Name: Medição de edema cerebral pós-acidente vascular cerebral, zona de infarto e quebra da barreira hematoencefálica em um único conjunto de amostras cerebrais de roedores (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-10-23T13:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 32 s
Description: Aprenda a medir edema cerebral, zona de infarto e permeabilidade da barreira hematoencefálica em amostras únicas de cérebro de roedores. Este método otimiza recursos e aprimora a compreensão da fisiopatologia do acidente vascular cerebral isquêmico.

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Agradecemos a Maryna Kuscheriava, Maksym Kryvonosov, Daryna Yakumenko e Evgenia Goncharyk do Departamento de Fisiologia, Faculdade de Biologia, Ecologia e Medicina, Oles Honchar, Dnipro University, Dnipro, Ucrânia por seu apoio e contribuições úteis às nossas discussões. Os dados obtidos fazem parte da tese de doutorado de Ruslan Kuts.

Os seguintes procedimentos foram conduzidos de acordo com as recomendações da Declaração de Helsinque e Tóquio e as Diretrizes para o Uso de Animais Experimentais da Comunidade Europeia. Os experimentos também foram aprovados pelo Comitê de Cuidados Com Animais da Universidade Ben-Gurion do Negev.
1. Preparando ratos para o procedimento experimental
<ol><li>Selecione ratos adultos machos Sprague-Dawley sem patologia atolizada, cada um pesando entre 300 e 350 g.</li>
	<li>Mantenha todos os ratos à temperatura ambiente a 22 °C, com 12 horas de ciclos claros e escuros antes do experimento.</li>
	<li>Certifique-se de que alimentos e água estão disponíveis ad libitum.</li>
	<li>Realizar todos os procedimentos entre 6:00.m e 14:00.m.</li>
</ol>2. Preparando ratos para cirurgia
<ol><li>Anestesiar os ratos por 30 minutos com isoflurane (4% para indução e 2% para manutenção) e 24% de oxigênio (1,5 L/min).<ol>
<li>Teste o nível de anestesia nos ratos, garantindo que eles não tenham um reflexo de retirada do pedal.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Insira o cateter de calibre 24 na veia da cauda. NOTA: O aquecimento da cauda para vasodilatação não é realizado.<ol>
<li>Coloque os ratos sobre a mesa em uma posição supina. Use fita médica para fixar todos os quatro membros dos ratos.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Coloque a sonda para medir a temperatura no reto do rato antes da cirurgia.</li>
	<li>Durante o procedimento, mantenha uma placa de aquecimento para suportar uma temperatura corporal do núcleo de 37 °C.</li>
	<li>Adicione pomada em ambos os olhos do rato para proteção.</li>
	<li>Raspe a área cirúrgica e desinfete com três aplicações de 10% de povidone-iodo seguido de 70% de álcool isopropílico.</li>
</ol>3. Oclusão da artéria cerebral do lado direito
NOTA: A MCAO é realizada por uma técnica modificada, conforme descrito anteriormente16,22,23, com o uso de instrumentos descritos por McGarry et al.24 e Uluç et al.25.
<ol><li>Dissecar a pele e a fáscia superficial na linha média ventral do pescoço com pinças cirúrgicas e tesouras com lâminas curvas.</li>
	<li>Identificar o triângulo muscular, composto pelo ICA, artéria carótida externa (ECA) e artéria carótida comum (CCA).</li>
	<li>Separe cuidadosamente o CCA direito e o ICA do nervo vago com microforceps para cirurgia vascular.</li>
	<li>Exponha a CCA direita e o ICA. Bloqueie o fluxo sanguíneo proveniente da CCA para o ICA usando micro-clipes ou torniquetes especiais para cirurgia vascular. Faça uma incisão (aproximadamente 1 mm) no ICA usando microscisores para cirurgia vascular.</li>
	<li>Insira um cateter monofilamento (4-0 nylon) diretamente através do ICA, cerca de 18,5-19 mm do ponto de bifurcação da CCA direita no círculo de Willis até atingir uma leve resistência, para ocluir a MCA26.</li>
	<li>Ligate em torno do ICA acima da bifurcação da CCA.</li>
	<li>Para o grupo de controle operado por farsa, realize uma inserção de linha de nylon em vez das etapas 3.5 e 3.616,22.</li>
	<li>Administre 5 mL de cloreto de sódio de 0,9% por injeção intraperitoneal.</li>
	<li>Feche a ferida por sutura e leve o rato para uma área de recuperação. NOTA: Alguns minutos após o fim da anestesia, o rato acordará e se moverá independentemente ao redor da gaiola.</li>
	<li>Às 23 horas após mcao, injete 2% de Evans azul em soro fisiológico (4 mL/kg)23,26 na veia traseira para ambos os grupos operados através de uma cânula27. NOTA: Isto é usado como um rastreador de permeabilidade cérebro-sangue. Deixe circular por 60 minutos.</li>
</ol>4. Determinação da zona de infarto
<ol><li>Medida IZ às 24h após MCAO como descrito anteriormente9,15,18,19,26. NOTA: Ratos que perderam mais de 20% de seu peso ou desenvolveram convulsões ou hemiplegia são excluídos do experimento.</li>
	<li>Eutanize o rato substituindo a mistura de gás inspirada por 20% de oxigênio e 80% de dióxido de carbono até que o rato deixe de respirar espontaneamente.</li>
	<li>Abra o peito com uma incisão lateral de 5-6 cm através da parede abdominal sob a caixa torácica usando tesouras e fórceps cirúrgicos.</li>
	<li>Realize uma incisão diafragmática ao longo de toda a extensão da caixa torácica com tesoura e fórceps cirúrgicos.</li>
	<li>Deslocando cuidadosamente os pulmões, cortando a caixa torácica até a clavícula nos lados direito e esquerdo28.</li>
	<li>Perfuse com 200 mL de soro fisiológico normal através do ventrículo esquerdo do coração.</li>
	<li>Puna ou incise o átrio direito do coração com uma tesoura.</li>
	<li>Realizar decapitação usando uma guilhotina e coletar tecido cerebral.</li>
	<li>Usando uma tesoura de íris, cortada do foie magnum até a borda distal da superfície posterior do crânio em ambos os lados.</li>
	<li>Separe as lâmpadas olfativas, conexões nervosas ao longo da superfície ventral e superfície dorsal do crânio do cérebro.</li>
	<li>Remova o cérebro da cabeça.</li>
	<li>Produza 6 fatias cerebrais criando seções horizontais de 2 mm de espessura com uma lâmina de barbear de 0,009", sem revestimento, de borda única.</li>
	<li>Incubar por 30 min a 37 °C em 0,05% TTC.</li>
	<li>Coloque o tecido cerebral nos slides do microscópio e realize a varredura óptica dessas 6 fatias cerebrais com uma resolução de 1600x1600 dpi (ver Suplemento 1, por exemplo).</li>
	<li>Adicione um filtro azul com um editor de fotos (por exemplo, Adobe Photoshop CS2) usando a função Channel Mixer(Image &gt; Adjustments &gt; Channel Mixer) e salve a imagem como um formato de arquivo JPEG. NOTA: Após a aplicação do filtro azul, a imagem aparecerá em escala de cinza.</li>
	<li>Abra a imagem salva em ImageJ 1.37v29,30. NOTA: Este programa de computador usa uma função limiar para isolar e calcular os pixels que são preto ou branco (ver Figura 1).</li>
	<li>Para cada uma das 6 fatias cerebrais da imagem, selecione e salve cada hemisfério (ipsilateral direito ferido e contralateral inin ferido) como um arquivo de imagem separado usando a ferramenta "seleção de polígonos" do menu principal.</li>
	<li>Defina o limite para determinar o IZ usando uma função de limiar automático do menu principal do software ImageJ selecionando Image &gt; Adjust &gt; Threshold, e meça o número de pixels em cada hemisfério de um único conjunto cerebral. NOTA: Macros podem ser usadas para esta etapa no software ImageJ (ver Suplemento 2 para o código). O corte é um parâmetro crítico para determinar quais pixels converter em branco e que se converter em preto dependendo do tom de cinza (ver Suplemento 3 e Suplemento 4 como exemplos). ImageJ então compara pixels brancos e pretos para determinar IZ. Com base no protocolo de coloração e configurações do scanner, usamos um valor de corte constante de 0,220.</li>
	<li>Realizar a medição da correção do IZ para inchaço tecidual utilizando as Razões dos Hemisférios Cerebrais Ipsilaterais e Contralateral (RICH) método13,23 (ver exemplo no Suplemento 5). <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/61309/61309equ01.jpg"> NOTA: O tamanho do infarto é avaliado como uma porcentagem do hemisfério contralateral.</li>
</ol>5. Determinação do edema cerebral31
NOTA: Use ImageJ 1.37v para medição de BE32,33.
<ol><li>Meça BE 24 h após MCAO. Para cálculo do BE, utilize os dados do volume do hemisfério esquerdo e direito (em unidades).</li>
	<li>Realize a digitalização óptica com uma resolução de 1600x1600 dpi (ver Suplemento 1, por exemplo).</li>
	<li>Selecione hemisférios cerebrais e defina o corte para determinar BE com ImageJ 1.37v, conforme descrito acima nas seções 4.17-4.19.</li>
	<li>Expresse a área BE como uma porcentagem das áreas padrão do hemisfério contralateral não afetado, calculada pelo método RICH utilizando a equação seguinte (ver exemplo no Suplemento 5)23,34. <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/61309/61309equ02v2.jpg"> NOTA: A extensão do BE é avaliada como uma porcentagem do hemisfério contralateral.</li>
</ol>6. Determinação do rompimento do BBB
<ol><li>Medir o rompimento do BBB 24 h após MCAO.</li>
	<li>Divida os hemisférios direito e esquerdo em seis fatias e coloque cada uma em um tubo de microcentrífuga.</li>
	<li>Homogeneize cada fatia do tecido cerebral em ácido tricloroacético, com base no cálculo de 1 g de tecido cerebral em 4 mL de ácido tricloroacético de 50%.</li>
	<li>Centrifugar a 10.000 x g por 20 min.</li>
	<li>Líquido supernacido diluído 1:3 com 96% de etanol.</li>
	<li>Realize a espectrofotometria de luminescência utilizando o software de espectrofotometria, instalando a placa e realizando uma leitura amostral usando os seguintes parâmetros: Comprimento de onda de intensidade de fluorescência de 620 nm (largura de banda 10 nm) e um comprimento de onda de emissão de 680 nm (largura de banda 10 nm)23,35 ; Mod top; Número Carne 25; Manual 100; Tremendo 1 segundo, 1 mm. NOTA: Use um comprimento de onda de excitação de 620 nm (largura de banda 10 nm) e um comprimento de onda de emissão de 680 nm (largura de banda 10 nm). 23,35
</li>
</ol>

Os autores não têm nada a revelar.

O objetivo principal do presente protocolo foi demonstrar medições consistentes de três parâmetros principais de lesão isquêmica: permeabilidade IZ, BE e BBB. Estudos anteriores neste campo demonstraram a possibilidade de realizar um ou dois desses parâmetros juntos na mesma amostra. Além da redução de custos que este método de três partes oferece, ele também fornece um modelo bioético mais desejável que limita o número de animais que devem ser operados e, posteriormente, eutanizados. Como em todas as técnicas histológic...

Uma das causas mais comuns de morbidade e mortalidade em todo o mundo é o AVC. Globalmente, o AVC isquêmico representa 68% de todos os casos de AVC, enquanto nos Estados Unidos o AVC isquêmico é responsável por 87% dos casos de acidente vascular cerebral1,2. Estima-se que o ônus econômico do AVC atinja US$ 34 bilhões nos Estados Unidos2 e € 45 bilhões na União Europeia3. Modelos animais de AVC são necessários para estudar sua fisiopatologia, desenvolver novos métodos de avaliação e propor novas opções terapêuticas4.
O AVC isquêmico ocorre com a oclusão de uma artéria cerebral grave, geralmente a artéria cerebral média ou um de seus ramos5. Assim, os modelos de AVC isquêmico envolveram historicamente a oclusão da artéria cerebral média (MCAO)6,7,8,9,10,11,12. Seguindo MCAO, a lesão neurológica é mais comumente avaliada pela medição da zona de infarto (IZ) usando um método de coloração de cloreto de tripheniltetrazolium (TTC) de 2,3,5, usando o método de coloração13, edema cerebral (BE) usando secagem ou cálculo dos volumes hemisféricos14,15,16e permeabilidade da barreira cerebral sanguínea (BBB) por uma técnica de espectrometria usando a coloração azul evans17,18,19.
O método tradicional de MCAO usa conjuntos separados de cérebros para cada uma das três medidas cerebrais. Para um grande tamanho amostral, isso resulta em um número significativo de animais eutanizados, com considerações éticas e financeiras adicionais. Um método alternativo para aliviar esses custos envolveria medições de todos os três parâmetros em um único conjunto de cérebros de roedores pós-MCAO.
Tentativas anteriores foram feitas para medir combinações de parâmetros na mesma amostra cerebral. Métodos simultâneos de coloração imunofluorescente20, bem como outras análises moleculares e bioquímicas21 foram descritos após a coloração de TTC na mesma amostra cerebral. Calculamos anteriormente os volumes do hemisfério cerebral para avaliar o edema cerebral e realizamos a coloração do TTC para calcular a zona de infarto no mesmo conjunto cerebral15.
No presente protocolo, apresentamos uma técnica modificada de MCAO que mede a lesão cerebral isquêmica através da determinação da permeabilidade de IZ, BE e BBB no mesmo conjunto de cérebros de roedores. O IZ é medido pela coloração TTC, o BE é determinado pelo cálculo do volume hemisférico, e a permeabilidade do BBB é obtida pelos métodos de espectrometria19. Neste protocolo, utilizou-se um modelo MCAO modificado, baseado na inserção direta e fixação do cateter monofilamento na artéria carótida interna (ICA) e posterior bloqueio do fluxo sanguíneo para a artéria cerebral média (MCA)22. Este método modificado mostra uma taxa reduzida de mortalidade e morbidade em comparação com o método tradicional de MCAO16,22.
Esta nova abordagem fornece um modelo financeiro e ético para medir lesões neurológicas após mcao. Essa avaliação dos principais parâmetros da lesão cerebral isquêmica ajudará a investigar de forma abrangente sua fisiopatologia.

<table><tbody><tr><td>Seringa de 2 mL</td><td>Braun</td><td>4606027V</td><td></td></tr><tr><td>2% clorexidina em solução alcoólica 70%</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>500 cc</td><td>Fornece antissepsia geral da pele no campo operatório</td></tr><tr><td>27 G Agulha com seringa</td><td>Braun</td><td>305620</td><td></td></tr><tr><td>3-0 Suturas de seda</td><td>Henry Schein</td><td>1007842</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Sutura de nylon</td><td>4-00</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cérebro & Matrizes de Tecidos</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>15013</td><td></td></tr><tr><td>Cânula Venflon 22 G</td><td>KD-FIX</td><td></td><td></td></tr> 183603985447 <tr><td>Centrífuga Sigma 2-16P</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Sigma 2-16P</td><td></td></tr><tr><td>Balanças Analíticas Compactas</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>HR-AZ/HR-A</td><td></td></tr><tr><td>Balança digital</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Rs 4.000</td><td></td></tr><tr><td>Tesouras</td> <td>de dissecaçãoPipeta Sigma-Aldrich</td><td>Z265969</td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf Tubo</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z683884</td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf</td><td>Detector de fluorescência Sigma-Aldrich</td><td>EP0030119460</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Tecan, M&auml; nnedorf Suíça</td><td>Modelo: Leitor multimodo Infinite 200 PRO</td><td>Opcional.</td></tr><tr><td>Detector de fluorescência</td><td>Molecular Devices LLC</td><td>VWR cat. # 10822 512 SpectraMax Paradigm Multi Mode Microplate Reader Base Instrument</td><td>Opcional.</td></tr><tr><td>Esponjas de gaze</td><td>Fisher</td><td>22-362-178</td><td></td></tr><tr><td>Aquecedor com termômetro</td><td>Heatingpad-1</td><td>Modelo: HEATINGPAD-1/2</td><td></td></tr><tr><td>Microclipes hemostáticos</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Horizon-XL</td><td>Mennen Medical Ltd</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Manguito de infusão</td><td>ABN</td><td>IC-500</td><td></td></tr><tr><td>Micro pinça</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro tesoura</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Multiset</td><td>Teva Medical</td><td>998702</td><td></td></tr><tr><td>microscópio Olympus BX 40</td><td>Olympus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinça de operação</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tesoura de operação</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Scanner óptico</td><td>Canon</td><td>Cano Scan 4200F</td><td>Resolução Placas de Petri de 3200 x 6400 dpi</td></tr><tr><td></td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5606</td><td></td></tr><tr><td>Purina Chow</td><td>Purina</td><td>5001</td><td>A ração de laboratório para roedores administrada a ratos, camundongos e hamsters é uma nutrição de ciclo de vida que tem sido usada em pesquisas biomédicas há mais de 5 décadas. Fornecido a ratos ad libitum neste experimento.</td></tr><tr><td>Gaiolas para ratos</td><td>Techniplast</td><td>2000P</td><td>Alojamento convencional para roedores. Gaiolas foram usadas para abrigar ratos durante todo o experimento</td></tr><tr><td>Lâminas de bisturi #11</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S2771</td><td></td></tr><tr><td>Software</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Adobe Photoshop CS2 para Windows</td><td>Adobe</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ImageJ 1.37v</td><td>NIH</td><td></td><td>O código-fonte está disponível gratuitamente. O autor, Wayne Rasband (wayne@codon.nih.gov), está no Ramo de Serviços de Pesquisa, Instituto Nacional de Saúde Mental, Bethesda, Maryland, EUA</td></tr><tr><td>SPSS Statistics 22</td><td>IBM</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Office 365 ProPlus</td><td></td> <td>Microsoft-Microsoft</td> <td>Office Excel</td></tr><tr><td>Windows 10</td><td>Microsoft</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Reagents</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cloreto de 2,3,5-trifeniltetrazólio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>298-96-4</td><td></td></tr><tr><td>50% ácido tricloroacético</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>76-03-9</td><td></td></tr><tr><td>Etanol 96%</td> <td>Romical</td><td></td><td>Líquido inflamável</td></tr><tr><td>Azul de Evans 2%</td> <td>Sigma-Aldrich</td><td>314-13-6</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano, USP 100%</td> <td>Piramamal Critical Care, Inc</td><td>NDC 66794-017</td><td></td></tr></tbody></table>

medição de edema cerebral pós-acidente vascular cerebral, zona de infarto e quebra da barreira hematoencefálica em um único conjunto de amostras cerebrais de roedores

Measuring Post-Stroke Cerebral Edema, Infarct Zone and Blood-Brain Barrier Breakdown in a Single Set of Rodent Brain Samples

Uma das causas mais comuns de morbidade e mortalidade em todo o mundo é o AVC isquêmico. Historicamente, um modelo animal usado para estimular o AVC isquêmico envolve o oclusão da artéria cerebral média (MCAO). A zona infarto, o edema cerebral e a quebra da barreira hematoencefálica (BBB) são medidos como parâmetros que refletem a extensão da lesão cerebral após o MCAO. Uma limitação significativa para este método é que essas medidas são normalmente obtidas em diferentes amostras cerebrais de ratos, levando a encargos éticos e financeiros devido ao grande número de ratos que precisam ser eutanizados para um tamanho amostral adequado. Aqui apresentamos um método para avaliar com precisão a lesão cerebral após mcao medindo zona de infarto, edema cerebral e permeabilidade BBB no mesmo conjunto de cérebros de ratos. Esta nova técnica fornece uma maneira mais eficiente de avaliar a fisiopatologia do AVC.

Medição da zona de infarto
Um teste t de amostra independente indicou que 19 ratos submetidos a MCAO permanente demonstraram um aumento significativo no volume de infarto cerebral em comparação com os 16 ratos operados por vergonha (MCAO=7,49% ± 3,57 vs. Sham = 0,31% ± 1,9, t(28,49) = 7,56, p &lt; 0,01 (ver Figura 2A).). Os dados são expressos como uma porcentagem média do hemisfério contralateral ± SD.
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Este protocolo descreve uma nova técnica de medição dos três parâmetros mais importantes de lesão cerebral isquêmica no mesmo conjunto de amostras cerebrais de roedores. Usar apenas uma amostra cerebral é altamente vantajoso em termos de custos éticos e econômicos.

Medição de edema cerebral pós-acidente vascular cerebral, zona de infarto e quebra da barreira hematoencefálica em um único conjunto de amostras cerebrais de roedores

One of the most common causes of morbidity and mortality worldwide is ischemic stroke. Historically, an animal model used to stimulate ischemic stroke ...

No presente protocolo, apresentamos uma técnica de oclusão da artéria cerebral média modificada que mede a lesão cerebral isquêmica para determinar uma zona de infarto, edema cerebral e permeabilidade da BHE no mesmo conjunto de cérebros de roedores. Em termos de custos éticos e econômicos, a principal vantagem dessa técnica é que apenas uma amostra de cérebro é necessária para todas as três medições. Esta avaliação dos principais parâmetros da lesão cerebral isquêmica ajudará a investigar de forma abrangente a fisiopatologia do AVC isquêmico.Para começar, remova o cérebro do rato e corte seções horizontais de 2 milímetros de espessura com uma lâmina de barbear de aço inoxidável, sem revestimento e de borda única, de 0,009 polegadas. Coloque as seções em 0,005% TTC e incube-as por 30 minutos a 37 graus Celsius, depois coloque o tecido cerebral nas lâminas do microscópio e realize a varredura óptica das seis fatias cerebrais com resolução de 1600 x 1600 DPI. Use um editor de fotos para adicionar um filtro azul às imagens.Depois de abrir o software, vá para imagem, ajustes e mixer de canais. Selecione azul como o canal de saída e marque monocromático e clique em OK. Salve a imagem no formato de arquivo JPEG.Use a ferramenta de seleção de polígonos no ImageJ versão 1.37 para selecionar cada hemisfério de cada uma das seis fatias cerebrais e salvá-lo como um arquivo de imagem separado. Para calcular o volume do infarto e o edema cerebral, use uma macro para converter os pixels da imagem em branco ou preto, com base em um limite. Em seguida, feche todos os arquivos e use uma segunda macro para comparar o número de pixels brancos e pretos para determinar o volume do infarto e o edema cerebral.Copie os dados brutos para uma planilha. Ao calcular o volume do infarto, corrija o inchaço do tecido usando as proporções dos hemisférios cerebrais ipsilaterais e contralaterais. Expresse as áreas de edema cerebral como uma porcentagem das áreas padrão do hemisfério contralateral não afetado.Determine a ruptura da barreira hematoencefálica 24 horas após a oclusão. Divida os hemisférios direito e esquerdo em seis fatias e coloque cada fatia em um tubo de microcentrífuga. Homogeneizar cada fatia do tecido cerebral em ácido tricloroacético, usando 4 mililitros de ácido tricloroacético a 50% por grama de tecido cerebral.Centrifugar as amostras a 10 000 vezes G durante 20 minutos, transferir o sobrenadante para um tubo novo e diluí-lo 1:3 com etanol a 96%. Realize espectrofotometria de luminescência com um leitor de placas. Um teste t de amostra independente indicou que 19 ratos submetidos à oclusão permanente da artéria cerebral média, ou MCAO, demonstraram um aumento significativo no volume do infarto cerebral em comparação com os 16 ratos operados de forma simulada.Os ratos submetidos à MCAO permanente também demonstraram um aumento significativo na extensão do edema cerebral e da quebra da barreira hematoencefálica após 24 horas, em comparação com os animais operados de forma simulada. Ao tentar este procedimento, é importante garantir que a concentração química esteja em conformidade com o protocolo. Este protocolo permite avaliar todos os três parâmetros de dano isquêmico em uma amostra do cérebro.

measuring-post-stroke-cerebral-edema-infarct-zone-blood-brain-barrier

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Este vídeo demonstra a avaliação da zona de infarto e edema cerebral em fatias de cérebro de ratos submetidos à oclusão da artéria cerebral média. As áreas infartadas são identificadas usando coloração redox, enquanto um filtro azul e uma função de limiar no software de análise de imagem quantificam a zona de infarto e o edema no hemisfério afetado.

Medindo a zona de infarto e edema cerebral em um cérebro de rato após oclusão da artéria cerebral média

Fonte: Zeynalov, E. et. al., A infusão IV contínua é a via de tratamento de escolha para o bloqueador do receptor de arginina-vasopressina Conivaptan em camundongos para estudar o edema cerebral evocado por AVC. J. Vis. Exp. (2016)Este vídeo demonstra a administração intravenosa de um antagonista do receptor de arginina-vasopressina (AVP) em um modelo de camundongo. A oclusão transitória da artéria cerebral média induz edema cerebral. Um antagonista do receptor AVP é administrado através de um...

Entrega intravenosa de bloqueadores de receptores para reduzir o edema cerebral em um modelo de camundongo

Monitorização da perfusão cerebral foi demonstrada para melhorar a precisão em modelos de isquemia AVC. Dificuldades técnicas, muitas vezes limitam o uso desta ferramenta essencial para a pesquisa vascular cerebral. Neste vídeo, um sistema optimizado é mostrado para obter um controlo único ou multi-local hemodinâmicas durante a oclusão da artéria cerebral média intraluminal em ratos.

Sistema otimizado para Monitorização de perfusão cerebral no modelo do rato do curso de oclusão da artéria cerebral média intraluminal

Cérebro células mielóides caracterização de acidente vascular cerebral pode ser realizada por estereologia usando o método de fraccionamento da óptica, ou por uma análise de citometria de fluxo de suspensões cérebro leucócitos. Ambos são técnicas úteis para realizar uma distinção fenotípica acurada dos principais subpopulações de células mielóides encontrados no cérebro isquêmico.

Estereológica e Citometria de Fluxo Caracterização de Leucócitos subpopulações em modelos de transitórias ou permanentes Cerebral Isquemia

Este protocolo descreve o pré-condicionamento hipóxico repetitivo ou breves exposições à hipóxia sistêmica que reduzem os volumes de infarto e a ruptura da barreira hematoencefálica após oclusão transitória da artéria cerebral média em camundongos. Ele também detalha a quantificação dupla do volume do infarto e da ruptura da barreira hematoencefálica após o AVC para avaliar a eficácia da proteção neurovascular.

Quantificação de Proteção Neurovascular sequência repetitiva Hypoxic Pré-condicionamento e Transient Oriente oclusão da artéria cerebral em ratos

Descrevemos um modelo de camundongo de AVC induzido pela oclusão da artéria cerebral média usando uma sutura revestida de silicone. O protocolo pode ser aplicado para induzir oclusão permanente ou isquemia temporária, seguida de reperfusão.

Indução de Acidente Vascular Cerebral Isquêmico e isquemia-reperfusão em ratos usando a técnica de oclusão da artéria Oriente e Visualização de infarto Área

O objetivo geral deste procedimento é fornecer uma técnica altamente reprodutível para avaliação na vivo do rompimento da barreira hemato - encefálica em modelos do rato de acidente vascular cerebral isquêmico.

Uma avaliação In Vivo do rompimento da barreira hemato - encefálica em um modelo do rato de acidente vascular cerebral isquêmico

Aqui nós apresentamos um protocolo para induzir a depressão do borne-curso nos ratos obstruindo a artéria cerebral média através da artéria carotídea interna. Utilizamos o teste de nadada forçada de Porsolt e o teste de preferência de sacarose para confirmar e avaliar o humor depressivo induzido.

Uma técnica de oclusão da artéria cerebral média para induzir A depressão pós-AVC em ratos

O objetivo deste estudo é estabelecer e validar um modelo animal para pesquisa nos estágios de recuperação e sequela da isquemia cerebral testando infarto cerebral e função sensóriomotor após oclusão/refusão da artéria cerebral média (MCAO/R) após 1-90 dias em ratos.

Um modelo pré-clínico para avaliar a recuperação do cérebro após acidente vascular cerebral agudo em ratos

O protocolo aqui apresentado mostra uma técnica para criar um modelo de roedor de lesão cerebral. O método descrito aqui usa irradiação a laser e tem como alvo o córtex motor.

Lesão cerebral induzida por laser no córtex motor de ratos

Aprenda a medir edema cerebral, zona de infarto e permeabilidade da barreira hematoencefálica em amostras únicas de cérebro de roedores. Este método otimiza recursos e aprimora a compreensão da fisiopatologia do acidente vascular cerebral isquêmico.

Medição de edema cerebral pós-acidente vascular cerebral, zona de infarto e quebra da barreira hematoencefálica em um único conjunto de amostras cerebrais de roedores (Vídeo) | JoVE Journal

Medição de edema cerebral pós-acidente vascular cerebral, zona de infarto e quebra da barreira hematoencefálica em um único conjunto de amostras cerebrais de roedores

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