Name: Eletroencefalograma de vídeo contínuo durante hipoxia-isquemia em camundongos neonatais (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-06-11T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 29 s
Description: Aprenda a realizar eletroencefalograma de vídeo contínuo em camundongos neonatais durante hipoxia-isquemia. Esta técnica permite correlacionar achados eletrográficos com eventos comportamentais em modelos de encefalopatia neonatal.

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Reconhecemos as seguintes fontes de financiamento: NIH NINDS – K08NS101122 (JB), R01NS040337 (JK), R01NS044370 (JK), University of Virginia School of Medicine (JB).

Todos os estudos em animais foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC) da Universidade da Virgínia.
1. Construção de eletrodo/cabo
<ol><li>Use um fio de aço inoxidável isolado unipolar (0,005" de diâmetro nu, 0,008" revestido) para fazer um eletrodo conectado com um conector de soquete feminino (conector de recipiente feminino 0,079).</li>
	<li>Use um cabo feito sob medida para conectar os animais ao amplificador.<ol>
<li>Conecte um conector masculino de 4 pinos (conector masculino de 0,079") à unidade de 4 canais ganha impedância correspondente ao amplificador operacional (op-amp). Conecte um resistor de 10K aos fios que se conectam à bateria de 9 V. Um fio de terra não conectado ao op-amp atua como o ponto médio da bateria.</li>
		<li>Conecte uma extremidade do cabo (AWG, 0,012" OD) ao op-amp e conecte a outra extremidade do cabo ao amplificador.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Cirurgia de implantação de eletrodos
<ol><li>Anestesiar o filhote (pós-natal dia 9) com isoflurane de 4-5% em um capô de fluxo descendente. Antes do início do procedimento, injete os filhotes com bupivacaína (0,02-0,05 mL, 0,25% de infiltração local subcutânea).</li>
	<li>Uma vez que o animal esteja imóvel, transfira para um estágio estereotático com um cone de nariz. Use o lado inverso da barra de ouvido, pois ela é macia para manter a cabeça firme. Nesta idade, os filhotes não têm um ouvido totalmente desenvolvido para usar a extremidade pontiaguda da barra de ouvido.</li>
	<li>Abaixe o fluxo de isoflurane e mantenha-o em 2,5-3%. Fique de olho na respiração constante do filhote durante todo o procedimento cirúrgico. Aperte a cauda para verificar a resposta à dor e, em seguida, proceda à incisão.</li>
	<li>Esterilize a área de incisão no crânio com betadina e álcool (3 ciclos de iodo alternado e 70% de etanol). Drape a parte do corpo circundante de tal forma que a região de incisão é visível.</li>
	<li>Abra o couro cabeludo anterior-posterior ligeiramente acima dos olhos e retraia aproximadamente 0,5 cm de pele. Reposicione a cabeça do rato no estágio estereotaxico para que a pele puxe para fora expondo o crânio.</li>
	<li>Aplique peróxido de hidrogênio no crânio usando um cotonete e raspe o crânio limpo usando uma lâmina de bisturi. O crânio é muito macio; tenha cuidado ao raspar.</li>
	<li>Aplique uma gota (aproximadamente 50 μL) de adesivo e espalhe-a ao redor da área do crânio exposta usando seu aplicador. Exponha à luz UV por 40 s para definir o adesivo.</li>
	<li>Meça as coordenadas usando o bregma exposto como referência. Implante eletrodos bilateralmente na região ca1 do hipocampo [-3,5 mm Dorsal-Ventral (DV), ±2 mm Medial-Lateral (ML), -1,75 mm De profundidade (D)] e bilateralmente no córtex parietal [-1,22 mm DV, ±0,5 mm ML, -1 mm D] e um eletrodo de referência no cerebelo17. Use uma agulha de 32 G para criar um buraco na região marcada.</li>
	<li>Limpe o sangue da superfície do crânio. Eletrodos inferiores ligados ao conector do soquete feminino no cérebro com a ajuda do braço estereotaxic e fixação no lugar com acrílico dental. Implante o eletrodo no cérebro. O fone de ouvido do conector do soquete fica em cima do crânio colado por acrílico dentário.</li>
	<li>Injete cetoprofeno (5 mg/kg) subcutâneamente na região interescapular quando o eletrodo estiver fixo. Coloque os filhotes de volta com a mãe. NOTA: Introduza metade da ninhada com o fone de ouvido de uma vez para a mãe em vez de apresentá-los um de cada vez. Isso evitará que a mãe prejudique o fone de ouvido do filhote.</li>
</ol>3. Configuração e gravação do EEG (linha de base/pré-lesão)
<ol><li>Após 24 horas de recuperação após a implantação do eletrodo, coloque cada animal em uma câmara plexiglas personalizada (37 °C) para gravação de EEG. Esta câmara também servirá como uma câmara de hipóxia.</li>
	<li>Conecte filhotes na câmara a um sistema de monitoramento por vídeo-EEG através de um cabo flexível (cabo op-amp personalizado). NOTA: Com o fone de ouvido no lugar, os ratos são livremente móveis e não apresentam diferenças de comportamento. Uma vez fixados nos fios de eletrodo, os fios devem ser ajustados dentro da corda da câmara, a fim de fornecer a quantidade certa de folga para que o filhote possa se mover livremente por toda a câmara.</li>
	<li>Digitalize os dados do EEG a 1000 Hz com ganho de 1K usando um amplificador de grama. Revise o sinal EEG (filtro de passagem de banda entre 3-70 Hz) mais tarde usando software (por exemplo, LabChart Pro).</li>
	<li>Regisso EEG pré-lesão por 30 minutos antes de desconectar animais para procedimento de ligadura da artéria carótida.</li>
</ol>4. Ligamento da artéria carótida esquerda
<ol><li>Anestesiar o filhote (pós-natal dia 10) com isoflurane de 4-5% em um capô de fluxo descendente e colocá-los em configuração especialmente organizada em uma almofada de banho de água. Posicione o supino animal e proteja os membros dianteiros com fita adesiva.<ol>
<li>Reduza o fluxo de isoflurane para 2-3%. Belisque a cauda para obter resposta à dor e monitore a respiração durante todo o procedimento.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Esterilizar a área de incisão (entre a mandíbula e a clavícula) no lado esquerdo do pescoço com betadina e álcool (3 ciclos de iodo alternado e 70% de etanol).</li>
	<li>Faça uma incisão de aproximadamente 1 cm de comprimento no lado esquerdo do pescoço usando microscisores. Usando um microscópio dissecando, retraia cuidadosamente o tecido subcutâneo e a pele para expor a artéria carótida. Tome cuidado para identificar o nervo vago (correndo lateralmente para a artéria) e delicadamente separá-lo e retraí-lo da artéria.</li>
	<li>Rosqueie uma sutura de seda estéril de 5 cm de comprimento sob a artéria usando microforceps. Amarre uma sutura dupla ao redor da artéria para ocluir o fluxo.</li>
	<li>Corte o excesso de sutura e feche a artéria exposta puxando para trás o tecido subcutâneo e a pele. Use o vínculo veterinário para selar a incisão.</li>
	<li>Coloque o animal de volta no monitoramento contínuo do EEG em uma câmara em temperatura ambiente, que é colocada em um colchão aquecido. Faça verificações de temperatura infravermelha do núcleo do filhote para evitar abrir a câmara. Deixe o animal se recuperar por 1h antes da hipóxia.</li>
</ol>5. EEG e hipóxia
<ol><li>Monitore continuamente o FiO2 (fração de oxigênio inspirado) dentro da câmara através de um monitor de oxigênio.</li>
	<li>Lave a câmara com 60 L/min de 100% N2 e 0,415 L/min para 100% O2. Uma vez que a saturação de oxigênio na câmara atinja 12%, diminua o fluxo de N2 para 10 L/min, mantendo o fluxo de O2 inalterado. Com pequenos ajustes, mantenha o FiO2 em 8% por 45 min.</li>
	<li>Após 45 min de exposição à hipóxia, retorne fio2 a 21%.</li>
	<li>Que os filhotes se recuperem na câmara e monitorem no EEG por 2h pós-hipóxia.</li>
	<li>Após o término do período de gravação, desconecte os ratos da gravação do EEG e retorne à mãe.</li>
</ol>6. Análise de EEG
<ol><li>Analise o arquivo EEG com vídeo no LabChart Pro. Um pesquisador cego marca o EEG para convulsões e padrões de fundo17. As convulsões são definidas como um evento eletrográfico que dura mais de 10 segundos com descargas de ondas acentuadas rítmica de alta frequência (≥3x de base) com clara evolução17.</li>
	<li>Tenha uma segunda revisão de pesquisador cego marcado eventos aleatoriamente para concordância.</li>
	<li>Revise o vídeo associado para cada evento eletrográfico marcado e analise de acordo com o escore de convulsão comportamental do roedor neonatal16. Resumidamente, essa pontuação varia de 0-6 (imobilidade ao comportamento tônico-clonic grave). Para caracterizar ainda mais a semiologia convulsiva, analise o comportamento de lateralidade (movimentos multifoca/bilaterais versus focal/unilateral versus misto).</li>
	<li>Crie um espectrograma de energia. Use um Fast Fourier Transform com uma janela de dados Cosine-Bell com um tamanho de 1024 pontos de dados. Crie um eixo x liso no espectrograma com a ajuda de uma sobreposição de janela de 87,5%. Expresse a potência como μV218.</li>
</ol>

<ol><li>Vasudevan, C., Levene, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+and+aetiology+of+neonatal+seizures%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+Fetal+%26+Neonatal+Medicine%22%5BJournal%5D)">Epidemiology and aetiology of neonatal seizures.</a> Seminars in Fetal & Neonatal Medicine. , (2013).</li>
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<li>Shankaran, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Network+EKSNNR.+Childhood+outcomes+after+hypothermia+for+neonatal+encephalopathy%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Network EKSNNR. Childhood outcomes after hypothermia for neonatal encephalopathy.</a> New England Journal of Medicine. 366 (22), 2085-2092 (2012).</li>
<li>Pappas, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cognitive+outcomes+after+neonatal+encephalopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatrics%22%5BJournal%5D)">Cognitive outcomes after neonatal encephalopathy.</a> Pediatrics. 135 (3), 624-634 (2015).</li>
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<li>Rensing, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Longitudinal+analysis+of+developmental+changes+in+electroencephalography+patterns+and+sleep-wake+states+of+the+neonatal+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Longitudinal analysis of developmental changes in electroencephalography patterns and sleep-wake states of the neonatal mouse.</a> PLoS One. 13 (11), 1-17 (2018).</li>
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<li>Wu, D., Martin, L. J., Northington, F. J., Zhang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oscillating+gradient+diffusion+MRI+reveals+unique+microstructural+information+in+normal+and+hypoxia-ischemia+injured+mouse+brains%5BTitle%5D)+AND+%22Magnetic+Resonance+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">Oscillating gradient diffusion MRI reveals unique microstructural information in normal and hypoxia-ischemia injured mouse brains.</a> Magnetic Resonance in Medicine. 72 (5), 1366-1374 (2014).</li>
</ol>

Apresentamos um modelo para monitoramento contínuo de vídeo-EEG em camundongos neonatais durante convulsões hipoximic-isquêmicas. A análise de vídeo em conjunto com o EEG permite a caracterização da semiologia convulsiva. A análise do EEG permite a extração de espectrogramas de energia e análise de amplitude de fundo.
A colocação correta e cuidadosa de eletrodos é crucial neste protocolo, pois lesões durante a colocação de eletrodos ou colocação imprecisa podem afetar significativamente os res...

A encefalopatia isquêmica hipóxica (HIE) é uma condição que afeta 1,5 em 1000 recém-nascidos anualmente e é a causa mais comum de convulsões neonatais1,2. Os bebês que sobrevivem correm risco para várias deficiências neurológicas, como paralisia cerebral, deficiência intelectual e epilepsia3,4,5.
Os modelos animais desempenham um papel fundamental na compreensão e investigação da fisiopatologia da isquemia de hipóxia e convulsões neonatais6,7. Um modelo vannucci modificado é usado para induzir isquemia de hipóxia (OI) no pós-natal dia 10 (p10)7,8. Filhotes de rato dessa idade traduzem neurologicamente aproximadamente para o termo completo neonato humano9.
O monitoramento contínuo da eletroencefalografia por vídeo (EEG) utilizado em conjunto com este modelo de lesão permite maior compreensão e caracterização de convulsões isquêmicas hipoxicas neonatais. Estudos anteriores utilizaram vários métodos para análise de convulsões neonatais em roedores, incluindo gravações de vídeo, gravações limitadas de EEG e gravações de EEG de telemetria10,11,12,13,14,15,16. No manuscrito a seguir, discutimos em profundidade o processo de gravação contínua de EEG de vídeo em filhotes de camundongos durante a hipoxia-isquemia. Esta técnica de monitoramento contínuo de EEG em filhotes de camundongos neonatais pode ser aplicada a uma variedade de modelos de doenças e convulsões.

<table><tbody><tr><td>SURGERY</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aplicador de Ponta Esferográfica</td><td>Metrex Research</td><td>8300-F</td><td>aplicador i-bond</td></tr><tr><td>Cranioplast (Pó/Resina)</td><td>Coltene</td><td>H00383</td><td>Perm Reline/Power</td></tr><tr><td>I-Bond</td><td>Kulzer GmbH, Alemanha</td><td></td><td></td></tr><tr><td>LOOK Silk Suture</td><td>Especialidades Cirúrgicas Corporation</td><td>SP115</td><td>LOOK SP115 Seda Trançada Preta Sutura cirúrgica não absorvível</td></tr><tr><td>RS-5168 Pinça Botvin Roboz</td><td>Instrumento Cirúrgico</td><td>RS5168</td><td>Pinça para cirurgia/ligadura</td></tr><tr><td>RS-5138 Pinça Graefe</td><td>Roboz Instrumento Cirúrgico</td><td>RS5138</td><td>Pinça para cirurgia/ligadura</td></tr><tr><td>Luz UV para I-Bond</td><td>Blast Lite By First Media</td><td>BL778</td><td>Luz UV para I-bond</td></tr><tr><td>Vannas Microdissecting Scissor</td><td>Tesoura de instrumento cirúrgico</td><td>RS5618</td><td>de Roboz para ligação</td></tr><tr><td>Vet Bond</td><td>3M Vetbond</td><td>1469SB</td><td>Vet Glue</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>HYPOXIA</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hypoxidial</td><td>Starr Life Science</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sensor</td><td>de oxigênio Produtos médicos</td><td></td><td>MiniOxI- analisador de oxigênio/sensor para plataforma de hipóxia</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>EEG RECORDING</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Conector de receptáculo fêmea 0.079"</td><td>Mill-Max Manufacturing Corp</td><td>832-10-024-10-001000</td><td>Encomendado da Digikey</td></tr><tr><td>Amplificador de Grama</td><td>Natus Neurology Incorporated</td><td></td><td>Produto</td></tr><tr><td>de Grama LabChart Pro</td><td>ADI Instruments</td><td></td><td>Software para executar o sistema</td></tr><tr><td>Conector de Soquete Macho 0.079"</td><td>Mill-Max Manufacturing Corp</td><td>833-43-024-20-001000</td><td>Encomendado da Digikey</td></tr><tr><td>Operational Amplifier</td><td>Texas Instruments, Dallas, TX, USA</td><td>TLC2274CD</td><td>TLC2274 Quad Low-Noise Rail-to Rail Operational</td></tr><tr><td>Amplifier</td><td>Texas Instruments, Dallas, TX, USA</td><td>TLC2272ACDR</td><td>TLC2274 Quad Low-Noise Rail-to Rail Amplificador Operacional</td></tr><tr><td>Fio de Aço Inoxidável</td><td>A-M Systems</td><td>791400</td><td>0.005" Bare/0.008" Revestido 100 ft</td></tr><tr><td>Fio Ultra-Flexível</td><td>McMaster-Carr</td><td>9564T1</td><td>36 Fio de gaze de várias cores</td></tr></tbody></table>

eletroencefalograma de vídeo contínuo durante hipoxia-isquemia em camundongos neonatais

Continuous Video Electroencephalogram during Hypoxia-Ischemia in Neonatal Mice

A isquemia de hipóxia é a causa mais comum de convulsões neonatais. Modelos animais são cruciais para a compreensão dos mecanismos e fisiologia subjacentes às convulsões neonatais e à isquemia de hipóxia. Este manuscrito descreve um método de monitoramento contínuo de eletroencefalograma de vídeo (EEG) em camundongos neonatais para detectar convulsões e analisar o fundo do EEG durante a isquemia de hipóxia. O uso de vídeo e EEG em conjunto permite a descrição da semiologia da convulsão e a confirmação de convulsões. Este método também permite a análise de espectrogramas de energia e tendências de padrão de fundo EEG durante o período de tempo experimental. Neste modelo de isquemia de hipóxia, o método permite o registro de EEG antes da lesão para obter uma linha de base normativa e durante a lesão e recuperação. O tempo total de monitoramento é limitado pela incapacidade de separar filhotes da mãe por mais de quatro horas. Embora tenhamos utilizado um modelo de convulsões hipoxica-isquêmicas neste manuscrito, este método para monitoramento de vídeo neonatais poderia ser aplicado a diversos modelos de doenças e convulsões em roedores.

Semiologia convulsiva
A exposição à hipóxia neonatal resulta em convulsões generalizadas e focais em camundongos (Figura 1A-C). Gravações de EEG de vídeo permitem que achados eletrográficos sejam correlacionados ao comportamento em vídeo. Esses comportamentos foram pontuados utilizando-se um escore de apreensão comportamental de roedores neonatais (BSS)16. Além da BSS, categorizamos eventos com base em se o comport...

Este manuscrito descreve um método para gravações contínuas de EEG de vídeo usando eletrodos de profundidade múltiplos em camundongos neonatais submetidos à hipoxia-isquemia.

Eletroencefalograma de vídeo contínuo durante hipoxia-isquemia em camundongos neonatais

Hypoxia ischemia is the most common cause of neonatal seizures. Animal models are crucial for understanding the mechanisms and physiology underlying ...

A encefalopatia hipóxico-isquêmica é a causa mais comum de convulsões neonatais. Este modelo de camundongo de convulsões hipóxico-isquêmicas e videoeletroencefalografia contínua ou EEG pode ajudar a aprofundar nossa compreensão e caracterização das convulsões neonatais. Essa técnica facilita a aquisição de gravações de eletroencefalografia em vídeo de alta qualidade em um modelo de lesão neonatal e pode auxiliar em estudos futuros dos mecanismos de convulsões neonatais, resultados e testes terapêuticos.Demonstrando o procedimento estará Pravin Wagley. Um especialista de laboratório do meu laboratório. Para cirurgia de implantação de eletrodo.Depois de confirmar a falta de resposta ao reflexo da dor em um camundongo pós-parto anestesiado, coloque o camundongo em um estágio estereotáxico com um cone de nariz e use o verso da barra auricular para manter a cabeça firme. Esterilize a área da incisão no crânio com três esfoliantes alternados de betaína e etanol a 70% e use uma cortina fenestrada para cobrir o mouse, mantendo a região da incisão visível. Abra o couro cabeludo ântero-posterior ligeiramente acima dos olhos e retraia aproximadamente meio centímetro de pele.Reposicione a cabeça no estágio estereotáxico para que a pele se puxe para fora para expor o crânio e use um cotonete para aplicar peróxido de hidrogênio. Use uma lâmina de bisturi para raspar cuidadosamente o crânio. E aplique uma gota de adesivo de aproximadamente 50 microlitros no osso.Use o aplicador para espalhar o adesivo sobre o crânio e coloque o adesivo sob luz ultravioleta por 40 segundos. Quando o adesivo estiver endurecido, meça as coordenadas usando o bregma exposto como referência. E use uma agulha de calibre 32 para criar orifícios de eletrodo bilateralmente na região CA1 do hipocampo, bilateralmente no córtex parietal e no cerebelo.Limpe o sangue da superfície do crânio e use o braço estereotáxico para abaixar os eletrodos presos ao conector do soquete fêmea no cérebro. Implante cada eletrodo no cérebro e fixe os eletrodos no lugar com acrílico dental. Cole o fone de ouvido no crânio com acrílico dental adicional.Injete subcutaneamente cinco miligramas por quilograma de cetoprofeno em cada filhote. Quando todos os eletrodos estiverem presos em pelo menos metade da ninhada, devolva os filhotes à mãe. 24 horas após a implantação do eletrodo, coloque cada animal em uma câmara de acrílico personalizada de 37 graus Celsius para a gravação do EEG e use um cabo amplificador operacional flexível feito sob medida para conectar os filhotes a um sistema de monitoramento de vídeo EEG.Use um amplificador diferencial multicanal para digitalizar os dados de EEG a 1000 Hertz com um ganho de um quilo e revise o sinal de EEG no software de análise apropriado. Em seguida, registre um EEG basal pré-lesão por 30 minutos, antes de desconectar os animais para o procedimento de litígio da artéria carótida. Após registrar os dados basais do EEG, esterilize a pele entre a mandíbula e a clavícula no lado esquerdo do pescoço com betaína e etanol, conforme demonstrado.E faça uma incisão de aproximadamente um centímetro no lado esquerdo do pescoço. Coloque o filhote sob um microscópio de dissecação e retraia cuidadosamente o tecido subcutâneo e a pele para expor a artéria carótida. Coloque um pedaço de cinco centímetros de sutura de seda estéril sob a artéria.Identifique o nervo vago e delicadamente separe e retraia o nervo da artéria. Manobre a sutura para que fique apenas sob a artéria. Depois de identificar o nervo vago, separe e retraia delicadamente o nervo da artéria e use uma micropinça para enfiar um pedaço de cinco centímetros de sutura de seda estéril sob a artéria.Amarre uma sutura com nó duplo ao redor da artéria para ocluir o fluxo e cortar o excesso de sutura. Substitua o tecido subcutâneo e a pele sobre a artéria exposta e use Vetbond para selar a incisão. Em seguida, coloque o animal de volta no monitoramento contínuo de EEG em uma câmara à temperatura ambiente, colocada em um colchão de aquecimento e faça verificações pontuais de temperatura infravermelha da temperatura central do filhote para evitar abrir a câmara.Depois de permitir que os filhotes se recuperem por uma hora com monitoramento contínuo de fração inspirada de oxigênio, lave a câmara com 60 litros por minuto de nitrogênio a 100% e 0,415 litros por minuto de oxigênio a 100%. Quando a saturação de oxigênio na câmara atingir 12%, diminua o fluxo de nitrogênio para 10 litros por minuto, mantendo o fluxo de oxigênio inalterado. Fazendo pequenos ajustes conforme necessário, mantenha a fração inspirada de oxigênio em 8% por 45 minutos.Após 45 minutos de exposição à hipóxia, retorne a fração inspirada de oxigênio a 21% e permita que os filhotes se recuperem na câmara com monitoramento de EEG por duas horas. No final do período de gravação, desconecte os camundongos do sistema de EEG e devolva os filhotes à mãe. As gravações de EEG em vídeo permitem que os achados eletrográficos sejam correlacionados ao comportamento em vídeo.A maioria dos eventos observados neste modelo envolve comportamentos focais unilaterais ou mistos. Durante o período hipóxico, um subconjunto de camundongos normalmente exibe atividade convulsiva não compulsiva, durante a qual os filhotes ficam imóveis com atividade convulsiva sustentada no EEG. Nesta análise, a atividade basal foi semelhante ao fundo descrito anteriormente em filhotes de camundongos P 10.Após o litígio e antes do início da hipóxia, um subconjunto de camundongos exibiu convulsões convulsivas. Após a indução da hipóxia, a amplitude de fundo no EEG foi reduzida. E explosões intermitentes de descargas de ondas de pico foram exibidas, seguidas de supressão.Os camundongos exibiram convulsões eletrográficas que emergem de um fundo suprimido como descargas rítmicas de ondas de pico que progrediram para se tornarem mais complexas e frequentes com ondas de pico polis. Durante a hipóxia, a análise do espectrograma de potência é notável por assimetrias entre os hemisférios isquêmico e contralateral. O hemisfério isquêmico exibe um padrão de supressão de explosão e o hemisfério contralateral exibe um fundo suprimido.Durante a reoxigenação e recuperação, um subconjunto de camundongos continua a ter convulsões durante o restante do período de gravação. O fundo do EEG é suprimido em comparação com a linha de base após a hipóxia, com uma recuperação gradual observada durante o período de registro pós-hipóxia. Ao trabalhar com filhotes neonatais, a precisão é fundamental.Além disso, atenção especial deve ser dada para colocar os filhotes de volta com a mãe em grupos após os procedimentos cirúrgicos. A eletroencefalografia por vídeo pode ser usada em filhotes neonatais em conjunto com histopatologia, imagem e comportamento para examinar o impacto das convulsões neonatais na cirurgia de lesão e nos resultados comportamentais.

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JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

O modelo de ratos pós-natal para hipóxico-isquêmica lesão cerebral é um modelo bem estabelecido de humanos encefalopatia hipóxico isquêmica neonatal (HIE). Neste artigo, descrevemos o modelo de HIE em filhotes de ratos pós-natal.

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O vídeo demonstra o procedimento para criar um modelo de camundongo para estudar a lesão cerebral hipóxico-isquêmica neonatal. Ele descreve as etapas para induzir cirurgicamente a isquemia e submeter o animal à hipóxia para exacerbar o dano cerebral. Por fim, mostra como avaliar as lesões cerebrais resultantes, garantindo que o modelo de camundongo esteja preparado para uma investigação científica mais aprofundada.

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Fonte: Ouyang, Y., et al. Imagem simultânea de PET/MRI durante hipóxia-isquemia cerebral de camundongo. J. Vis. Exp. (2015)Este vídeo demonstra uma técnica para avaliar a lesão por hipóxia cerebral por meio de tomografia por emissão de pósitrons (PET) e ressonância magnética (MRI) simultâneas. Um camundongo anestesiado é submetido à ligadura da artéria carótida comum (CCA), reduzindo o fluxo sanguíneo para um hemisfério cerebral e predispondo-o a lesões induzidas por hipóxia. A PET e a...

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Caracterização ecocardiográfica da estrutura, função e fluxo coronariano do ventrículo esquerdo em camundongos recém-nascidos

Aprenda a realizar eletroencefalograma de vídeo contínuo em camundongos neonatais durante hipoxia-isquemia. Esta técnica permite correlacionar achados eletrográficos com eventos comportamentais em modelos de encefalopatia neonatal.

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