a lesão óssea minimiza os danos ao tecido circundante, permitindo que as respostas de lesão e tratamento sejam modeladas com mais precisão. Para realizar uma laminectomia, depois de confirmar a falta de resposta ao reflexo do pedal em um camundongo c57 preto c57 de 8 a 10 semanas de idade, raspe a pele traseira para expor a área cirúrgica sobre a coluna dorsal e estérilize a área raspada com cotonetes de algodão estéreis embebidos em líquido antiséptico de iodo povidona e espírito cirúrgico.Usando um bisturi, faça uma incisão vertical midline no nível vertebral T10 e use fórceps retos para levantar a pele da fáscia subjacente para facilitar a colocação do retratedor. Para expor as espinhas das vértebras T9 através das vértebras T11, use a borda cega do bisturi para fazer uma pequena incisão midline no tecido subcutâneo e fáscia subjacente e use fórceps finos não afiados para dissecar e refletir a fáscia. Para expor o laminado, use a ponta cega do bistur

induction-of-complete-transection-type-spinal-cord-injury-in-mice

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Um exame longitudinal de perda óssea nos fêmures e tíbias de ratos adultos foi realizada após uma lesão da medula espinhal usando seqüencial de baixa dose de raios-X scans. Tibia perda óssea foi detectada ao longo do estudo, enquanto a perda óssea no fêmur não foi detectado até 40 dias após a lesão.

Avaliação longitudinal do rato Perda Hind Limb óssea após lesão medular usando Novel, In vivo Metodologia,

Fonte: Elzat, E. Y. Y., et al., Estabelecendo um modelo de lesão medular por contusão em camundongos com base em uma técnica minimamente invasiva. J. Vis. Exp. (2022). Este vídeo demonstra o método para induzir uma lesão de contusão na medula espinhal no nível T9 em um modelo de camundongo, usando uma plataforma coaxial de lesão da medula espinhal. Um peso é colocado na medula espinhal de nível T9 que cria uma contusão que causa imediatamente descoloração e inchaço do tecido.

Induzindo uma contusão da medula espinhal em um modelo de camundongo usando uma plataforma coaxial de lesão da medula espinhal

Fonte: Kumar, S., et. al. Modelo de camundongo de úlceras por pressão após lesão medular. J. Vis. Exp. (2019)Este vídeo demonstra uma indução detalhada de lesão medular em camundongos. O camundongo anestesiado é dissecado para expor as vértebras T9-T10 e seus processos espinhosos são removidos. A medula espinhal exposta é então seccionada para infligir a lesão. A área cirúrgica é então fechada e o camundongo pode se recuperar.

Gerando um modelo de camundongo com uma lesão na medula espinhal

Controlada por laceração do colo do útero em camundongos

A lesão medular é uma condição traumática que causa grave morbidade e mortalidade elevada. Neste trabalho, descrever em detalhes um modelo contusão de lesão medular em ratos, seguido por um transplante de células-tronco neurais.

Neural Stem Cell Transplantation em Experimental contusão Model of Spinal Cord Injury

A fototrombose é um procedimento minimamente invasivo e altamente reprodutível para induzir isquemia focal na medula espinhal e serve como modelo de lesão medular em camundongos.

Fototrombose induzida por isquemia focal como um Modelo de Lesão Medular em Ratos

Este artigo descreve um método para gerar uma lesão por compressão da medula espinhal (LM) reprodutível no camundongo neonatal. O modelo fornece uma plataforma vantajosa para estudar os mecanismos de plasticidade adaptativa subjacentes à recuperação funcional espontânea.

A Neonatal do rato Spinal Cord Injury Compression Modelo

Apresentamos um modelo de lesão medular contundente baseado em deslocamento de tecido que pode produzir uma lesão contundente consistente da medula espinhal em camundongos adultos.

Um Modelo de Lesão Medular Contusiva Baseado em Cilindrada de Tecidos em Ratos

Técnicas minimamente invasivas e um simples dispositivo laboratorial melhoram a reprodutibilidade do modelo de lesão medular, reduzindo os danos operatórios aos animais experimentais e permitindo a manutenção da morfologia anatômica. O método vale a pena porque os resultados confiáveis e o procedimento reprodutível facilitam as investigações dos mecanismos de reparação da doença.

Estabelecendo um Modelo de Lesão da Medula Espinhal por Contusão de Camundongo Baseado em uma Técnica Minimamente Invasiva

O presente protocolo simulando a síndrome da medula central (SCC) em camundongos melhorou a repetibilidade e minimizou os danos operacionais aos animais experimentais, evitando a ruptura excessiva da estrutura anatômica. A estratégia deste estudo é vantajosa, pois permite a pesquisa dos mecanismos de lesão ao produzir resultados consistentes.

Estabelecimento do Modelo de Síndrome do Cordão Central em Camundongos C57BL/6J

Apresentamos aqui um novo dispositivo de contusão de lesão medular automatizada para camundongos, que pode produzir com precisão modelos de contusão de lesão medular com diferentes graus.

Impactor Automatizado para Modelo de Lesão Medular Contusão em Camundongos

Aprenda a induzir lesão completa da medula espinhal em camundongos C57BL/6 usando técnica cirúrgica de laminectomia com broca fina. Este protocolo padronizado garante alta reprodutibilidade e taxas de sobrevivência para pesquisas em neurociência.

Indução da lesão da medula espinhal tipo transssecção completa em camundongos

Explorar mais vídeos