Name: Indução de lesão cerebral axonal difusa em ratos com base na aceleração rotacional (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-09T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 14 s
Description: Aprenda a induzir lesão cerebral axonal difusa em ratos Sprague-Dawley usando mecanismo de aceleração rotacional. Este modelo reprodutível permite estudar a patofisiologia de TCE e desenvolver tratamentos eficazes.

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Os autores reconhecem com gratidão o Dr. Nathan Kleeorin (Departamento de Engenharia Mecânica da Universidade Ben-Gurion do Negev) por sua ajuda com as medidas biomecânicas. Além disso, agradecemos à professora Olena Severynovska, Maryna Kuscheriava, Maksym Kryvonosov, Daryna Yakumenko e Evgenia Goncharyk do Departamento de Fisiologia, Faculdade de Biologia, Ecologia e Medicina, Universidade Oles Honchar Dnipro, Dnipro, Ucrânia por seu apoio e contribuições úteis às nossas discussões.

Os experimentos foram realizados seguindo as recomendações das Declarações de Helsinque e Tóquio e das Diretrizes para o Uso de Animais Experimentais da Comunidade Europeia. Os experimentos foram aprovados pelo Comitê de Cuidados Animais da Universidade Ben-Gurion do Negev.
1. Preparar ratos para o procedimento experimental
NOTA: Selecione ratos machos adultos sprague-dawley pesando 300-350 g.
<ol><li>Obter aprovação para a realização desses experimentos no Comitê de Cuidado e Uso institucional de Animais.</li>
	<li>Mantenha os ratos a uma temperatura ambiente de 22 ± 1 °C, com ciclos de luz de 12 horas e 12 horas de escuridão. Forneça comida de rato e água ad libitum.</li>
	<li>Realize todos os experimentos entre 6:00 e 12:00.</li>
	<li>Use um sistema de administração isoflurano contínuo para induzir anestesia. Certifique-se de que o sistema de vaporizador está cheio de isoflurano.<ol>
<li>Anestesiar os ratos com 2% de isoflurano.</li>
		<li>Confirme que o rato está totalmente anestesiado observando a falta de movimento ou reflexo do pedal em resposta a um estímulo externo.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Indução de lesão axonal difusa
NOTA: O dispositivo é constituído pelos seguintes componentes: 1) cilindro plástico transparente, 2) peso de ferro (1308 g), 3) mecanismo de rotação composto por um tubo cilíndrico, dois rolamentos sobre os quais o eixo gira e uma fixação da cabeça (para pinos de ouvido); 4) plataforma horizontal na qual são fixados dois rolamentos.
<ol><li>Coloque o dispositivo em uma mesa de laboratório pesada e estável.</li>
	<li>Fixar o peso a uma corda que é elevada a uma altura de 120 cm.</li>
	<li>Deixe o peso em queda livre para acertar o parafuso, ativando o mecanismo de rotação. Usando o dispositivo de rotação lateral da cabeça, a cabeça do roedor é virada rapidamente de 0 a 90°.</li>
	<li>Após a indução de lesão cerebral axonal difusa, transfira o rato para uma sala de recuperação.</li>
</ol>3. Medição de parâmetros de Cinemática rotacional/Biomecânica.
<ol><li>Medir os parâmetros cinéticos/biomecânicos de medida da seguinte forma: <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/61198/61198eq1.jpg"> <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/61198/61198eq2.jpg"> <img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/61198/61198eq3.jpg"> onde Fo - força aplicada à cabeça animal (kg); M – momento de força; K – energia cinética; m – massa do peso em queda; g - aceleração gravitacional; h – altura (cm); D – distância entre os pinos auricados (cm). NOTA: Para calcular a força aplicada na cabeça do animal (Fo), é necessário conhecer a massa do peso em queda, a altura em que o peso cai e a distância entre os pinos de ouvido. Os outros parâmetros permanecem inalterados.</li>
</ol>4. Avaliação do Escore de Gravidade Neurológica após 48 horas
NOTA: Os déficits neurológicos foram avaliados e classificados por meio de um Escore de Gravidade Neurológica, conforme descrito anteriormente17,18,19. Alterações na função motora e comportamento são avaliadas por um sistema de pontos de tal forma que uma pontuação máxima de 24 representa disfunção neurológica grave. Uma pontuação de 0 indica estado neurológico intacto. As seguintes funções comportamentais são avaliadas.
<ol><li>Avalie a incapacidade do rato de sair de um círculo (50 cm de diâmetro) quando deixado no centro. Realize isso para três sessões individuais com duração de 30 min, 60 min e mais de 60 min.</li>
	<li>Teste o rato para uma perda de reflexo de redireitaem em três sessões com duração de 20 min, 40 min e mais de 60 min.</li>
	<li>Realizar o teste para hemiplegia, a incapacidade do rato de resistir a mudanças forçadas de posição.</li>
	<li>Levante o rato pela cauda para testar a flexão do membro traseiro.</li>
	<li>Coloque o rato no chão para testar sua habilidade de andar em linha reta.</li>
	<li>Teste para três reflexos separados: o reflexo da pinna, o reflexo da córnea e o reflexo de assusto.</li>
	<li>Avalie o rato com grau clínico baseado na perda de comportamento de busca e prostração.</li>
	<li>Teste os reflexos dos membros para colocação. Realize o teste nos membros dianteiros esquerdo e direito, e depois nos membros traseiros esquerdo e direito.</li>
	<li>Realize um teste funcional através da tarefa de balanceamento de feixes. O feixe deve medir 1,5 cm de largura. Execute o teste para sessões de 20, 40 s e mais de 60 s.</li>
	<li>Realizar teste de caminhada de feixe no rato com vigas de três larguras diferentes: 8,5 cm de largura, 5 cm de largura e 2,5 cm de largura.</li>
</ol>5. Coleta cerebral para exame histológico após 48 horas
<ol><li>Às 48 horas após a lesão, eutanize os ratos substituindo sua mistura de gás inspirada por 20% O2/80% CO2. Certifique-se de que o CO2 seja entregue a uma taxa pré-determinada de acordo com as diretrizes do Comitê de Cuidados e Uso de Animais Institucionais.<ol>
<li>Garantir a confirmação de óbito de acordo com as diretrizes do Comitê de Cuidados e Uso de Animais Institucionais.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Transcardiacally perfundir o rato com 0,9% de soro salino heparinizado a temperatura de 4 °C, seguido por 500 mL de 4% de paraformaldeído em 0,1 M salino tampão fosfato (pH 7.4).</li>
	<li>Após a perfusão, realize a decapitação com uma guilhotina.</li>
	<li>Realize a coleta cerebral removendo as calvarias com fórceps de corte ósseo para evitar danos ao tecido cerebral.</li>
	<li>Remova o cérebro imediatamente e fixe em uma solução de formaldeído tampão de 4% para 48 h a 4 °C.</li>
	<li>Bloqueie cérebros em seções coronais de 5 mm da face da lâmpada olfativa para o córtex visual e cerebelo bissecto e hastes cerebrais.</li>
	<li>Após a incorporação da parafina, corte as seções coronal e sagital (5 μm) de distância do tálamo por secção de microtome.</li>
</ol>6. Coloração e exame imunoquímicos
<ol><li>Coloque delicadamente as fatias em lâminas de vidro com um pincel macio, 1 fatia por slide.</li>
	<li>Produzir coloração imunoquímica de βAPP.<ol>
<li>Deparafinar fatias com xileno (3 vezes para 5 min cada) e reidratar com concentrações gradualmente reduzidas de etanol à temperatura ambiente: 3 min em 100% etanol duas vezes, 3 min em 95% etanol duas vezes, 3 min em 90% de etanol, 3 min em 70% de etanol e 3 min em DDW.</li>
		<li>Tratar seções cerebrais deparafinadas e rehidratadas com 3% H2O2 por 15 min à temperatura ambiente para bloquear a atividade endógena da peroxidase.</li>
		<li>Incubar seções com citrato de sódio de 0,01 M (pH 6.0) a 98 °C por 5 min para recuperação de antígenos.</li>
		<li>Mantenha os slides no tampão por 20 min em temperatura ambiente para esfriar.</li>
		<li>Lave as seções com solução de solução salina tamponada com fosfato (PBS) duas vezes por 5 min.</li>
		<li>Bloqueie as seções com soro de cavalo normal de 2,5% para 1 h à temperatura ambiente e incuba durante a noite a 4 °C no anti-APP do coelho primário (1:4000) diluído no soro de bloqueio.</li>
		<li>Após a incubação em anticorpo primário, lave seções em PBS à temperatura ambiente.</li>
		<li>Incubar seções em anticorpo secundário biotinylado devidamente diluído por 15 min e lavar com PBS por 3 min duas vezes à temperatura ambiente.</li>
		<li>Incubar em streptavidin-peroxidase por 15 min e lavar novamente em PBS por 3 min duas vezes em temperatura ambiente.</li>
		<li>Incubar seções com solução de substrato tampão (pH 7.5) contendo peróxido de hidrogênio e solução cromogeno de 3,3 diaminobenzidinae e proteger da luz até que a cor seja desenvolvida.</li>
		<li>Incubar os slides com DDW em temperatura ambiente por 5 min, a fim de parar a reação.</li>
		<li>Seções de contra-coloração com Hematoxilina por 3 min em temperatura ambiente e lave por 5 min com água da torneira fluindo.</li>
		<li>Desidratar os slides com concentrações gradualmente crescentes de etanol à temperatura ambiente: 2 min em DDW, 2 min em 70% de etanol, 2 min em 90% de etanol, 2 min de etanol 95%, 2 min em 100% de etanol e 3 min em xileno três vezes.</li>
		<li>Seque e monte com meio de montagem.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Examine as fatias sob a ampliação do microscópio de 200x com uma lente objetiva de 20 mm usando um microscópio.</li>
</ol>

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<li>Palmer, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Traumatic+brain+injury-induced+excitotoxicity+assessed+in+a+controlled+cortical+impact+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurochemistry%22%5BJournal%5D)">Traumatic brain injury-induced excitotoxicity assessed in a controlled cortical impact model.</a> Journal of Neurochemistry. 61, 2015-2024 (1993).</li>
<li>Hamm, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cognitive+deficits+following+traumatic+brain+injury+produced+by+controlled+cortical+impact%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Cognitive deficits following traumatic brain injury produced by controlled cortical impact.</a> Journal of Neurotrauma. 9, 11-20 (1992).</li>
<li>Nyanzu, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+on+Laboratory+Traumatic+Brain+Injury+Models+to+Achieve+Better+Results%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Medical+Sciences%22%5BJournal%5D)">Improving on Laboratory Traumatic Brain Injury Models to Achieve Better Results.</a> International Journal of Medical Sciences. 14, 494-505 (2017).</li>
<li>Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+traumatic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Animal models of traumatic brain injury.</a> Nature Reviews Neuroscience. 14, 128-142 (2013).</li>
<li>Lighthall, J. W., Dixon, C. E., Anderson, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+models+of+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Experimental models of brain injury.</a> Journal of Neurotrauma. 6, 83-97 (1989).</li>
<li>Meaney, D. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modification+of+the+cortical+impact+model+to+produce+axonal+injury+in+the+rat+cerebral+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Modification of the cortical impact model to produce axonal injury in the rat cerebral cortex.</a> Journal of Neurotrauma. 11, 599-612 (1994).</li>
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Os autores não têm nada para revelar.

Este protocolo descreve um modelo de roedor da DAI. No DAI, a aceleração rotacional no cérebro causa um efeito de cisalhamento que desencadeia alterações axonais e bioquímicas que levam à perda da função axonal em um processo progressivo. As alterações axonais secundárias são produzidas por uma lesão de estiramento axonal rápida e são variáveis em sua extensão e gravidade4,5,10. Dentro de horas a dias após a lesão primária, alte...

A lesão cerebral traumática (TCE) é uma das principais causas de morte e incapacidade nos Estados Unidos. Os TBIs contribuem para cerca de 30% de todas as mortes relacionadas a lesões1,2. As principais causas de TCE diferem entre as faixas etárias e incluem quedas, colisões em alta velocidade durante esportes, automutilação intencional, acidentes de veículos automotores e assaltos1,2,3.
A lesão axonal difusa cerebral (DAI) é um tipo específico de TCE induzido pela aceleração rotacional, tremor ou lesão de explosão do cérebro resultante do movimento irrestrito da cabeça no instante após a lesão4,5,6,7,8. O DAI envolve danos axonais generalizados que levam a um comprometimento neurológico de longa duração que está associado a um desfecho ruim, custos de saúde pesados e uma taxa de mortalidadede33-64% 1,2,4,5,9,10,11. Apesar de pesquisas recentes significativas sobre a patogênese do DAI, não houve consenso sobre as melhores opções de tratamento11,12,13,14.
Ao longo das últimas décadas, inúmeros modelos experimentais tentaram replicar com precisão diferentes aspectos do DAI11,,12,,15,,16. No entanto, esses modelos têm limitações dada a apresentação única do DAI em comparação com outras lesões focais. Esses modelos anteriores não só causam lesões axonais em regiões de matéria branca, mas também resultam em lesões cerebrais focais. Clinicamente, o DAI é acompanhado por micro hemorragias, que podem constituir uma grande causa de danos à matéria branca.
Apenas dois modelos animais foram mostrados para replicar as principais características clínicas do DAI. Gennarelli e colegas produziram o primeiro dispositivo de rotação de cabeça lateral em 1982, usando aceleração rotacional de cabeça sem impacto para induzir o coma com dai em um primata não humano modelo15. Este modelo primata utilizou rotação única controlada para aceleração e desaceleração para deslocar a cabeça através de 60° dentro de 10-20 ms. Esta técnica foi capaz de emular consciência prejudicada e dano axonal generalizado que se assemelhava aos efeitos do Tce grave observado em cérebros humanos. No entanto, os4modelos primatas são muito caros4,11,,16. Baseado em parte no modelo anterior, um modelo suíno de lesão cerebral de aceleração rotacional foi projetado em 1994 (Ross et al.) com resultados semelhantes14.
Esses dois modelos animais, embora tenham produzido diferentes apresentações de patologia típica, têm adicionado muito aos conceitos de patogênese da DAI. A rotação rápida da cabeça é geralmente aceita como o melhor método para induzir o DAI, e os roedores fornecem um modelo mais barato para os estudos rápidos de rotação da cabeça11,16. Aqui, validamos um modelo de roedor simples, reprodutível e confiável do DAI que causa danos generalizados de matéria branca sem fraturas no crânio ou contusões. Este modelo atual permitirá uma melhor compreensão da fisiopatologia do DAI e desenvolvimento de tratamentos mais eficazes.

<table><tbody><tr><td>0,01 M citrato de sódio</td><td>SIGMA - ALDRICH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>2,5% soro normal de cavalo</td><td>SIGMA - ALDRICH</td><td>H0146</td><td>Solução</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td>líquida de<td>formaldeído tamponada a 4%</td></tr><tr><td>Proteína precursora anti-amilóide, C - anticorpo terminal produzido em coelho</td><td>SIGMA - ALDRICH</td><td>Lote 056M4867V</td><td></td></tr><tr><td>biotinilado anticorpo secundário</td><td>Vector</td><td>BA-1000-1,5</td><td>10 mM fosfato de sódio, pH 7,8, 0,15 M NaCl, 0,08% azida de sódio, 3 mg/ml de albumina de soro bovino</td></tr><tr>pinça <td></td><td></td><td></td><td>de corte ósseo</td></tr><tr><td>DAB Peroxidase (HRP) Kit de substrato (com níquel), 3,3'-diaminobenzidina</td><td>vetor de laboratório</td> de incorporação de <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>etanol 99,9</td>% <td>ROMICAL</td><td></td><td>Líquido inflamável</td></tr><tr><td>guilhotina</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hematoxilina</td><td>SIGMA - ALDRICH</td><td>H3136-25G</td><td></td></tr><tr><td>Solução de peróxido de hidrogênio</td><td>Millipore</td><td>88597-100ML-F</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran, USP 100%</td><td>Piramamal Critical Care, Inc</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscópio Olympus BX 40</td><td>Parafina</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Paraplast</td><td>Plus Leica Biosystem</td><td></td><td>Solução</td></tr><tr><td>salina tamponada com fosfato médio para inclusão de tecido (PBS)</td><td>SIGMA - ALDRICH</td><td>P5368-10PAK</td><td>O conteúdo de uma bolsa, quando dissolvido em um litro de água destilada ou deionizada, produzirá solução salina tamponada com fosfato 0,01 M (NaCl 0,138 M; KCl - 0,0027 M); pH 7,4, a 25 ° C.</td></tr><tr><td>Estreptavidina HRP</td><td>ABCAM</td><td>ab64269</td><td>Estreptavidina-HRP para uso com anticorpos secundários biotinilados durante IHC / imuno-histoquímica.</td></tr><tr><td>xileno</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

indução de lesão cerebral axonal difusa em ratos com base na aceleração rotacional

Induction of Diffuse Axonal Brain Injury in Rats Based on Rotational Acceleration

Lesão cerebral traumática (TCE) é uma das principais causas de morte e incapacidade. A lesão axonal difusa (DAI) é o mecanismo predominante de lesão em uma grande porcentagem de pacientes com TCE que necessitam de internação. Dai envolve danos axonais generalizados por tremor, rotação ou lesão de explosão, levando a lesões rápidas de estiramento axonal e alterações axonais secundárias que estão associadas a um impacto duradouro na recuperação funcional. Historicamente, modelos experimentais de DAI sem lesão focal têm sido difíceis de projetar. Aqui validamos um modelo de roedor simples, reprodutível e confiável do DAI que causa danos generalizados de matéria branca sem fraturas no crânio ou contusões.

A Tabela 1 ilustra a linha do tempo do protocolo. A taxa de mortalidade nesse modelo de DAI foi de 0%. Um teste de Mann-Whitney indicou que o déficit neurológico foi significativamente maior para os 15 ratos DAI em comparação com os 15 ratos falsos em 48 horas após a intervenção (Mdn = 1 vs. 0), U = 22,5, p &lt; 0,001, r = 0,78 (ver Tabela 2). Os dados são medidos em contagem e são apresentados como intervalo mediano e de 25 a 75 percentis.
Fotomicrografos rep...

Este protocolo valida um modelo de roedor confiável, fácil de executar e reprodutível da lesão axonal difusa cerebral (DAI) que induz danos generalizados de matéria branca sem fraturas no crânio ou contusões.

Indução de lesão cerebral axonal difusa em ratos com base na aceleração rotacional

Traumatic brain injury (TBI) is a major cause of death and disability. Diffuse axonal injury (DAI) is the predominant mechanism of injury in a large ...

Lesão cerebral traumática é uma das principais causas de morte e incapacidade. Lesão cerebral axonal difusa é um dano axonal generalizado se desenvolve após tbi. Nesta pesquisa, gostaria de apresentar nosso modelo sobre lesão cerebral axonal difusa por indução baseada no resultado do mecanismo de aceleração rotacional TBI.Selecione ratos adultos machos Sprague-Dawley pesando de 300 a 350 gramas. Fornecer comida de rato e ad libitum de água. Realize todos os experimentos entre 6:00 e 12:00. O dispositivo foi colocado em uma mesa de laboratório pesada e estável.O dispositivo consiste nos seguintes componentes: um cilindro, um peso de ferro, um mecanismo rotacional composto por um tubo cilíndrico e pinos de fixação da cabeça. O peso é fixado a uma corda e elevado à altura de 120 centímetros. O peso em queda livre atinge o parafuso ativando o mecanismo de rotação.O dispositivo de rotação lateral da cabeça do rato foi usado para girar a cabeça rapidamente de zero a 90 graus. Após indução, lesão cerebral axonal difusa, rato foi transferido para a sala de recuperação. F é a força aplicada na cabeça do animal em quilogramas.Capital M é o momento da força, K para energia cinética. Pouco m é a massa do peso em queda, g para aceleração gravitacional, h para altura em centímetros, e D é a distância entre os pinos de ouvido em centímetros. Para avaliação do déficit neurológico e déficits de modelos de grau, utilizamos escore de gravidade neurológica em ratos.Avaliamos mobilidade, hemiplegia, tarefa de caminhada de feixe, falha na tarefa de caminhada do feixe. Falha de balanceamento de feixes de tarefa ampla 1,5 centímetros. Estabilidade e equilíbrio de feixes, esforço no equilíbrio do feixe de 1,5 centímetro de largura e reflexos.48 horas após a lesão, todos os ratos, lesões e grupo controle, foram profundamente anestesiados e transcardiacalmente perfumados com soro fisiológico heparinizado de 0,9%, seguido por 500 mililitros de 4% de formaldeído em salina tampão fosfato de 0,1 M. Após a perfusão, a decapitação foi produzida e os cérebros foram imediatamente removidos, depois fixados em uma solução de 4% de formaldeído por 48 horas. Os cérebros foram então bloqueados em seções coronais de cinco milímetros da lâmpada olfativa face ao córtex visual enquanto o cerebelo e caules cerebrais foram dissecados.Após a incorporação da parafina, seções coronais e sagidas foram feitas a partir do tálamo. Produzir a coloração imunoquímica da proteína precursora beta-amilóide. Os vários grupos de ratos em diferentes momentos são mostrados no esquema.Lesão cerebral axonal difusa no início do experimento. Na época, 48 horas, o Escore de Gravidade Neurológica foi examinado. Na época, 48 horas, a coloração imunoquímica do beta-APP foi realizada em todos os dois grupos.Déficit neurológico ilustrado 48 horas após lesão cerebral axonal difusa para dois grupos de estudo. Um teste de Mann-Whitney indicou que o déficit neurológico foi significativamente maior para 15 ratos de lesão cerebral axonal difusa em comparação com 15 ratos ingênuos em 48 horas após a intervenção. Fotomicrogramas representativos revelando imunoreactividades axais e neuronais após lesão cerebral axonal difusa isolada em ratos 48 horas após a lesão.Cordas celulares menores são detectadas com proteína precursora beta-amilóide. Em grupo falso, não foi detectado. Em nosso trabalho, desenvolvemos um modelo novo simples, reprodutível e confiável para lesões cerebrais axonas difusas baseadas no mecanismo de aceleração rotacional.Tal modelo permitirá uma melhor compreensão da fisiopatologia da lesão cerebral axonal difusa e desenvolvimento de tratamentos mais eficazes. Muito obrigado por sua atenção.

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Lateral fluido percussão (LFP), um modelo estabelecido de lesão cerebral traumática em camundongos, é demonstrada. LFP preenche três critérios principais para modelos animais: relevância, fiabilidade, validade e clínicos. O procedimento, que consiste em craniotomia cirúrgico, a fixação do cubo seguida de indução de lesão, resultando em lesões focais e difusas, é descrito.

Percussão Fluid lateral: Modelo de Lesão em Ratos

Este vídeo demonstra a indução de lesão cerebral traumática (TCE) em um rato usando um dispositivo de lesão por percussão de fluido lateral (FPI). O procedimento envolve a criação de um orifício no crânio de um rato anestesiado para expor a dura-máter, na qual uma cânula é fixada. O rato é então conectado ao dispositivo, que gera uma onda de pressão que atinge o cérebro, imitando o TCE, causando morte de células neurais e danos...

Indução de traumatismo cranioencefálico em modelo de rato utilizando dispositivo de percussão de fluido lateral

Fonte: Macheda, T., et. al. Modelo de cabeça fechada controlado eletromagnética de lesão cerebral traumática leve em camundongos. J. Vis. Exp. (2022)Este vídeo demonstra o procedimento para induzir um traumatismo craniano fechado em um modelo de camundongo usando um quadro estereotáxico. O impacto controlado replica lesões cerebrais traumáticas leves, permitindo que os pesquisadores estudem os efeitos neurológicos e a recuperação medindo os reflexos e o comportamento pós-lesão.

Indução de Traumatismo Cranioencefálico Leve em Modelo de Camundongo

A técnica de queda de peso modificada é um procedimento fácil e econômico usado para a indução de lesão cerebral traumática leve em ratos juvenis. Esta nova técnica produz sintomatologia clinicamente relevante que avançará no estudo de lesão cerebral traumática leve (mTBI) e concussão.

Um novo modelo de Mild Traumatic Brain Injury para ratos jovens

A alteração do neurotransmissor é um mecanismo de disfunção neural que ocorre após concussão e contribui para as conseqüências de longo prazo, às vezes catastróficas. Este modelo de rato combina microdiálise, permitindo a quantificação do neurotransmissor in vivo, com uma técnica de queda de peso que exerce rápida aceleração e desaceleração da cabeça e tronco, um fator importante do trauma craniocerebral humano.

Um romance e modelo de rato translacional de concussão combinando força e rotação com Microdiálise cerebral in vivo

O objetivo geral deste procedimento é obter informações microestruturais quantitativas do hipocampo em um rato com lesão cerebral traumática leve. Isto é feito usando um protocolo avançado difusão-tornado mais pesado da imagem latente de ressonância magnética e a análise baseada região--interesse de mapas paramétricos da difusão.

Imagem latente avançada da difusão no Hippocampus dos ratos com ferimento de cérebro traumático suave

Aqui nós descrevemos um protocolo para a indução de ferimento de cérebro traumático murino através de um impacto cortical controlado da abrir-cabeça.

Modelo murino de impacto cortical controlado para a indução de traumatismo cranioencefálico

Aqui, é demonstrado como um modelo de traumatismo cranioencefálico fechado acordado pode ser usado para examinar os efeitos do traumatismo cranioencefálico leve repetido (r-mTBI) na plasticidade sináptica no hipocampo. O modelo replica características importantes do r-mTBI em pacientes e é usado em conjunto com a eletrofisiologia in vitro .

Avaliação das Alterações na Plasticidade Sináptica Utilizando um Modelo de Traumatismo Cranioencefálico Leve

Este protocolo apresenta um modelo de camundongo modificado de lesão cerebral traumática leve repetitiva (rmTBI) induzida por um método de traumatismo cranioencefálico fechado (CHI). A abordagem apresenta uma janela de crânio afinado e percussão de fluido para reduzir a inflamação comumente causada pela exposição às meninges, juntamente com melhor reprodutibilidade e precisão na modelagem de rmTBI em roedores.

Modelo de camundongo modificado de lesão cerebral traumática leve repetitiva incorporando janela de crânio afinado e percussão fluida

Aqui, apresentamos um protocolo para estabelecer um modelo animal de traumatismo cranioencefálico fechado replicando o resultado da neuroimagem de lesão cerebral traumática leve não complicada com a estrutura cerebral preservada na fase aguda e atrofia cerebral de longo prazo. A ressonância magnética longitudinal é o principal método usado para evidência.

Desenvolvimento de um modelo de traumatismo cranioencefálico leve não complicado modificado pelo método de perda de peso e evidenciado por ressonância magnética

Aprenda a induzir lesão cerebral axonal difusa em ratos Sprague-Dawley usando mecanismo de aceleração rotacional. Este modelo reprodutível permite estudar a patofisiologia de TCE e desenvolver tratamentos eficazes.

Indução de lesão cerebral axonal difusa em ratos com base na aceleração rotacional

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