Name: Um modelo baseado em cápsulas para infestação de estágios de carrapato duro imaturo em ratos de laboratório (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-07-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 5 s
Description: Aprenda a alimentar ninfas de carrapatos duros em ratos usando um sistema de cápsula de EVA. Este método permite monitoramento contínuo, coleta eficiente dos estágios imaturos e reutilização dos animais em estudos de biologia de carrapatos e transmissão de patógenos.

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Reconhecemos a assistência técnica do Instituto Nacional de Pesquisas Agrícolas Da França Alain Bernier (INRAE) e da Océane Le Bidel (ANSES). O estudo foi apoiado pelo DIM One Health - Région Île-de-France (Acrônimo do projeto: NeuroPaTick). Os ratos foram comprados pela ANSES. Dr. Jeffrey L. Blair é reconhecido por revisar a versão anterior do manuscrito.

Observe que este protocolo só pode ser aplicado quando todas as medidas de bem-estar e segurança forem atendidas em laboratório. Este protocolo recebeu permissão para usar camundongos para alimentação de carrapatos pelo Comitê de Ética para Experimentos AnimaisComEth Anses/ENVA/UPEC, Números de Permissão E 94 046 08. Para o ponto final, os animais foram expostos ao CO2 por 9 minutos em duas fases de 4 e 5 min cada.
1. Preparação da cápsula
<ol><li>Coloque 2 mm de espessura eva-espuma e a espuma adesiva dupla pegajosa(Figura 1A).</li>
	<li>Usando um furo de couro de 20 mm de diâmetro, corte um círculo das peças de espuma grudadas. Em seguida, usando um furo de 12 mm de diâmetro, corte o interior para criar o círculo de espuma dupla(Figura 1B). NOTA: A espessura da armação da cápsula deve ser superior a 3 mm de tamanho para garantir superfície suficiente para o processo de colagem à pele do hospedeiro (veja abaixo).</li>
	<li>Retire a tira de papel protetor da espuma adesiva dupla pegajosa(Figura 1C)e conecte um plástico circular transparente de 20 mm de diâmetro(Figura 1D). NOTA: Se alimentar as larvas, não remova a tira de papel protetor da espuma adesiva e mova-se diretamente para a etapa 2 no protocolo. Cole o anel de espuma dupla, incluindo a tira de papel protetor ao mouse.</li>
	<li>Faça uma fenda de ~ 1 cm no plástico transparente(Figura 1E).</li>
	<li>Crie pelo menos 10 pequenos orifícios com um pino entomológico(Figura 1F) para permitir a evaporação excessiva da umidade durante o experimento. NOTA: A cápsula (Figura 1G) tem uma altura total de 4 mm (2 mm de espuma EVA juntamente com espuma adesiva de 2 mm) e pode ser usada para alimentar ninfas e larvas de todas as espécies de carrapato duro. O tamanho da cápsula (Figura 1H) de 20 mm de diâmetro externo é adequado para a maioria das cepas do rato, mas pode ser modificado se necessário.</li>
</ol>2. Preparação dos camundongos antes da infestação do carrapato
NOTA: Neste estudo, os camundongos experimentais femininos de 10 a 12 semanas (cepa C57BL/6 e BALB/cByJ) foram mantidos em gaiolas padrão com alimentos e água oferecidos ad libitum (racks ventilados da linha verde a -20 Pa) na Agência Francesa de Alimentos, Meio Ambiente e Segurança Ocupacional (ANSES) credenciadas em instalações animais em Maisons-Alfort, França. Os animais foram monitorados duas vezes por dia por técnicos experientes para quaisquer reações anormais da pele, problemas de saúde ou complicações.
<ol><li>Anesthetize rato com isoflurane na câmara de indução. Uma vez anestesiado, coloque o mouse na almofada de manipulação e conecte-se a um cone de nariz para a alimentação contínua de isoflurane(Figura 2A). Monitore a taxa de respiração e reduza o nível de isoflurane para garantir que seja menos de 80 respirações por minuto. NOTA: Antes da manipulação, rotule o mouse individual por tatuagem ou chip de identificação de radiofrequência, se necessário. Recomenda-se manter os camundongos individuais em gaiolas separadas para evitar danos à cápsula mordendo.</li>
	<li>Raspe a parte anterior do mouse por trás das omoplatas até a área logo atrás das orelhas(Figura 2A). NOTA: A área raspada deve ser maior que a superfície da cápsula.</li>
	<li>Aplique cola de látex não irritante em todo o local de espuma EVA da cápsula preparada e espere por 1 min (Figura 2B).</li>
	<li>Cole a cápsula ao mouse de volta por uma leve pressão constante de 3 minutos com os dedos(Figura 2C), especialmenteno lado esquerdo e direito da cápsula. Levante ligeiramente a cápsula para verificar visualmente seu apego à pele. Se forem encontradas regiões não anexadas, aplique mais cola usando uma espátula e pressione por mais 3 minutos.</li>
</ol>3. Infestação de carrapatos
<ol><li>Para infestação de ninfas, introduza as ninfas individuais na cápsula através do corte feito na etapa 1.4 (Figura 2D). NOTA: Para as espécies de carrapatos Ixodes recomenda-se no máximo 20 ninfas por uma cápsula.</li>
	<li>Esprema ligeiramente a cápsula de dois lados para permitir que o plástico transparente dobre para facilitar a introdução de ninfas individuais usando fórceps de dissecção fina(Figura 2D). Empurre as ninfas individuais através do corte dentro da cápsula. Uma vez dentro, gire os fórceps em 90° e puxe os fórceps para depositar carrapatos dentro da cápsula.</li>
	<li>Para infestação de larvas remova o papel da cápsula anexada(Figura 2E). Coloque a seringa, contendo larvas(Figura 2F), diretamentedentro da cápsula e deposite carrapatos empurrando o êmbolo da seringa. Gire suavemente o êmbolo em direção à pele para remover as larvas restantes presas. NOTA: Coloque larvas em uma seringa de 1 mL com extremidade cortada conectada por pedaço de algodão antes do experimento.</li>
	<li>Uma vez que as larvas sejam depositadas na pele, feche a cápsula anexando o plástico transparente(Figura 2G).</li>
	<li>Aplique a faixa de plástico protetora ao redor da cápsula(Figura 2H). NOTA: A faixa plástica protetora melhorou muito a durabilidade da cápsula durante toda a duração do experimento (Figura 2I,J). É possível anexar duas cápsulas a um rato individual(Figura 2K). Neste caso, é necessário um espaço mínimo de 3 mm entre as cápsulas e a área raspada deve ser aumentada adequadamente.</li>
	<li>Devolva os ratos para a jaula.</li>
</ol>4. Coleção de Carrapatos
<ol><li>Anestesiar o mouse como na etapa 2.1 acima.</li>
	<li>Faça um corte em forma de cruz(Figura 3A) para o plástico com um bisturi. NOTA: Este corte em forma de cruz permite a fácil coleta de carrapatos engorgados ou desprendimento dos carrapatos de alimentação, se necessário.</li>
	<li>Se necessário, recue a cápsula colocando um adesivo plástico no plástico transparente (20 mm de diâmetro, Figura 3B). NOTA: Se a coleta de carrapatos em vários pontos de tempo for desejada, o mesmo patch de plástico pegajoso pode ser usado. Se o protocolo exigir, pode-se também eutanásiar o mouse, remover a cápsula e coletar/separar os carrapatos(Figura 3C).</li>
</ol>5. Recuperação dos camundongos
<ol><li>Mantenha os ratos na jaula por mais uma semana.</li>
	<li>Deixe a cápsula se soltar naturalmente. NOTA: Neste caso, leva cerca de 8-9 dias para as cápsulas caírem. Quando a cápsula é removida, é importante verificar se há reações anormais na pele dos camundongos. Em caso de irritação aplique uma loção emoliente, embora normalmente não seja necessário tratamento. Se o protocolo ético permitir, os camundongos recuperados(Figura 3D) podem ser reutilizados para outra infestação de carrapatos ou experimentos diferentes.</li>
</ol>

<ol><li>Sonenshine, D. E., Roe, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSonenshine%2C+DE+%22Biology+of+Ticks%22">Biology of Ticks</a>. , Oxford University Press. (2014).</li>
<li>Kröber, T., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+feeding+assays+for+hard+ticks%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Parasitology%22%5BJournal%5D)">In vitro feeding assays for hard ticks.</a> Trends in Parasitology. 23 (9), 445-449 (2007).</li>
<li>Bonnet, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transstadial+and+transovarial+persistence+of+Babesia+divergens+DNA+in+Ixodes+ricinus+ticks+fed+on+infected+blood+in+a+new+skin-feeding+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Parasitology%22%5BJournal%5D)">Transstadial and transovarial persistence of Babesia divergens DNA in Ixodes ricinus ticks fed on infected blood in a new skin-feeding technique.</a> Parasitology. 134 (2), 197-207 (2007).</li>
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<li>Zhijun, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+life+cycle+and+biological+characteristics+of+Dermacentor+silvarum+Olenev+%28Acari%3A+Ixodidae%29+under+field+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Parasitology%22%5BJournal%5D)">The life cycle and biological characteristics of Dermacentor silvarum Olenev (Acari: Ixodidae) under field conditions.</a> Veterinary Parasitology. 168 (3-4), 323-328 (2010).</li>
<li>Ahmed, B. M., Taha, K. M., El Hussein, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+of+Hyalomma+anatolicum+Koch%2C+1844+%28Acari%3A+Ixodidae%29+fed+on+rabbits%2C+sheep+and+goats%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Life cycle of Hyalomma anatolicum Koch, 1844 (Acari: Ixodidae) fed on rabbits, sheep and goats.</a> Veterinary Parasitology. 177 (3-4), 353-358 (2011).</li>
<li>Široký, P., Erhart, J., Petrželková, K. J., Kamler, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+of+tortoise+tick+Hyalomma+aegyptium+under+laboratory+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Applied+Acarology%22%5BJournal%5D)">Life cycle of tortoise tick Hyalomma aegyptium under laboratory conditions.</a> Experimental and Applied Acarology. 54, 277-284 (2011).</li>
<li>Chen, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+of+Haemaphysalis+doenitzi+%28Acari%3A+Ixodidae%29+under+laboratory+conditions+and+its+phylogeny+based+on+mitochondrial+16S+rDNA%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Applied+Acarology%22%5BJournal%5D)">Life cycle of Haemaphysalis doenitzi (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions and its phylogeny based on mitochondrial 16S rDNA.</a> Experimental and Applied Acarology. 56, 143-150 (2012).</li>
<li>Jin, S. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+Cycle+of+Dermacentor+everestianus+Hirst%2C+1926+%28Acari%3A+Ixodidae%29+under+Laboratory+Conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Korean+Journal+of+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Life Cycle of Dermacentor everestianus Hirst, 1926 (Acari: Ixodidae) under Laboratory Conditions.</a> Korean Journal of Parasitology. 55 (2), 193-196 (2017).</li>
<li>Labruna, M. B., Fugisaki, E. Y., Pinter, A., Duarte, J. M., Szabó, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+and+host+specificity+of+Amblyomma+triste+%28Acari%3A+Ixodidae%29+under+laboratory+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Applied+Acarology%22%5BJournal%5D)">Life cycle and host specificity of Amblyomma triste (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions.</a> Experimental and Applied Acarology. 30 (4), 305-316 (2003).</li>
<li>Breuner, N. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Failure+of+the+Asian+longhorned+tick%2C+Haemaphysalis+longicornis%2C+to+serve+as+an+experimental+vector+of+the+Lyme+disease+spirochete%2C+Borrelia+burgdorferi+sensu+stricto%5BTitle%5D)+AND+%22Ticks+Tick+Borne+Diseases%22%5BJournal%5D)">Failure of the Asian longhorned tick, Haemaphysalis longicornis, to serve as an experimental vector of the Lyme disease spirochete, Borrelia burgdorferi sensu stricto.</a> Ticks Tick Borne Diseases. 11 (1), 101311(2020).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a revelar.

O passo mais crítico no protocolo é a colagem firme da cápsula na pele do rato. Portanto, a cola de látex deve ser aplicada de forma homogênea em toda a superfície de espuma EVA da cápsula e deve ser aplicada pressão constante por 3 minutos, especialmente no lado esquerdo e direito da cápsula. Também recomendamos a colocação da cápsula o mais longe possível na parte traseira para evitar sua remoção pelo mouse usando suas patas traseiras. Em nossos experimentos, apenas a adesão da cola eva-espuma e látex à pele do rato fo...

Carrapatos são vetores importantes de vários patógenos e representam um sério risco para a saúde animal e humana1. A criação de um sistema de alimentação eficaz é crucial ao estudar sua biologia, interações carrapato-hospedeiro-patógeno ou estabelecer medidas eficazes de controle. Atualmente, diversos sistemas de alimentação artificial, que evitam o uso de animais vivos, estão disponíveis para carrapatos2,,3,4 e estes devem ser utilizados sempre que as condições experimentais permitirem. No entanto, em várias configurações experimentais esses sistemas não conseguem imitar adequadamente as características fisiológicas específicas e o uso de animais vivos é necessário para alcançar resultados relevantes.
Camundongos de laboratório são comumente usados para o estudo de muitos sistemas biológicos e são rotineiramente utilizados como hospedeiros para alimentação carrapatos5,,6,7,,8,,9. Os dois métodos mais comuns de alimentação de carrapatos imaturos em camundongos incluem infestações gratuitas e o uso de câmaras de confinamento ligadas ao camundongo. Infestações gratuitas são usadas principalmente para estágios larvais e carrapatos engorgados podem cair para uma área onde podem ser recuperados. As câmaras de confinamento são geralmente compostas de tampas de acrílico ou polipropileno que são coladas nas costas do rato. A primeira técnica é um sistema natural eficaz para alimentação de carrapatos, mas não permite um monitoramento próximo durante o experimento porque os carrapatos individuais são dispersos em diferentes partes do corpo hospedeiro. Além disso, carrapatos engorgados que caem para uma área de recuperação podem se contaminar com fezes e urina10,11,12,13,14 que podem afetar severamente o condicionamento do carrapato ou podem ser danificados ou comidos pelo camundongo se não houver separação entre o animal e a área derecuperação 15. Os sistemas baseados em câmara permitem o confinamento de carrapatos em uma área definida, no entanto, o processo de colagem é trabalhoso e as tampas são muitas vezes fracamente aderentes à cola e, portanto, muitas vezes se desprendem durante o experimento16,17,,18,19. As tampas também são rígidas, desconfortáveis e levam a reações cutâneas, que impedem o reutilização dos camundongos e necessitam de sua eutanásia após o experimento.
Em nosso estudo anterior, desenvolvemos com sucesso um sistema eficaz usando câmaras feitas de espuma de acetato de vinil de etileno (EVA) para alimentar carrapatos em coelhos de laboratório20. Aqui, adaptamos este sistema a um modelo de mouse e propomos um método simples e limpo para alimentar estágios imaturos de carrapato duro em cápsulas fechadas feitas de espuma EVA. Especificamente, nosso sistema usa cápsulas elásticas de espuma EVA coladas nos camundongos raspados de volta com secagem rápida (3 min), cola de látex não irritante. Esta técnica permite uma fixação firme e duradoura de cápsulas ao camundongo experimental, bem como a efetiva infestação/coleta de carrapatos durante todo o curso do experimento. A cápsula plana é feita de materiais flexíveis e não impede a manipulação do camundongo para coleta de sangue ou outros fins. O sistema é adequado principalmente para os estágios do carrapato ninfa, mas com uma pequena modificação pode ser usado para alimentar larvas também. O método pode ser completado por uma única pessoa experiente e não é necessário treinamento extensivo.

<table><tbody><tr><td>Espuma EVA com 2 mm de espessura, (baixa densidade)</td><td>Cosplay Shop</td><td>EVA-45kg (950/450/2 mm)</td><td>Pode ser encomendado também via Amazon (ref. no. B07BLMJDXD)</td></tr><tr><td>Tubo Termoencolhível Manga de Envoltório de Fio Elétrico 31mm/1.22 polegadas</td><td>Amazon</td><td>B0848S3S6T</td><td>Diferentes diâmetros de Tubo Termoencolhível estão disponíveis via Amazon.</td></tr><tr><td>Ratos BALB/cByJ</td><td>Charles River</td><td>Código de estirpe 627</td><td></td></tr><tr><td>Ratos C57BL/6</td><td>Charles River</td><td>Código de estirpe 664</td><td></td></tr><tr><td>Cola de látex não tóxica</td><td>Rasgar remender</td><td>Tecido & Adesivo de couro</td><td>Também disponível também via Amazon (ref. no. B001RQCTUU)</td></tr><tr><td>Ferramenta de perfuração Ferramenta de arte manual</td><td>Amazon</td><td>B07QPWNGBF</td><td>Saled by amazon como ferramentas de trabalho de couro 1-25mm Round Steel Leather Craft Cutter trabalhando para cinto</td></tr><tr><td>Belt Strap PVC Binding Covers Transparent</td><td>Amazon</td><td>B078BNLSNP</td><td>Qualquer folha de PVC transparente de ticknes entre 0,150 mm a 0,180 mm é adequada</td></tr><tr><td>Esponja de almofada autoadesiva Fita de espuma dupla revestida</td><td>Amazon</td><td>B07RHDZ35J</td><td>Saled by amazon como 2 rolos de fita de espuma dupla face, fita de montagem branca super forte adesivos</td></tr><tr><td>de vedação transparente de espuma (círculos de 20 mm de diâmetro)</td> <td>Amazon</td><td>B01DAA6X66</td><td></td></tr></tbody></table>

um modelo baseado em cápsulas para infestação de estágios de carrapato duro imaturo em ratos de laboratório

A Capsule-Based Model for Immature Hard Tick Stages Infestation on Laboratory Mice

Carrapatos são parasitas obrigatórios de alimentação sanguínea em todos os estágios de desenvolvimento (exceto ovos) e são reconhecidos como vetores de vários patógenos. O uso de modelos de camundongos na pesquisa de carrapatos é fundamental para entender suas interações biologia e carrapato-hogeno-patógeno. Aqui demonstramos uma técnica não laboriosa para a alimentação de estágios imaturos de carrapatos duros em ratos de laboratório. O benefício do método é sua simplicidade, curta duração e a capacidade de monitorar ou coletar carrapatos em diferentes pontos de tempo de um experimento. Além disso, a técnica permite o apego de duas cápsulas individuais no mesmo rato, o que é benéfico para uma variedade de experimentos onde dois grupos diferentes de carrapatos são necessários para se alimentar do mesmo animal. A cápsula não irritante e flexível é feita a partir de materiais de fácil acesso e minimiza o desconforto dos animais experimentais. Além disso, a eutanásia não é necessária, os camundongos se recuperam completamente após o experimento e estão disponíveis para reutilização.

Propomos o método passo a passo detalhado para alimentar estágios imaturos de carrapato duro em cápsulas de espuma EVA aplicadas nas costas de um rato(Figura 2). Este protocolo não trabalhoso é adequado para vários tipos de experimentos quando é necessário um monitoramento e coleta precisa de carrapatos. As principais vantagens deste método são sua simplicidade, materiais econômicos de fácil acesso e curta duração. Além disso, conseguimos anexar duas cápsulas a um indivíduo de camundongos (<...

Neste estudo, foi desenvolvido um sistema de alimentação para estágios ninfais e larvais de carrapato duro utilizando-se uma cápsula ligada ao rato de laboratório. A cápsula de alimentação é feita de materiais flexíveis e permanece firmemente presa ao mouse por pelo menos uma semana e permite um monitoramento confortável da alimentação do carrapato.

Um modelo baseado em cápsulas para infestação de estágios de carrapato duro imaturo em ratos de laboratório

Ticks are obligatory blood feeding parasites at all stages of development (except eggs) and are recognized as vectors of various pathogens. The use of ...

Nossa técnica é adequada para vários tipos de experimentos, mas nosso modelo de mouse é necessário para alimentar carrapatos e é necessário manter os carrapatos em área fechada para fácil coleta e monitoramento. O benefício deste método simples é a eficiência, a curta duração e a capacidade de monitorar ou coletar carrapatos em diferentes pontos de tempo de um experimento. Nosso sistema é adequado para estudar biologia do carrapato, interações de patógenos vetoriais hospedeiros ou avaliar diferentes medidas de controle desses artrópodes medicamente importantes.Este método requer precisão e atenção aos detalhes, pois os estágios imaturos do carrapato são pequenos e alimentá-los em camundongos requer que a cápsula fechada seja firmemente ligada ao mouse por vários dias. Comece por colocar juntos uma espuma EVA de dois milímetros, uma espuma adesiva dupla pegajosa. Use um furo de couro de 20 milímetros de diâmetro para cortar um círculo das peças de espuma.Em seguida, use um furo de 12 milímetros para cortar o interior. Retire a tira de papel protetor da espuma adesiva dupla pegajosa e conecte um círculo plástico transparente de 20 milímetros à espuma. Se alimentar larvas, não remova a tira de papel protetor da espuma adesiva e prossiga diretamente com a fixação da cápsula.Faça uma fenda de um centímetro no plástico transparente e use um pino entomológico para criar pelo menos 10 pequenos orifícios para evaporação da umidade durante o experimento. Depois que o mouse tiver sido anestesiado coloque-o na almofada de manipulação e conecte um cone de nariz para fornecimento contínuo de isoflurane. Certifique-se de que a taxa de respiração é inferior a 80 respirações por minuto, ajustando o nível isoflurane.Raspe a parte anterior do mouse por trás das omoplatas até a área logo atrás das orelhas criando uma área raspada que é maior que a superfície da cápsula. Aplique cola de látex não irritante em todo o local de espuma EVA da cápsula e espere por um minuto. Coloque a cápsula nas costas do mouse e aplique pressão constante por três minutos especialmente no lado esquerdo e direito da cápsula.Levante ligeiramente a cápsula para verificar visualmente seu apego à pele. Para garantir que o acessório firme da cápsula aplique uma leve pressão constante de três minutos com os dedos especialmente no lado esquerdo e direito da cápsula. Se forem encontradas regiões não anexadas, aplique mais cola com uma espátula e pressione por mais três minutos.Se uma região de não-anexação se formar durante o experimento fixá-la da mesma forma. Introduza ninfas individuais na cápsula através da fenda de um centímetro. Esprema ligeiramente a cápsula de dois lados para permitir que o plástico transparente dobre e empurre a ninfa dentro da cápsula.Vire os fórceps 90 graus e puxe-os para fora. Para infestação de larvas, remova o papel da cápsula anexada e coloque a seringa com as larvas diretamente dentro. Deposite os carrapatos empurrando o êmbolo da seringa e gire suavemente o êmbolo em direção à pele para remover as larvas presas restantes.Uma vez que as larvas são depositadas na pele feche a cápsula anexando o círculo plástico transparente. Corte uma tira de 3,5 milímetros da faixa de plástico protetora e aplique a faixa de plástico protetora ao redor da cápsula e, em seguida, devolva o mouse para a gaiola. Para coletar os carrapatos, crie um corte em forma de cruz no plástico com um bisturi e use fórceps para coletar os carrapatos.Se necessário, recue a cápsula colocando um adesivo de plástico no plástico transparente. o mesmo patch de plástico pode ser usado se a coleta de carrapatos em vários pontos de tempo for necessária. Alternativamente, o mouse pode ser eutanizado e os carrapatos coletados ou isolados manualmente após a remoção da cápsula.Para uma recuperação bem sucedida dos ratos, mantenha-os em uma gaiola por mais uma semana e deixe as cápsulas se soltarem naturalmente. Uma vez que a cápsula está desligada, verifique se há reações anormais na pele. Aplique qualquer loção emoliente se houver alguma irritação.Este protocolo permite alimentar carrapatos duros imaturos em cápsulas de espuma EVA aplicadas nas costas de um rato. O uso da secagem rápida e da cola de látex não irritante garante que a cápsula esteja firmemente presa dentro de três minutos e permaneça presa por pelo menos sete dias. Anexar duas cápsulas torna possível alimentar dois grupos diferentes de carrapatos no mesmo animal.Além disso, a recuperação completa dos camundongos após os experimentos, possibilita reutilizar os animais e evitar a eutanásia. Este sistema foi usado com sucesso para alimentar ninfas ixodes ricinus. Uma taxa de sucesso moderada a alta foi alcançada em duas cepas diferentes de camundongos.Em ambas as cepas, todas as ninfas terminaram a alimentação dentro de quatro a cinco dias, enquanto a maioria caiu no quarto dia. Ao tentar este protocolo, é importante raspar uma área suficiente da pele do rato e efetivamente anexar a cápsula para evitar seu desprendimento acidental durante o experimento. Além do estudo da biologia básica do carrapato, este método pode ser usado para explorar a transmissão de patógenos do carrapato ao hospedeiro ou hospedeiro para carrapatos.Além disso, a opção de reutilizar o camundongo oferece uma possibilidade de múltiplas re-infestações que podem ser benéficas para estudos imunológicos ou investigar diferentes transmissões de patógenos transmitidas por carrapatos.

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Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Trichuris Muris infecção intestinal é um modelo de imunidade Th2 onde os ratos resistentes ao gerar uma resposta protetora Th2 e camundongos suscetíveis de gerar uma resposta Th1 patológico.

Trichuris Muris Infecção: Um Modelo de imunidade do tipo 2 e inflamação no intestino

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Criação<em&gt; Ixodes scapularis,</em&gt; O Ticked Black-legged: Alimentando estágios imaturos em ratos

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