Name: Uso de um vaporizador anestésico integrado de baixo fluxo, ventilador e sistema de monitoramento fisiológico para roedores (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-07-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 57 s
Description: Aprenda a administrar anestesia segura em camundongos usando um sistema digital de baixo fluxo com ventilador integrado e monitoramento fisiológico. Este método reduz desperdício de gás e exposição do pessoal.

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Os autores não têm reconhecimentos.

Todos os estudos em animais foram aprovados pelo Comitê de Cuidados e Uso de Animais purdue.
1. Instalação do vaporizador de baixo fluxo
<ol><li>Entrega de isoflurane ou sevoflurano<ol>
<li>Selecione uma fonte de gás transportador. Para utilizar a bomba de ar interna, remova a tampa vermelha da porta de entrada na parte de trás do sistema, permitindo que o sistema ingestão de ar da sala. Para usar gás comprimido, use um regulador de pressão ou redutor de pressão definido para 15 PSI e conecte-se à porta de gás comprimido na parte de trás do sistema.</li>
		<li>Conecte o recipiente de carvão à porta de escape.</li>
		<li>Conecte o Conector do Acessório às portas Inspiratory e Expiratory na parte frontal do sistema. Conecte a câmara de indução a ramos com clipes azuis e o cone do nariz a ramos com clipes brancos(Figura 1).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para ventilação mecânica<ol>
<li>Conecte o tubo do conector de intubação aos clipes amarelos codificados(Figura 2).</li>
		<li>Calibrar o ventilador realizando uma calibração no espaço morto. A partir da tela de ventilação, configuraçãode toque e, em seguida, Calib & Testes. Selecione a calibração do deadspace e pressione o Disce B.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para oximetria de pulso<ol>
<li>Conecte o sensor à porta na parte de trás do sistema, rotulado MouseSTAT.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para o aquecimento<ol>
<li>Conecte a almofada de aquecimento à porta 'Pad Power' na parte frontal do sistema.</li>
		<li>Conecte um sensor à porta "Body Sensor" e o outro à porta 'Pad Sensor'. Fixar o sensor pad na almofada de aquecimento.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Configure as configurações
<ol><li>Para anestesia<ol>
<li>Poder no sistema de anestesia. Da tela de execução anest, touch set Up.</li>
		<li>Escolha o agente anestésico. Toque no Tipo Aneste, em seguida, gire o Dial B para selecionar Isoflurane ou Sevoflurane.</li>
		<li>Ajuste o tamanho da seringa. Toque no tamanho da seringae, em seguida, gire o Mostrador B para selecionar um tamanho.</li>
		<li>Toque de volta para retornar à tela de corrida mais anest.</li>
		<li>Usando o adaptador de tampa da garrafa, encha a seringa com anestésico.</li>
		<li>Conecte a seringa ao sistema de anestesia. Toque em Remover para mover o bloco de empurrador para trás, se necessário.</li>
		<li>Prime a seringa. Toque e segure Prime para mover o bloco de empurrador para a frente até que o bloco de empurrador toque na parte superior do êmbolo da seringa. Girar B enquanto segura o botão Prime regula a velocidade do bloqueio do empurrador.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para ventilação mecânica<ol>
<li>Toque na guia Tela de execução de ventilação e, em seguida, configure.</li>
		<li>Toque o Peso Corporal e digite o peso do animal.</li>
		<li>Toque em Prioridade para escolher ventilação controlada por volume ou pressão. A configuração de peso corporal define automaticamente a taxa respiratória adequada e os volumes das marés.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para oximetria de pulso<ol>
<li>Toque na guia Oxi Run Screen e, em seguida, configure.</li>
		<li>Toque no RH e gire o Dial B para definir a leitura mínima permitida da frequência cardíaca. Predefinições estão disponíveis.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para o aquecimento<ol>
<li>Da tela de corrida quente, configuraçãode toque . Escolha um método de aquecimento e ajuste de temperatura de destino.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Inicie a entrega de anestesia
<ol><li>Anestesiar o rato<ol>
<li>A partir da tela Anest Run,toque em Iniciar a Indução para iniciar o fluxo de ar. A taxa de fluxo de indução padrão é de 500 mL/min. O mostrador de giro A ajusta a taxa de fluxo conforme necessário.</li>
		<li>Coloque o mouse na câmara de indução, fechando a tampa firmemente. Ajuste o mostrador de concentração do agente anestésico para 3% para isoflurane.</li>
		<li>Monitore até que o rato alcance o plano anestésico desejado, determinado por uma diminuição na taxa de respiração e uma perda de reflexo de retração quando a câmara é derrubada. Ajuste o mostrador de concentração do agente anestésico conforme necessário.</li>
		<li>Uma vez que o animal tenha perdido o reflexo de redoeamento e seja suficientemente anestesiado, toque em Stop Induction.</li>
		<li>Se desejar, toque na Câmara flush para esvaziar a câmara de gás anestésico residual.</li>
		<li>Abra os grampos que levam ao cone do nariz e feche os grampos que levam à câmara.</li>
		<li>Toque no cone do nariz. A configuração de peso corporal determina a taxa de fluxo do cone do nariz, embora possa ser ajustada manualmente girando o Mostrador A.</li>
		<li>Encaixe imediatamente o cone do nariz e centralizar o animal na almofada de aquecimento infravermelho.</li>
		<li>Insira o sensor animal como uma sonda retal.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Iniciar a ventilação mecânica
<ol><li>Entubar o animal.<ol>
<li>Transfira o animal para a fase de intubação mantendo o animal anestesiado.</li>
		<li>Suspenda o animal de seus incisivos superiores usando um fio fixado no estágio de intubação vertical(Figura 3).</li>
		<li>Desloque suavemente a língua do animal para o lado e visualize a traqueia usando as luzes fornecidas no kit de entubação.</li>
		<li>Insira cuidadosamente o tubo traqueal e verifique a colocação correta conectando a bexiga de ar pequena ao tubo e verificando se os pulmões inflam.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Conecte o tubo endotraqueal à tubulação de ventilação.</li>
	<li>Toque no Cone do Nariz do Toquee, em seguida, toque no Ventilador de Partida. NOTA: A configuração de peso corporal determina automaticamente a taxa de respiração adequada e os volumes das marés. Para realizar a ventilação controlada por pressão, ajuste a pressão inspiratória alvo entre 15-18 cm H2O. Faça ajustes nas configurações do ventilador conforme necessário nos protocolos cirúrgicos.</li>
</ol>5. Inicie o monitoramento fisiológico
<ol><li>Coloque o sensor sobre a pata traseira do animal(Figura 4). O Oximetro de Pulso começará a ler HR e SpO2 automaticamente. Toque na guia de tela Oxi Run para visualizar dados de oximetria de pulso.</li>
</ol>

<ol><li>El-Attar, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guided+isoflurane+injection+in+a+totally+closed+circuit%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Guided isoflurane injection in a totally closed circuit.</a> Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).</li>
<li>Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+computer-controller+closed+anaesthetic+breathing+system%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">A computer-controller closed anaesthetic breathing system.</a> Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).</li>
<li>Lowe, H. J., Cupic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dose-regulated+automated+anesthesia+%28Abstract%29%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Clinical+Pharmacologyl%22%5BJournal%5D)">Dose-regulated automated anesthesia (Abstract).</a> British Journal of Clinical Pharmacologyl. 12 (2), 281-282 (1971).</li>
<li>Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Uptake+of+desflurane+during+anaesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Uptake of desflurane during anaesthesia.</a> Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).</li>
<li>Weingarten, M., Lowe, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+circuit+injection+technic+for+syringe-measured+administration+of+methoxyflurane%3A+a+new+dimension+in+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+%26+Analgesia%22%5BJournal%5D)">A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia.</a> Anesthesia & Analgesia. 52 (4), 634-642 (1973).</li>
<li>Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+device+to+reduce+the+consumption+of+a+halogenated+anaesthetic+agent%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent.</a> Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).</li>
<li>Kelly, J. M., Kong, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accuracy+of+ten+isoflurane+vaporisers+in+current+clinical+use%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use.</a> Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).</li>
<li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NARCOBIT+-+A+newly+developed+inhalational+anesthesia+system+for+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Animals%22%5BJournal%5D)">NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice.</a> Experimental Animals. 56 (2), 131-137 (2007).</li>
<li>Soro, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+accuracy+of+the+anesthetic+conserving+device+%28Anaconda%29+as+an+alternative+to+the+classical+vaporizer+in+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+%26+Analgesia%22%5BJournal%5D)">The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia.</a> Anesthesia & Analgesia. 111 (5), 1176-1179 (2010).</li>
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<li>Ambrisko, T. D., Klide, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+isoflurane+and+Sevoflurane+vaporizers+over+a+wide+range+of+oxygen+flow+rates%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Veterinary+Research%22%5BJournal%5D)">Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates.</a> American Journal of Veterinary Research. 67 (6), 936-940 (2006).</li>
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<li>Mapleson, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+elimination+of+rebreathing+in+various+semiclosed+anaesthetic+systems%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems.</a> British Journal of Anaesthesia. 26 (5), 323-332 (1954).</li>
<li>Chakravarti, S., Basu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modern+Anaesthesia+Vapourisers%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+Journal+of+Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Modern Anaesthesia Vapourisers.</a> Indian Journal of Anaesthesia. 57 (5), 464-471 (2013).</li>
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<li>Thomas, J., Lerche, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aThomas%2C+J+%22Anesthesia+and+Analgesia+for+Veterinary+Technicians%2C+4th+ed%22">Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians, 4th ed</a>. 335, Mosby. St. Louis, MI. (2011).</li>
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</ol>

Este projeto foi apoiado com equipamentos e financiamento pela Kent Scientific Corporation. Os autores Krista Bigiarelli e Dave FitzMiller são funcionários da Kent Scientific Corporation que fabrica equipamentos usados neste artigo. A publicação de acesso aberto deste artigo é patrocinada pela Kent Scientific Corporation.

Este sistema digital de anestesia de baixo fluxo integra sistemas de anestesia, ventilação, aquecimento e monitoramento fisiológico em um único equipamento. Além disso, o sistema contém uma bomba interna, permitindo que ela desenhe ar ambiente para uso como gás transportador, eliminando a necessidade de uma fonte de gás comprimido.
Neste procedimento, o sistema é usado como um único equipamento para substituir um vaporizador anestésico, ventilador mecânico, oxímetro de pulso e almofada de aquecimento. Anteriormente, demonstramos a entrega anestésico a uma vazão de 100mL/min2. As configurações da taxa de fluxo são fundamentais para esta técnica de entrega anestésico, pois a taxa de fluxo controla diretamente o volume de anestésico líquido utilizado. Também demonstramos anteriormente como o uso de baixas taxas de fluxo economiza líquido anestésico1,2. Quando um vaporizador tradicional é conectado a um ventilador mecânico, o vaporizador deve funcionar continuamente enquanto o respirador inleta amostras do fluxo de gás. No caso do vaporizador digital com ventilador integrado, apenas o gás necessário para ventilação é a saída pelo ventilador. Isso reduz os custos associados ao líquido anestésico, gases portadores e filtros de carvão.
Embora existam muitas vantagens em usar um vaporizador digital de baixo fluxo, há limitações também. Este sistema foi projetado para operar a baixas taxas de fluxo ideais para roedores e outros pequenos mamíferos, mas não fornece anestesia acima das taxas de fluxo de 1000 mL/min. Este sistema em particular é, portanto, adequado apenas para pequenas espécies animais. O oxímetro de pulso integrado inclui um sensor apenas para uso de patas. O sensor não é recomendado para uso na cauda, o que pode ser uma limitação para certos procedimentos cirúrgicos. Além disso, enquanto a taxa de respiração pode ser monitorada através deste sistema através do sensor de patas, pode ser difícil obter gravações respiratórias consistentes durante um longo período de tempo. Finalmente, ao contrário de um vaporizador tradicional, este sistema digital requer eletricidade. As baterias estão disponíveis para uso em casos em que a energia elétrica não está disponível ou em caso de queda de energia, podendo alimentar o sistema através de várias horas de uso.
Esta configuração e protocolo demonstram o uso seguro e eficaz de um sistema de anestesia digital de baixo fluxo com módulos integrados de ventilação e monitoramento fisiológico. Esta configuração será útil para quaisquer laboratórios com espaços limitados de banco, ou onde não é viável abrigar vários equipamentos e tubos perto de um campo cirúrgico. Há inúmeros benefícios para um sistema all-in-one, incluindo a eliminação de tanques de gás comprimido e equipamentos de monitoramento fisiológico separados. No geral, esse sistema integrado poderia ser considerado por grupos onde o uso de um vaporizador tradicional não é o ideal.

Pesquisas envolvendo modelos animais muitas vezes exigem equipamentos especializados de coleta de dados. Existem dois tipos comuns de vaporizador anestésico comumente usado para cirurgias de pequenos animais. Os vaporizadores anestésicos tradicionais dependem da vaporização passiva de anestésicos voláteis à base da pressão atmosférica e do fluxo de gás1,2,3,4,5,6,7,8,9,10. Eles são projetados para operar a taxas de fluxo de 0,5 L/min a 10 L/min, tornando-os ideais para grandes modelos animais11.
Recentemente demonstramos os efeitos de um vaporizador digital de baixo fluxo em comparação com um vaporizador tradicional12,13. O sistema de anestesia digital de baixo fluxo pode ser usado para manter um animal em um cone de nariz a taxas de fluxo muito baixas de 1,5-2,2 vezes o volume minuto do animal14,15,16.
Há inúmeros benefícios em usar um sistema de anestesia digital. Ele incorpora uma bomba embutida, que se desenha no ar ambiente para usar como gás transportador. Isso permite que o usuário administre anestesia sem o uso de gás comprimido. Estudos recentes17,18 sugeriram que o uso de ar em vez de oxigênio como gás transportador pode ser benéfico para muitos procedimentos.
Os recursos de monitoramento e aquecimento fisiológico também podem ser instalados no sistema digital de anestesia de baixo fluxo. Na maioria das instituições, o aquecimento animal e o monitoramento fisiológico são exigidos pelos Comitês Institucionais de Cuidado e Uso de Animais19,20,21,22. Estudos comparando os efeitos fisiológicos dos agentes anestésicos têm mostrado uma depressão drástica da temperatura corporal, função cardíaca e função respiratória23,24,25. Colocar o animal em uma almofada de aquecimento para monitorar e manter uma temperatura corporal normal é frequentemente necessário. Existem muitos métodos de aquecimento animal disponíveis, como aquecedores de água morna, almofadas elétricas de aquecimento e lâmpadas de calor, mas cada um deles tem desvantagens significativas. Em estudos comparando diferentes métodos de aquecimento animal, o aquecimento infravermelho distante tem sido o mais benéfico26. O vaporizador digital inclui o aquecimento infravermelho homeomérmico para manter uma temperatura corporal animal específica. Isso elimina as necessidades de quaisquer controladores adicionais de almofada de aquecimento.
Além de monitorar a temperatura corporal, a oximetria de pulso é um método popular de monitoramento da frequência cardíaca do animal e saturação de oxigênio. Este método não invasivo é simples, preciso e fornece uma avaliação geral da capacidade do animal de regular os níveis de oxigenação sanguínea. Um sensor de pata para oximetria de pulso pode ser conectado ao sistema de anestesia, como já demonstramosanteriormente 2.
A ventilação mecânica é frequentemente necessária quando o animal está em períodos mais longos de anestesia, ou sempre que o padrão de respiração do animal precisa ser controlado. O vaporizador digital de baixo fluxo tem a capacidade de fornecer respirações controladas tanto no controle de pressão quanto no volume. Um ventilador integrado elimina a necessidade de um ventilador externo e os requisitos de configuração de tubulação em excesso.
Como todos esses monitores e recursos comuns são combinados em um único equipamento, a configuração do tubo é substancialmente simplificada. O objetivo deste protocolo é demonstrar a configuração e o uso de um sistema de anestesia digital all-in-one.

<table><tbody><tr><td>Kit de Intubação</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>ETM-MSE</td><td>Inclui estágio de intubação, tubo de intubação, luz LED</td></tr><tr><td>Inalação de Líquido de Isoflurano 99,9%</td><td>Henry Schein, Inc.</td><td>Garrafa de</td><td>vidro 1182097 250mL</td></tr><tr><td>MouseSTAT Oxímetro de pulso</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-03</td><td>integrado ao</td></tr><tr><td>tanque de oxigênio</td> SomnoSuite <td>Indiana Oxygen Company</td><td>23-160246</td><td>Grau médico O2 99%</td></tr><tr><td>Ventilador automático RoVent</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-04</td><td>integrado ao SomnoSuite</td></tr><tr><td>SomnoSuite Low Flow Digital Sistema de Anestesia</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-01</td><td>Inclui controle de aquecimento homeotérmico RightTemp, pad e sensores de temperatura</td></tr><tr><td>Kit Inicial de Mouse SomnoSuite</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-MSEKIT</td><td>Inclui cone de nariz, seringas, câmara de indução e recipiente de carvão</td></tr></tbody></table>

uso de um vaporizador anestésico integrado de baixo fluxo, ventilador e sistema de monitoramento fisiológico para roedores

Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Vaporizadores digitais de baixo fluxo geralmente utilizam uma bomba de seringa para administrar diretamente anestésicos voláteis em um fluxo de gás transportador. De acordo com as recomendações de bem-estar animal, os animais são aquecidos e monitorados durante os procedimentos que requerem anestesia. Equipamentos comuns de anestesia e monitoramento fisiológico incluem tanques de gás, vaporizadores e estandes anestésicos, controladores e almofadas de aquecimento, ventiladores mecânicos e oxímetros de pulso. Um computador também é necessário para a coleta de dados e para executar software de equipamento. Em espaços menores ou ao realizar o trabalho de campo, pode ser desafiador configurar todo este equipamento em espaço limitado.
O objetivo deste protocolo é demonstrar as melhores práticas para o uso de um vaporizador digital de baixo fluxo usando oxigênio comprimido e ar ambiente, juntamente com um ventilador mecânico integrado, oxímetro de pulso e aquecimento infravermelho distante como uma anestesia all-inclusive e suíte de monitoramento fisiológico ideal para roedores.

Dez semanas de idade, machos, camundongos tipo selvagem C57Bl6j pesando 25,41 ± 0,8 g foram utilizados para este estudo. Os camundongos foram anestesiados e mantidos em um cone de nariz ou entubados e mantidos em um ventilador mecânico integrado com isoflurane de 1,5-2,5% enquanto a frequência cardíaca e a saturação de oxigênio foram monitoradas. Os animais foram agrupados em microsolação e forneceram livre acesso à comida de roedores padrão e água por garrafa.
A frequência cardíaca e a SpO2 foram monitoradas durante a manutenção via oximetria de pulso(Figura 5, Figura 6e Figura 7, A temperatura corporal foi mantida em 36,5-37,5 °C através de uma almofada de aquecimento infravermelha e lâmpada de calor. Os animais ventilados receberam entrega contínua de isoflurane durante o procedimento de intubação via suporte de intubação com cone integrado do nariz. Cada rato foi ventilado ou mantido com sucesso em um cone de nariz a baixas taxas de fluxo não superiores a 141 mL/min de ar de quarto (RA) ou oxigênio (O2) por 15 minutos. As frequências cardíacas dos animais e a saturação de oxigênio no sangue permaneceram estáveis, com poucas mudanças significativas em qualquer medição para todos os grupos. O SpO2 permaneceu entre 82-99% para todos os grupos, enquanto a temperatura corporal foi mantida entre 36,5-37,5 °C. Observamos que tanto a posição do pulso-oxímetro quanto a temperatura corporal influenciaram as medidas de SpO2. Se observamos uma leitura inválida do oxímetro de pulso, ajustamos a colocação do sensor e do nível de aquecimento para manter a temperatura do corpo do núcleo estável.
Foi realizada uma ANOVA bidirecional com correção de Bonferroni para determinar a significância dos dados na Figura 5, Figura 6 e Figura 7. Um valor pinferior a 0,05 foi considerado significativo.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig01.jpg"> Figura 1: Diagrama de configuração de tubulação para indução anestésico e manutenção do cone do nariz. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig01large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig02.jpg"> Figura 2: Diagrama de configuração de tubo para indução anestésico, intubação e ventilação. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig02large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig03.jpg"> Figura 3: Os camundongos receberam entrega contínua de isoflurane durante o procedimento de intubação através de um suporte de intubação com um cone integrado do nariz. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig03large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig04.jpg"> Figura 4: Colocação integrada do sensor de oxímetro de pulso sobre a pata traseira. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig04large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig05.jpg"> Figura 5: A frequência cardíaca média ao longo de 15 minutos ± SD com ar de quarto (RA) ou 100% oxigênio (O2) fornecido através do cone do nariz ou ventilado através do tubo traqueal (n=5/grupo). Não foi observada diferença significativa entre os grupos. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig05large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig06.jpg"> Figura 6: Valores da frequência cardíaca (bpm) registrados após indução anestésico inicial com o sistema de anestesia de baixo fluxo. Valores médios da frequência cardíaca calculados a partir de intervalos de tempo de 30 segundos durante um período de 15 minutos. Cada ponto de dados representa ± média de todos os animais de cada grupo (n=5). Não foram observadas alterações significativas na frequência cardíaca durante o período de 15 minutos em qualquer grupo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig06large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig07.jpg"> Figura 7: Os níveis de saturação de oxigênio tecidual (%) após indução anestésico inicial com o sistema de anestesia de baixo fluxo. Valores médios de SpO2 calculados a partir de intervalos de tempo de 30 segundos durante um período de 15 minutos. Cada ponto de dados representa ± média de todos os animais de cada grupo (n=5). Não foram observadas alterações significativas na SpO2 durante o período de 15 minutos em qualquer grupo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig07large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

Aqui, apresentamos um protocolo para administrar com segurança e eficácia gás anestésico em camundongos usando um sistema de anestesia digital de baixo fluxo com módulos integrados de ventilação e monitoramento fisiológico.

Uso de um vaporizador anestésico integrado de baixo fluxo, ventilador e sistema de monitoramento fisiológico para roedores

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

Este protocolo destaca os melhores usos para um conjunto completo de anestesia e monitoramento fisiológico que inclui um vaporizador eletrônico de baixo fluxo, um ventilador integrado, um oxímetro de pulso e uma almofada de aquecimento de infravermelho distante. Essa metodologia é útil para qualquer instalação com espaço limitado de bancada ou laboratório. Um sistema tudo-em-um também elimina a necessidade de tanques de gás comprimido e equipamentos de monitoramento fisiológico separados.Demonstrando o procedimento estará Luke Schepers, um estudante de doutorado em Engenharia Biomédica na Purdue University. Para configurar o vaporizador de baixo fluxo, selecione uma fonte de gás de arraste e remova a tampa vermelha da porta de entrada na parte traseira do sistema para permitir que o sistema absorva o ar ambiente. Se estiver usando uma fonte de gás comprimido, use um regulador de pressão e um redutor de pressão ajustados para 15 libras por polegada quadrada.E conecte o dispositivo à porta de gás do compressor na parte traseira do sistema. Conecte o recipiente de carvão à porta de exaustão. E conecte o conector acessório às portas inspiratória e expiratória na parte frontal do sistema.Conecte a câmara de indução aos galhos com clipes azuis e o cone do nariz aos galhos com clipes brancos. Para configurar o ventilador integrado, conecte a tubulação do conector de intubação aos galhos com os clipes amarelos. Para calibrar o espaço morto do ventilador na tela Vent Run, toque em Configuração e calibração e testes, selecione Medir espaço morto e pressione Discar B.To configurar o oxímetro de pulso integrado, conecte o sensor da porta de estatísticas do mouse na parte traseira do sistema.Para configurar a almofada de aquecimento de infravermelho distante, conecte a almofada de aquecimento à porta de alimentação da almofada na parte frontal do sistema. Em seguida, conecte um sensor à porta do sensor do corpo e o outro à porta do sensor da almofada e prenda o sensor da almofada à almofada de aquecimento. Para definir as configurações do sistema para administração de anestesia na tela de execução do Anest, toque em Configuração e selecione o agente anestésico.Toque, digite anest e gire o Dial B para selecionar isoflurano ou sevoflurano. Para definir este tamanho de seringa, toque em Tamanho da seringa e gire o botão B para selecionar um tamanho. Toque em Voltar para retornar à tela Anest Run e use o adaptador da tampa do frasco para encher a seringa com anestésico.Conecte a seringa ao sistema de anestesia e toque em Remover para mover o bloco empurrador para trás, conforme necessário. Para preparar a seringa, pressione e segure o primer para mover o bloco empurrador para frente até que o bloco toque a parte superior do êmbolo da seringa. Para configurar a ventilação mecânica, abra a guia Vent Run Screen e pressione Setup.Pressione Peso corporal e insira o peso do animal. Em seguida, pressione Prioridade para selecionar a ventilação controlada por volume ou pressão. A frequência respiratória e os volumes correntes apropriados serão ajustados automaticamente.Para definir os parâmetros de oximetria de pulso, abra a guia Oxy run screen e pressione Setup. pressione Minimum HR e gire o Dial B para definir a leitura mínima permitida da frequência cardíaca. Para definir os parâmetros de aquecimento na tela de execução a quente, pressione Configuração e selecione um método de aquecimento e uma configuração de temperatura alvo.Para anestesiar o mouse a partir da tela de execução do Anest, toque em Indução para iniciar o fluxo de ar. A vazão de indução padrão é de 500 mililitros por minuto. Gire o botão A para ajustar a taxa de fluxo conforme necessário.Coloque o mouse na câmara de indução e feche bem a tampa. Ajuste o botão de concentração do agente anestésico para 3% para isoflurano. A vazão de indução padrão é de 500 mililitros por minuto.Gire o botão A para ajustar a taxa de fluxo conforme necessário. Pressione Entregar para iniciar a administração do anestésico. Quando o animal estiver suficientemente anestesiado, toque em Indução novamente e, em seguida, Lave a câmara para reduzir o gás anestésico residual na câmara.Abra os clipes que levam ao cone do nariz e feche os clipes que levam à câmara. Toque no cone do nariz para iniciar o fluxo de ar e encaixe imediatamente o cone do nariz no animal. Centralize o animal na almofada de aquecimento infravermelho e insira o sensor do animal como uma sonda retal para controlar a temperatura corporal.Para iniciar a ventilação mecânica, coloque o animal anestesiado na etapa de intubação e utilize um fio fixado na etapa de intubação vertical para suspender o animal de seus incisivos superiores. Exibe suavemente a língua do animal para o lado e usa as luzes fornecidas no kit de inovação para visualizar a traqueia. Insira cuidadosamente o tubo endotraqueal.O posicionamento correto pode ser verificado conectando uma pequena bexiga de ar ao tubo e verificando a inflação pulmonar. Toque em Parar cone do nariz para interromper o fluxo de ar, feche os clipes no cone do nariz e abra os clipes na tubulação de ventilação. Conecte o tubo endotraqueal ao tubo de ventilação e toque em Iniciar ventilador para iniciar a ventilação.Para iniciar o monitoramento fisiológico, prenda levemente o sensor em uma pata traseira do animal, o oxímetro de pulso começará automaticamente a ler a frequência cardíaca e a saturação de oxigênio no sangue. Toque na guia Tela de execução do Oxy para view os dados de oximetria de pulso. A frequência cardíaca e a saturação de oxigênio no sangue podem ser monitoradas durante a manutenção por meio da simetria de pulso.Nesta análise representativa, as frequências cardíacas e a saturação de oxigênio no sangue do animal permaneceram estáveis, com poucas alterações significativas observadas em ambas as medições para todos os grupos. E com a saturação de oxigênio no sangue permanecendo entre 82 a 99%Esta técnica permite que os pesquisadores administrem anestesia com taxas de fluxo mais baixas e sem a necessidade de gás comprimido. Taxas de fluxo mais baixas levam a menos desperdício de gás e menos exposição para o pessoal de pesquisa.

use-an-integrated-low-flow-anesthetic-vaporizer-ventilator

Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Medidas repetidas de fisiologia respiratória dos roedores e amostragem de células inflamatórias nas vias aéreas são desejáveis, mas geralmente não é viável. Aqui nós descrevemos um método repetitivo para entubar camundongos por via oral, que permite medições repetidas de hiper-reatividade das vias aéreas e amostragem de células inflamatória das vias aéreas.

A reversível, método não-invasivo para medições de Resistência das Vias Aéreas e Amostragem Líquido da Lavagem Broncoalveolar em Ratos

O presente protocolo fornece uma descrição passo-a-passo detalhado dos procedimentos necessários para a execução de medidas de mecânica do sistema respiratório, bem como a avaliação da capacidade de resposta das vias aéreas à metacolina inalada em ratos utilizando a técnica de oscilações forçadas (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc , Canadá).

Avaliação da mecânica respiratória em ratos usando a técnica de oscilações forçadas

A perda do reflexo de endireitamento serviu durante muito tempo como um substituto do comportamento padrão para a inconsciência, também chamado de hipnose, em animais de laboratório. As alterações na sensibilidade do anestésico volátil decorrentes de intervenções farmacológicas pode ser detectado com um sistema de avaliação controlada cuidadosamente de alto rendimento, que pode ser adaptado para a entrega de qualquer terapêutico inalado.

Avaliar as alterações na volátil Geral Anestésica Sensibilidade de Ratos após intervenção farmacológica local ou sistêmica

Ex-Vivo perfusão pulmonar (PPEV) tem permitido o transplante de pulmão em seres humanos para se tornar mais facilmente disponível, permitindo que a capacidade de avaliar órgãos e expandir o grupo de dadores. Aqui, descrevemos o desenvolvimento de um programa PPEV rato e aperfeiçoamentos que permitem um modelo reprodutível para expansão futura.

Método de Isolado<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Perfusão pulmonar em um modelo de rato: Lições aprendidas com o desenvolvimento de um Programa PPEV Rat

Este manuscrito descreve um protocolo detalhado para a recolha de dados de pressão-volume do mouse.

Medição do volume Pressão Loops no mouse

Aqui, apresentamos um protocolo para administrar gás anestésico de forma mais segura e eficiente a camundongos usando um sistema de anestesia digital de baixo fluxo utilizando um vaporizador de injeção direta acionado por seringa.

O uso de um baixo fluxo Sistema de Anestesia Digital para camundongos e ratos

Descrevemos um modelo de síndrome de angústia respiratória aguda induzida por ácido clorídrico (ARDS) em leitões que recebem sedação com agentes halogenados, isoflurano e sevoflurano, através de um dispositivo usado para sedação intensiva inalada. Este modelo pode ser usado para investigar os mecanismos biológicos de agentes halogenados em lesões pulmonares e reparos.

Entrega de agente halogenado em modelo suíno de síndrome de angústia respiratória aguda através de um dispositivo tipo unidade de terapia intensiva

O objetivo é desenvolver um novo modelo de perfusão pulmonar ex vivo (EVLP) em ratos que possa sustentar uma função pulmonar consistente por 4 h durante a EVLP e fornecer à indústria especificações de implementação que oferecerão um método robusto para aplicar EVLP a modelos de roedores.

Estabelecimento de um novo sistema de perfusão pulmonar ex vivo para pulmões de ratos após morte circulatória

A configuração proposta permite ventilação mecânica controlada e ressonância magnética do movimento 3D do tórax em camundongos e ratos. Usamos essa configuração para estudar a fisiopatologia subjacente à disfunção muscular respiratória induzida pela ventilação mecânica.

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Este estudo propõe uma abordagem de extubação estruturada adaptada a modelos de ventilação mecânica (VM) de ratos. A abordagem facilita uma transição suave da VM para a respiração espontânea, minimizando as complicações relacionadas à extubação. A padronização do desmame, do manejo das vias aéreas e dos cuidados pós-extubação aumenta a confiabilidade e a reprodutibilidade dos estudos experimentais.

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Aprenda a administrar anestesia segura em camundongos usando um sistema digital de baixo fluxo com ventilador integrado e monitoramento fisiológico. Este método reduz desperdício de gás e exposição do pessoal.

Uso de um vaporizador anestésico integrado de baixo fluxo, ventilador e sistema de monitoramento fisiológico para roedores

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