Name: Acoplamento da captura de carbono de uma usina com lagoas abertas semi-automatizadas para cultivo de microalgas (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-08-14T16:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 17 s
Description: Aprenda a cultivar microalgas em lagoas abertas semi-automatizadas usando dióxido de carbono capturado de gases de combustão de usinas termelétricas. Este método utiliza sensores de pH e densidade óptica para monitoramento em tempo real.

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Este trabalho foi apoiado através do projeto Regional Algal Feedstock Testbed, Departamento de Energia dos EUA DE-EE0006269. Agradecemos também a Esteban Jimenez, Jessica Peebles, Francisco Acedo, Jose Cisneros, RAFT Team, Mark Mansfield, funcionários da usina de energia UA e funcionários da usina tep por toda a sua ajuda.

1. Sistema de crescimento: configurações de lagoa aberta ao ar livre
<ol><li>Configure as lagoas abertas de pista perto da fonte de gás de chaminática (contendo 8-10% DE CO2). Certifique-se de que a água e a eletricidade estão disponíveis no local do reator da lagoa e que o reator não está à sombra na maior parte do dia (Figura 1).</li>
	<li>Capture o gás de fluída durante o processo pós-combustão usando uma mangueira de combustível de 0,95 cm, alguns metros antes do gás da chaminé entrar na pilha para ser descarregado na atmosfera (Figura 2).</li>
	<li>Remova a água do gás de chaminé usando uma armadilha de água de 20 L e um condensador (comprimento da bobina ~12 m) entre a pilha e o compressor (Figura 2). NOTA: O gás de flua normalmente contém aproximadamente 9\u201213,8% de água28. Além disso, o condensador e o gasoduto esfriam o gás de chaminina16.</li>
	<li>Conecte os seguintes sensores a um datalogger para monitorar o crescimento de algas: (1) um sensor de densidade óptica em tempo real29, que mede a absorvência em dois comprimentos de onda — 650 e 750 nm — e pode detectar uma concentração celular alga máxima de 1,05 g/L; (2) um sensor DO; (3) termopares de ar e lagoa; (4) um sensor de pH; e (5) um sensor CE. NOTA: Além disso, os sensores pH e CE estão conectados a um transmissor. A configuração da unidade de data logger é mostrada na Figura 3.</li>
	<li>Certifique-se de que todos os componentes do sistema de crescimento de algas estejam calibrados e funcionando corretamente antes da inoculação.</li>
</ol>2. sistema de controle de pH
<ol><li>Gerencie a injeção de gás de flua usando um compressor, um sistema de válvula de controle e o programa de data logger, como mostrado nas Figuras 2 e Figura 3 (material suplementar A).</li>
	<li>Use um tubo para direcionar o gás de chaminução da válvula de controle para o fundo da lagoa da pista através de um difusor de pedra.</li>
	<li>Injete o gás de chaminíudo no sistema de crescimento com base no pH. Quando o valor do pH for maior que 8,05, o sistema injetará gás de flua, enquanto quando o pH é inferior a 8,00, o sistema vai parar a injeção de gás de chaminático em períodos sem crescimento. A vazão é medida em litros padrão por minuto (SLPM). NOTA: Na válvula de controle, a pressão do gás da chaminé de entrada é limitada a um máximo de 50 psi.</li>
</ol>3. Seleção de algas e manutenção da tensão (luz e temperatura)
NOTA: A alga verde Chlorella sorokiniana DOE 1412 foi isolada pela Juergen Polle (Brooklyn College)30,31 e selecionada pela Aliança Nacional para Biocombustíveis Avançados e Bioprodutos (NAABB); sua seleção foi baseada nos estudos anteriores de caracterização de cepas realizados por Huesemann et al.32,33 . Suas pesquisas sobre triagem de algas, produtividade de biomassa e cultivo simulado pelo clima (por exemplo, temperatura e luz) na região Sudoeste ao usar lagoas abertas ao ar livre informaram o método utilizado neste projeto.
<ol><li>Mantenha culturas à temperatura ambiente (25 °C) usando um ciclo claro/escuro de 12 h/12 h.</li>
	<li>Mantenha a intensidade leve em 200 μM/m2/s para manutenção da cultura cultivada em placas e em pequenas culturas líquidas (50 mL a 500 mL).</li>
	<li>Mantenha a intensidade leve para escalar cultivada em culturas líquidas de 50 mL a 500 mL a 400 μM/m2/s, e culturas líquidas 5 L a 20 L a 600\u2012800 μM/m2/s.</li>
</ol>4. Dimensionar e controlar a qualidade
<ol><li>Prepare o meio de cultura BG11 utilizando água deionizada e os seguintes sais, para macronutrientes, em g/L: 1.5 NaNO3, 0.04 K2HPO4, 0,075 MgSO4*H2O, 0.036 CaCl2*H2O, 0,006 (NH4)5Fe(C6H4O7)2, 0,006 Na2EDTA*2H2O, 0.02 Na2CO3; adicionar 1 mL/L de solução de elemento de rastreamento, que contém os seguintes micronutrientes em g/L: 2,86 H3BO3, 1.81 MnCl2*4H2O, 0,22 ZnSO4*7H2O, 0,39 Na2MoO4*2H2O, 0,079 CuSO4*5H2O, 0,0494 Co(NO3)2*6H2O. NOTA: Para inoculação de placa e/ou armazenamento a longo prazo, adicione 7,5 g/L de ágar Bacto; para a inoculação cultural, não é necessária adição de ágar. Esterilize o meio de cultura na autoclave por 21 min a 121 °C.</li>
	<li>Despeje o meio BG11 com ágar em pratos Petri em um capô de fluxo laminar estéril ou armário de biossegurança. Uma vez que as placas estejam firmes e frias, pipeta 500 μL de uma cultura de estoque de algas congelada suspensa e adicione ampicillina (100 μg/mL); incubar as placas de algas em uma mesa de agitação (120 rpm) por 1 a 2 semanas.</li>
	<li>Use um laço estéril para selecionar uma única colônia de algas a partir de uma placa de cultura e inocula-a em um tubo de 50 mL contendo meio de crescimento estéril em um armário de biossegurança limpo. Cresça a pequena cultura líquida em uma mesa de agitação (120 rpm) por uma semana.</li>
	<li>Transfira 50 mL de cultura de algas (fase de crescimento linear, OD750nm ≥ 1) em um frasco de 1 L com meio líquido de 500 mL. Encaixe cada frasco com uma rolha de borracha e tubos de aço inoxidável para fornecer aeração. Filtre o ar usando filtros de esterilização de ar de 0,2 μm. Deixe a cultura crescer por uma a duas semanas. Monitore a densidade celular usando um espectrofotômetro (OD750nm).</li>
	<li>Coloque a cultura líquida de 500 mL em um carboy de 10 L contendo 8 L de meio de cultura não estéril e injete uma mistura de 5% de CO2 e 95% de ar. Em seguida, cultivar algas nas mesmas condições da etapa 4.4.</li>
	<li>Monitore a placa de estoque e as culturas líquidas (em etapas 4.2\u20124.5) uma vez por semana. Pegue uma alíquota e observe-a sob o microscópio em 10x e 40x de ampliação para garantir o crescimento da cepa desejada. Manteve culturas até serem comprometidas ou usadas para experimentos. Descarte culturas contaminadas.</li>
</ol>5. Preparação média concentrada para cultivo de lagoa aberta
<ol><li>Para preparar os elementos de rastreamento, a solução encha parcialmente um frasco volumoso de 1 L com água destilada (DW). Insira uma barra de meximento magnética e adicione os produtos químicos mostrados na Tabela 1 sequencialmente. Certifique-se de que cada ingrediente se dissolve antes da adição do próximo constituinte. Remova o ímã e encha o frasco até a marca de volume 1 L.</li>
	<li>Encha parcialmente uma garrafa de vidro 1 L com DW e insira a barra de agitação magnética. Coloque o recipiente na parte superior de uma placa de agitador magnético e adicione os produtos químicos para o volume final do reator, adicionando-os sequencialmente, garantindo que cada um se dissolva totalmente. A Tabela 2 lista os produtos químicos para preparar 1 L de médio, então multiplique todos os valores pelo volume final do reator. Encha a garrafa de vidro para 1 L.</li>
</ol>6. Inoculação da lagoa aberta ao ar livre
<ol><li>Limpe completamente o reator usando 30% de alvejante antes de cada inoculação e após a colheita. Recomenda-se deixar o alvejante durante a noite. Enxágüe bem o reator para remover todo o alvejante.</li>
	<li>Calibrar todos os sensores antes da inoculação das algas de acordo com o procedimento de calibração correspondente.</li>
	<li>Diluir a mídia concentrada (na etapa 5) usando a fonte de água preenchendo a lagoa da pista até 80%.</li>
	<li>Inocular o reator usando um carboy 10 L cheio de algas (fase de crescimento linear OD750nm > 2) e trazê-lo para o seu volume final.</li>
	<li>Microalgas aclimate sombreando parcialmente a lagoa do autódromo com paletes de madeira por ~ 3 dias (Figura 4), uma vez que a fase exponencial passou, como uma estratégia de adaptação para evitar a fotoinibição. NOTA: Este período também dará tempo para que as microalgas se adaptem ao estresse causado pela injeção direta de gás de chaminático.</li>
</ol>7. Experimento de crescimento em lote na estação geradora
<ol><li>Inspecione e regise quaisquer variações do dia-a-dia, incluindo evaporação de água, motor de roda de remo, funcionalidade do sensor e qualquer coisa fora do comum.</li>
	<li>Escorra e inspecione o compressor e a armadilha de água todos os dias para remover qualquer excesso de água para minimizar a corrosão, uma vez que o gás de chaminé é altamente corrosivo34.</li>
	<li>Configure o data logger para digitalizar cada medição do sensor a cada 10 s e armazenar os dados médios a cada 10 minutos. Estes incluem DO, pH, CE, densidade óptica em tempo real, bem como temperatura do ar e reator.</li>
</ol>8. Amostragem e monitoramento discretos
<ol><li>Certifique-se de que o nível de água permanece constante no volume final do reator, caso contrário, a medição da densidade óptica será afetada.</li>
	<li>Após reabastecer a água no reator, pegue uma amostra de 5 mL para medições de massa celular por densidade óptica (540, 680 e 750 nm) usando um espectrômetro ultravioleta visível. Repita o processo diariamente.</li>
	<li>Faça uma amostra de 500 mL três vezes por semana para observações de microscópio e concentração de biomassa com base no peso seco livre de cinzas (AFDW).<ol>
<li>Realize observações de microscópio com lentes objetivas 10x e 40x. Além disso, essas ampliações do microscópio são utilizadas como parte do controle de qualidade de algas descrito na etapa 4.6.</li>
		<li>Use 400 mL da amostra na etapa 8.3 para AFDW<ol>
<li>Coloque cada filtro de microfibra de vidro de tamanho de poro de 0,7 μm em uma bandeja de papel alumínio e pré-trate cada bandeja/filtro de papel alumínio usando um forno por 4h a 540 °C.</li>
			<li>Rotule cada bandeja de papel alumínio usando um lápis #2, grave seu peso (A) e coloque-a no aparelho do filtro de vácuo.</li>
			<li>Mexa a amostra de algas vigorosamente antes de medir um volume a ser filtrado. Filtre a amostra de algas suficiente para dar uma diferença de peso pré/pós-cinzas entre 8 e 16 mgs. Escolha uma diferença de peso para usar ao longo do experimento e mantenha esse valor constante.</li>
			<li>Coloque cada filtro contendo a amostra de algas em sua bandeja de papel alumínio no forno a 105 °C por pelo menos 12 h.</li>
			<li>Retire a bandeja/filtro de papel alumínio do forno de secagem e coloque-a em um desiccador de vidro para evitar a captação de água. Registre cada bandeja de papel alumínio/peso do filtro (B).</li>
			<li>Coloque a bandeja/filtro de papel alumínio no forno de muffle de 540 °C por 4h.</li>
			<li>Desligue o forno de muffle, esfrie bandejas/filtros de papel alumínio, coloque-os no desiccador e grave cada bandeja de papel alumínio/peso do filtro (C).</li>
			<li>Calcule o AFDW usando análise gravimétrica: % AFDW= C – A x 100 / B</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>Segure 2 L de algas antes de colher para análise de extração lipídica assistida por micro-ondas (MAE) usando solventes.<ol>
<li>Centrifugar a amostra de algas a uma força centrífuga relativa (RFC) de 4.400 x g por 15 min. Pegue a pelota de algas e seque-a usando um forno a 80 °C por pelo menos 24 h.</li>
		<li>Triture a amostra de algas e pese o pó de algas (a biomassa recomendada varia de 0,3 g a 0,5 g).</li>
		<li>Adicione o pó de algas (biomassa de algas secas) nos vasos do sistema de reação acelerada de micro-ondas (MARS) Xpress, adicione 10 mL de clorofórmio:metanol (2:1, v/v) solução de solvente sob o capô, feche os vasos e deixe ficar durante a noite.</li>
		<li>Coloque as naves na máquina MARS usando o sensor solvente por 60 min a 70 °C e 800 W de potência.</li>
		<li>Tire os vasos de MARTE e deixe-os esfriar sob o capô.</li>
		<li>Use um funil e uma lã de vidro para separar a parte líquida que contém clorofórmio, metanol e lipídios transferindo cada amostra líquida para um tubo de teste de vidro pré-pesado e mantenha os sólidos (biomassa livre de lipídios) para outras análises.</li>
		<li>Pegue os tubos de ensaio contendo os lipídios para o evaporador de nitrogênio, remova-os uma vez que o líquido tenha sido evaporado e, em seguida, deixe os tubos durante a noite sob o capô para garantir a secura completa.</li>
		<li>Calcular o conteúdo lipídico (wt. %) utilizando análise gravimétrica: Teor lipídico (wt. %) = Biomassa seca de lipídios x 100/ Massa de algas secas</li>
	</ol>
</li>
</ol>9. Colheita de algas e rotação de culturas
<ol><li>Colher 75% do volume total de cultura de algas quando a cultura estiver perto de chegar à fase estacionária. Tome 2\u20125 L de cultura para realizar análises de produtividade de biomassa em laboratório. Processe e converta o resto das algas nos produtos algas desejados.</li>
	<li>Ressunúcule a lagoa aberta usando as algas de 25% restantes como inóculo. Adicione água até 80% do volume total do reator, adicione a mídia concentrada e, em seguida, finalize o enchimento até o volume final do reator, se necessário.</li>
	<li>Cultive a tensão de algas apropriada de acordo com a estação, com base nas condições de temperatura e intensidade da luz.</li>
</ol>10. Gerenciamento de dados
<ol><li>Registo dados no data logger e colete para análise como na etapa 7.3.</li>
	<li>Considere salvar dados brutos e analisados na unidade de compartilhamento regional de Agal Feedstock Testbed (RAFT). Os colaboradores do projeto RAFT contribuem com seus dados para simular e modelar a produtividade de algas e validar o cultivo ao ar livre.</li>
</ol>

Os autores não têm nada a revelar.

Neste estudo, demonstramos que o acoplamento sinérgico da captura de carbono do gás fluído e o cultivo de microalgas é possível em um clima semiárido quente. O protocolo experimental para o sistema semi-automatizado de lagoas de pista de corrida integra tecnologia de ponta para monitorar parâmetros relevantes em tempo real que se correlacionam com o crescimento de algas ao usar gás de chaminé como fonte de carbono. O protocolo proposto visa reduzir a incerteza no cultivo de algas, que é uma das principais desvantagens da...

O aquecimento global é uma das questões ambientais mais importantes que o mundo enfrenta hoje1. Estudos sugerem que a principal causa é o aumento das emissões de gases de efeito estufa (GEE), principalmente CO2, na atmosfera devido às atividades humanas 2,3,4,5,6,7. Nos EUA, a maior densidade de emissões de CO2 é originária principalmente da combustão de combustíveis fósseis no setor de energia, especificamente usinas de geração de energia elétrica 3,7,8,9. Assim, as tecnologias de captura e utilização de carbono (CCU) surgiram como uma das principais estratégias para reduzir as emissões de GEEem 2,7,10. Estes incluem sistemas biológicos que utilizam a luz solar para converter CO2 e água via fotossíntese, na presença de nutrientes, à biomassa. O uso de microalgas foi proposto devido à taxa de crescimento rápido, alta capacidade de fixação de CO2 e alta capacidade de produção. Além disso, as microalgas têm amplo potencial de bioenergia porque a biomassa pode ser convertida em produtos de interesse, como biocombustíveis que podem substituir combustíveis fósseis 7,9,10,11,12.
As microalgas podem crescer e alcançar a conversão biológica em uma variedade de sistemas de cultivo ou reatores, incluindo lagoas de pista abertas e fotobioreatores fechados 13,14,15,16,17,18,19. Os pesquisadores têm estudado as vantagens e limitações que determinam o sucesso do bioprocesso em ambos os sistemas de cultivo, em condições internas ou externas 5,6,16,20,21,22,23,24,25 . Lagoas abertas são os sistemas de cultivo mais comuns para captura e utilização de carbono em situações onde o gás de chaminé pode ser distribuído diretamente da pilha. Este tipo de sistema de cultivo é relativamente barato, é fácil de escalar, tem baixos custos de energia e tem baixos requisitos de energia para mistura. Além disso, esses sistemas podem ser facilmente co-localizados com a usina para tornar o processo da CCU mais eficiente. No entanto, existem algumas desvantagens que precisam ser consideradas, como a limitação na transferência de gás/massa líquida de CO2. Embora existam limitações, as lagoas abertas de pista foram propostas como o sistema mais adequado para a produção de biocombustíveis microángicos ao ar livre 5,9,11,16,20.
Neste artigo, detalhamos um método para cultivo de microalgas em lagoas abertas de pista que combina a captura de carbono do gás de chaminucultura de uma usina de gás natural. O método consiste em um sistema semi-automatizado que controla a injeção de gás de chaminático com base no pH da cultura; o sistema monitora e registra o status de cultura chlorella sorokiniana em tempo real usando densidade óptica, oxigênio dissolvido (DO), eletrocondutividade (CE) e sensores de temperatura de ar e lagoa. Os dados de biomassa de algas e injeção de gás de flua são coletados por um data logger a cada 10 minutos na instalação de Energia Elétrica de Tucson. A manutenção da cepa de algas, a escala, as medições de controle de qualidade e a caracterização da biomassa (por exemplo, correlação entre densidade óptica, g/L e conteúdo lipíduo) são realizadas em um ambiente laboratorial na Universidade do Arizona. Um protocolo anterior esboçou um método para otimizar as configurações de gás de flua para promover o crescimento de microalgas em fotobioreatores via simulaçãode computador 26. O protocolo aqui apresentado é único na forma de utilizar lagoas abertas de pista e foi projetado para ser implementado no local em uma usina de gás natural, a fim de fazer uso direto do gás de chaminuto produzido. Além disso, medições de densidade óptica em tempo real fazem parte do protocolo. O sistema como descrito é otimizado para um clima semiárido quente (Köppen BSh), que exibe baixa precipitação, variabilidade significativa na precipitação de ano para ano, baixa umidade relativa, altas taxas de evaporação, céu claro e radiação solar intensa27.

<table><tbody><tr><td>Motor de velocidade ajustável (sistema de roda de pás)</td><td>Leeson</td><td>174307</td><td>Lição 174307.00, tipo: Tensão SCR; Amps:10</td></tr><tr><td>Barcos de peso de alumínio</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-732-102</td><td>Pratos de pesagem de alumínio Fisherbrand</td></tr><tr><td>Ferro amônio (III) (NH?)? [Fe(C?H? O?)?]</td><td>Fisher Scientific</td><td>1185 - 57 - 5</td><td>Preparação média. Citrato de ferro amônio (III)</td></tr><tr><td>Fosfato de amônio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7722-76-1</td><td>Este produto químico é usado para o meio otimizado</td></tr><tr><td>Sal de sódio de ampicilina</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A9518-5G</td><td>Este produto químico é usado para evitar a contaminação por algas</td></tr><tr><td>Autoclave</td><td>Amerex Instrument Inc</td><td></td><td>Hirayama HA300MII</td></tr><tr><td>Bacto Agar</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP1423500</td><td>Fisher BioReagents Alvejante de Ágar Granulado</td></tr><tr><td></td><td>Clorox</td><td></td><td>Alvejante Germicida, concentrado clorox</td></tr><tr><td>Ácido bórico (H3BO3)</td><td>Fisher Scientific</td><td>10043-35-3</td><td>Oligoelementos: Ácido bórico</td></tr><tr><td>Cloreto de cálcio di-hidratado (CaCl2*2H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10035-04-8</td><td>Preparação média. Garrafões de cloreto de cálcio dihidratado</td></tr><tr><td>(20 L)</td><td>Nalgene - Thermo Fisher Scientific</td><td>2250-0050PK</td><td>Garrafão de Polipropileno com</td></tr><tr><td>Alças Centrífuga</td><td>Beckman Coulter, Inc</td><td></td><td>J2-21</td></tr><tr><td>Clorofórmio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>67-66-3</td><td>Este produto químico é usado para extração de lipídios</td></tr><tr><td>Citraplex 20% Ferro</td><td>Produtos Loveland SDS</td><td>No. 1000595582 -17-LPI</td><td>https://www.fbn.com/direct/product/Citraplex-20-Iron#product_info</td></tr><tr><td>Nitrato de cobalto (II) hexahidratado (Co(NO3)2*6H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10026-22-9</td><td>Oligoelementos: Nitrato de cobalto (II) hexahidratado</td></tr><tr><td>Compressor</td><td>Makita</td><td>MAC700</td><td>Este equipamento é usado para o sistema de injeção de CO2</td></tr><tr><td>Válvula de controle</td><td>Sierra Instruments</td><td>SmartTrak 100</td><td>Este item precisa ser personalizado para sua aplicação. No nosso caso, foi utilizada uma mistura de 5% de CO2 e 95% de ar.</td></tr><tr><td>Sulfato de cobre (II) pentahidratado (CuSO4*5H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7758-99-8</td><td>Oligoelementos: Sulfato de cobre (II) pentahidratado</td></tr><tr><td>Registrador de dados: Unidade Campbell CR3000</td><td>Scientific Campbell</td><td>CR3000</td><td>Este equipamento é usado para controlar todo o sistema, motorização e registro de dados</td></tr> Solução <tr><td>de oxigênio dissolvida</td><td>Campbell Scientific</td><td>14055</td><td>Solução eletrolítica de oxigênio dissolvido DO6002 - Lote nº. 211085</td></tr><tr><td>sonda de oxigênio dissolvido</td><td>Sensorex</td><td>?</td><td>Sensor de oxigênio dissolvido DO6400/T com comunicação digital</td></tr><tr><td>Solução de calibração de eletrocondutividade</td><td>Ricca Chemical Company</td><td>2245 - 32 ( R2245000-1A )Padrão de</td> <td>condutividade, 5000 uS/cm a 25C (2620 ppm TDS como NaCl)</td></tr><tr><td>Sensor de sonda de eletrocondutividade</td><td>Hanna Instruments</td><td>HI3003/D</td><td>Sonda de condutividade de fluxo - Sensor NTC, Conector DIN, cabo de 3m</td></tr><tr><td>Sal dissódico de ácido etilenodiaminotetracético di-hidratado (Na2EDTA*2H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>6381-92-6</td><td>Preparação Média: Filtros de sal dissódico de ácido etilenodiaminotetracético dihidratado</td></tr><tr><td></td><td>Fisher Scientific</td><td>09-874-48</td><td>Whatman Binder-Free Glass Microfiber Filters</td></tr><tr><td>Frascos</td><td>Fisher scientific</td><td>09-552-40</td><td>Pyrex Fernbach</td></tr><tr><td>Furnace</td><td>Hogentogler</td><td>Modelo: F6020C-80</td><td>Thermo Sicentific Thermolyne F6020C - 80 Mufla</td></tr><tr><td>Forno Dessecador</td> <td>de VidroVWR International LLC</td><td>75871-430</td><td>Tipo 150, 140 mm de diâmetro</td></tr><tr><td>Funil de vidro</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB6005865</td><td>Fisherbrand Funis de haste longa de vidro reutilizáveis</td></tr><tr><td>Capa de fluxo laminar</td><td>Fisher Hamilton Safeair</td><td></td><td>Fisher Hamilton Capa de hume Safeair inoxidável Fisher Hamilton</td></tr><tr><td>Sulfato de magnésio heptahidratado (MgSO4*7H2O)</td><td>Fisher Scientific</td><td>10034 - 99 - 8</td><td>Medium Preparação: Magnésio sulfato heptahidratado</td></tr><tr><td>Metanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>67-56-1</td><td>Solvente de extração de lipídios</td></tr><tr><td>Micro bolha Difusor</td><td>Pentair Aquatic Eco-Systems</td><td>1PMBD075</td><td>Este equipamento é usado para o sistema de injeção de CO2</td></tr><tr><td>Microalgas: Chlorella Sorokiniana</td><td>NAABB</td><td>DOE 1412</td><td></td></tr><tr><td>Microoscope</td><td></td><td></td><td>Carl Zeiss 4291097</td></tr><tr><td>Assistente de microondas extração</td><td>MARS, CEM Corportation</td><td></td><td>CEM Mars 5 Xtraction 230/60 Sistema de Reação Acelerada por Microondas. Modelo: 907601</td></tr><tr><td>MnCl2*4H2O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>13446-34-9</td><td>Cloreto de manganês (II) tetrahidratado</td></tr><tr><td>Argamassas</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB961B</td><td>Argamassas de porceleína Fisherbrand</td></tr><tr><td>Evaporador de nitrogênio</td><td>Organomation</td><td></td><td>N-EVAP 112 Evaporatpr de nitrogênio (Sistema de aquecimento OA-SYS)</td></tr><tr><td>Forno</td><td>VWR International LLC</td><td>89511-410</td><td>Forno de ar forçado</td></tr><tr><td>Hélice</td><td></td><td></td> de <td>eixo horizontal de 8 pás. Isso geralmente vem como parte do reator da roda de pás.</td></tr><tr><td>Motor de roda de pás</td><td>Leeson</td><td>M1135042.00</td><td>Leeson, Modelo: CM34025Nz10C; 1/4 HP; Volts 90; FR 34; 62 RPM.</td></tr><tr><td>Pilões</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB961M</td><td>Fisherbrand pilões de porceleína</td></tr> pH <tr><td>e EC Transmissor</td><td>Hanna Instruments</td><td>HI98143</td><td>Hanna Instruments HI98143-04 pH e EC Transmissor com isolado galvânico 0-4V.</td></tr><tr><td>Soluções de calibração de pH</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-643-003</td><td>Garrafas tampão de pH Thermo Scientific Orion</td></tr><tr><td>Sensor de sonda de pH</td><td>Hanna Instruments</td><td>HI1006-2005</td><td>Hanna Instruments HI1006-2005 Eletrodo de pH de Teflon com pino correspondente de 5m.</td></tr><tr><td>Pontas Pippete</td><td>Fisher Scientific</td><td>1111-2821</td><td>1000 ul Ponta azul graduada TipOne em racks</td></tr><tr><td>Pippetter</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-690-032</td><td>Eppendorf Reserch plus Pipetas de Volume Variável Ajustável: Cubetas de plástico de canal único</td></tr><tr><td></td><td>Fisher scientific</td><td>14377017</td><td>BrandTech MARCA Placas de cubetas de plástico</td></tr><tr><td></td><td>Fisher scientific</td><td>08-757-100D</td><td>Placas de Petri bacteriológicas Corning Falcon com</td></tr><tr><td>potassa</td><td></td><td></td> de tampa <td>Este produto químico é usado para a preparação do meio otimizado. Foi comprado em uma empresa local de fertilizantes</td></tr><tr><td>Fosfato de potássio dibásico (K2HPO4)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7758 -11 - 4</td><td>Medium Preparação: Fosfato de potássio dibásico</td></tr><tr><td>Garrafas de armazenamento de mídia reutilizáveis Pyrex</td><td>Fisher scientific</td><td>06-414-2A</td><td>1 L e 2 L bottels - PYREX GL45 Tampas de rosca com selos de plugue</td></tr><tr><td>Raceway Pond</td><td></td><td></td><td>Equipamento semelhante pode ser comprado em https://microbioengineering.com/products</td></tr><tr><td>Sensor de densidade óptica em tempo real</td><td>Universidade do Arizona</td><td></td><td>Este equipamento foi projetado e construído por um membro do grupo</td></tr><tr><td>Cabo RS232</td><td>Sabrent</td><td></td><td>Sabrent USB 2.0 para Serial (9 pinos) DB-9 Cabo conversor RS-232, chipset prolífico, Hexnuts, [Windows 10 / 8.1 / 8/7 / VISTA / XP, Mac OS X 10.6 e acima] 2.5 pés (CB-DB9P)</td></tr> <tr><td>Mesa</td><td></td><td></td> <td>agitadoraAgitação de algas 150 rpm</td></tr><tr><td>Carbonato de sódio (Na2CO3)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>497-19-8</td><td>Carbonato de sódio</td></tr><tr><td>Molibdato de sódio di-hidratado (Na2MoO4*2H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10102-40-6</td><td>Meio Preparação: Molibdato de sódio di-hidratado</td></tr><tr><td>Nitrato de sódio (NaNO3)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7631-99-4</td><td>Meio Preparação: Nitrato de sódio</td></tr><tr><td>Espectrofotômetro</td><td>Fisher Scientific Empresa</td><td>14-385-400</td><td>Thermo Fisher Scientific - 10S UV-Vis GENESTYS Espectrofotômetro cilíndrico Suporte de célula Longpath; dectector de referência interna, lâmpada de flash de xenônio; fotodiodo de silício duplo; 240V, 50 a 60Hz selecionado automaticamente.</td></tr><tr><td>Tubos de ensaio</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-961-27</td><td>Fisherbrand Tubos de vidro borosilicato descartáveis com extremidade lisa (10 ml)</td></tr><tr><td>Termopares tipo K</td><td>Omega</td><td>KMQXL-125G-6</td><td></td></tr><tr><td>Ureia</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>2067-80-3</td> Sistema <td></td></tr><tr><td>de filtragem a vácuo</td> de ureia <td>Fisher Scientific</td><td>XX1514700</td><td>Suporte para Filtro de Vácuo de Vidro MilliporeSigma, 47 mm. O sistema inclui: Acessório de frasco de vidro fosco, suporte de filtro de vidro de frita grossa e frasco</td></tr><tr><td>Bomba de vácuo</td> Motor AC elétrico <td>Grainger</td><td></td><td>Marathon Protegido termicamente G588DX - MOD 5KH36KNA510X. HP 1/4. RPM 1725/1425</td></tr><tr><td>Sulfato de zinco heptahidratado (ZnSO4 * 7H2O)</td> <td>Sigma-Aldrich</td><td>7446-20-0</td><td>Sulfato de zinco heptahidratado</td></tr></tbody></table>

acoplamento da captura de carbono de uma usina com lagoas abertas semi-automatizadas para cultivo de microalgas

Coupling Carbon Capture from a Power Plant with Semi-automated Open Raceway Ponds for Microalgae Cultivation

Nos Estados Unidos, 35% das emissões totais de dióxido de carbono (CO2) vêm da indústria de energia elétrica, das quais 30% representam a geração de eletricidade a gás natural. As microalgas podem biofixar CO2 10 a 15 vezes mais rápido que as plantas e converter biomassa de algas em produtos de interesse, como biocombustíveis. Assim, este estudo apresenta um protocolo que demonstra as sinergias potenciais do cultivo de microalgas com uma usina de gás natural situada no sudoeste dos Estados Unidos em um clima semiárido quente. Tecnologias de última geração são usadas para melhorar a captura e utilização de carbono através da espécie de algas verdes Chlorella sorokiniana, que pode ser processada ainda mais em biocombustível. Descrevemos um protocolo envolvendo uma lagoa de pista aberta semi-automatizada e discutimos os resultados de seu desempenho quando foi testado na usina de Energia Elétrica Tucson, em Tucson, Arizona. O gás de flua foi usado como a principal fonte de carbono para controlar o pH, e Chlorella sorokiniana foi cultivada. Um meio otimizado foi usado para cultivar as algas. A quantidade de CO2 adicionada ao sistema em função do tempo foi monitorada de perto. Além disso, outros fatores físico-químicos que afetam a taxa de crescimento de algas, a produtividade da biomassa e a fixação de carbono foram monitorados, incluindo densidade óptica, oxigênio dissolvido (DO), eletrocondutividade (CE) e temperaturas de ar e lagoa. Os resultados indicam que um rendimento de microalgas de até 0,385 g/L de peso seco sem cinzas é alcançável, com um teor lipídetivo de 24%. Aproveitar as oportunidades sinérgicas entre emissores de CO2 e agricultores de algas pode fornecer os recursos necessários para aumentar a captura de carbono, ao mesmo tempo em que apoia a produção sustentável de biocombustíveis e bioprodutos de algas.

Resultados experimentais anteriores do nosso laboratório indicam que o cultivo de microalgas usando uma lagoa de pista aberta semi-automatizada pode ser acoplado a processos de captura de carbono. Para entender melhor a sinergia entre esses dois processos (Figura 2), desenvolvemos um protocolo e o adaptamos para cultivar a espécie de algas verdes Chlorella sorokiniana em condições ao ar livre em um clima semiárido quente. O gás de flua a gás natural foi obtido a partir de uma usina ...

Um protocolo é descrito para utilizar o dióxido de carbono no gás de usina de gás natural para cultivar microalgas em lagoas abertas de pista. A injeção de gás de flue é controlada com um sensor de pH, e o crescimento das microalgas é monitorado com medições em tempo real da densidade óptica.

Acoplamento da captura de carbono de uma usina com lagoas abertas semi-automatizadas para cultivo de microalgas

In the United States, 35% of the total carbon dioxide (CO2) emissions come from the electrical power industry, of which 30% represent natural gas ...

Este sistema de cultivo semiautomático controlado por um sensor de pH pode capturar diretamente o gás de combustão dos planos de energia para o cultivo de microalgas e pode monitorar o crescimento de microalgas com medições em tempo real. O sistema do reator permite a captura direta e o uso de carbono do gás de combustão industrial para o cultivo de microalgas em sistemas semiautomatizados de pista aberta no local. O sistema pode ser usado para cultivar espécies alternativas de algas e capturar carbono de qualquer usina de energia.Para configurar uma lagoa aberta, conecte uma mangueira de combustível de 0,95 centímetro para capturar o gás de combustão durante o processo de pós-combustão, alguns metros antes de o gás de combustão entrar na chaminé para ser descarregado na atmosfera. Coloque um coletor de água de 20 litros e um condensador de aproximadamente 12 metros entre a chaminé e o compressor para remover a água do gás de combustão. Para monitorar o crescimento de algas, conecte um sensor de densidade óptica em tempo real que mede a absorbância em 650 e 750 nanômetros, um sensor de oxigênio dissolvido, termopares de ar e lagoa, um sensor de pH e um sensor de eletrocondutividade a um registrador de dados.Para configurar um sistema de controle de pH, conecte um compressor e um sistema de válvula de controle ao programa de registro de dados para gerenciar a injeção de gases de combustão e use um tubo para direcionar o gás de combustão da válvula de controle através de um difusor de pedra para o fundo da lagoa da pista e, em seguida, configure o sistema para injetar gás de combustão quando o valor de pH for maior que 8,05 e para interromper a injeção de gases de combustão quando o pH é menor que oito. Para configurar um sistema de cultura de algas, defina a sala de cultura para 25 graus Celsius em um ciclo de luz de 12 horas e escuro de 12 horas e use sais de água deionizados e macro e micronutrientes para preparar o meio de cultura BG-11. Use uma alça estéril para selecionar uma única colônia de algas da placa de cultura e inocule as algas em um tubo de 50 mililitros contendo meio de crescimento estéril em um gabinete de biossegurança limpo.Cultive a pequena cultura líquida em uma mesa agitadora a 120 rotações por minuto durante uma semana. No final da incubação, transferir todo o volume da cultura de algas para 500 mililitros de cultura líquida num balão de um litro e fechar o balão com uma rolha de borracha equipada com tubos de aço inoxidável para assegurar a aeração. Filtre o ar com filtros de esterilização de ar de 0,20 mícron e deixe a cultura crescer por mais uma a duas semanas usando um espectrofotômetro para monitorar a densidade celular diariamente.No final do período de cultura, adicione 500 mililitros da cultura de algas líquidas a oito litros de meio de cultura não estéril em um garrafão de 10 litros e injete uma mistura de 5% de dióxido de carbono e 95% de ar no garrafão. Monitore a placa de estoque e as culturas líquidas sob um microscópio óptico com ampliações de 10 e 40X uma vez por semana para garantir o crescimento da cepa de interesse. Para inocular uma lagoa aberta ao ar livre com algas, primeiro limpe completamente o reator durante a noite com 30% de alvejante.Enxágue o reator na manhã seguinte até que todo o alvejante tenha sido removido e calibre todos os sensores de acordo com seus procedimentos de calibração correspondentes. Encha a lagoa da pista até 80% com água para diluir o meio concentrado e inocule a lagoa com o garrafão de 10 litros de cultura de algas. Leve a lagoa ao seu volume final e, em seguida, sombreie parcialmente a lagoa com paletes de madeira por cerca de três dias como uma estratégia de adaptação para evitar a fotoinibição e permitir que as microalgas se aclimatem ao sistema de cultura.Para realizar um experimento de crescimento em lote, inspecione e registre quaisquer variações do dia-a-dia, incluindo evaporação da água, motor da roda de pás e funcionalidade do sensor ou qualquer outra coisa fora do comum. Drene e inspecione o compressor e o coletor de água diariamente para permitir a remoção de qualquer excesso de água e minimizar a corrosão dos gases de combustão. Configure o registrador de dados para escanear cada medição do sensor a cada 10 segundos e para armazenar os dados médios do sensor e da temperatura do ar e do reator a cada 10 minutos.Certifique-se de que o nível da água permaneça constante no volume final do reator para evitar afetar a medição da densidade óptica. Depois de reabastecer a água no reator, colete uma amostra de biomassa de algas usando uma garrafa de 250 mililitros. Meça a densidade óptica no espectrofotômetro.Verificar a qualidade da cultura de algas três vezes por semana por microscopia de luz. Quando uma cultura estiver perto de atingir a fase estacionária, colha 75% do volume total da cultura de algas e use de dois a cinco litros da suspensão da cultura para realizar a análise da produtividade da biomassa em laboratório, depois processe e converta o restante das algas nos produtos de algas desejados. Aqui, uma comparação entre o sensor e as medições laboratoriais pode ser observada.Ambos os animais mostram tendências semelhantes, com os dados aumentando em função do tempo. Os valores de densidade óptica aumentam durante o dia, mas diminuem à noite durante a respiração, indicando uma mudança na produtividade da biomassa, portanto, a integração de um sensor de densidade óptica em tempo real possibilita a tomada de decisões de gerenciamento eficazes sobre o sistema geral de produção de algas. Nesta análise, o gás de combustão foi injetado aproximadamente a partir das 8:00 da manhã.às 18h00, mas não foi injetado entre 18h00 e 8h00.Este ciclo dia/noite reflete a exposição à luz solar diurna e a falta de luz durante a noite e, consequentemente, a ativação da fotossíntese ou fotorrespiração, respectivamente. Conforme ilustrado nesta figura, à medida que a taxa de crescimento de algas aumenta, mais gás de combustão é necessário, confirmando que o sistema de injeção de pulso de gás de combustão liga/desliga é eficaz para facilitar a captura e utilização de carbono por meio do cultivo de microalgas. Outros parâmetros físico-químicos também podem ser usados para estabelecer uma correlação entre os parâmetros e o crescimento e a produtividade das algas.É importante certificar-se de que o sistema de pH esteja configurado corretamente e que todos os sensores estejam calibrados antes de inocular as lagoas com microalgas. Outros métodos que podem ser realizados com a lagoa de pista durante a produção de biomassa de microalgas incluem extração de lipídios, carboidratos ou pigmentos, medições de peso seco sem cinzas e monitoramento de qualidade de PCR.

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JoVE Journal

Environment

Ambiente

De gases de combustão das usinas é um barato CO 2 fonte para o crescimento de algas. Nós construímos "gás de combustão para cultivo de algas" protótipo sistemas e descreveu como para ampliar o processo de cultivo de algas. Demonstrámos a utilização de um modelo bio-reacção de transferência de massa para simular e conceber o funcionamento óptimo do gás de combustão para o crescimento de Chlorella sp. em algas foto-biorreatores.

Otimizar Configurações de gases de combustão para promover o crescimento de microalgas em fotobiorreatores via simulações de computador

A integração do cultivo de microalgas com gás de combustão industrial acabará por introduzir metais pesados e outros compostos inorgânicos no meio de crescimento. Este estudo apresenta um procedimento utilizado para determinar o destino final e o impacto de metais pesados e contaminantes inorgânicos no crescimento de Nannochloropsis salina cultivada em fotobiorreatores.

Quantificação de Metais Pesados ​​e outros contaminantes inorgânicos sobre a produtividade de Microalgas

Uma metodologia experimental é apresentado para comparar o desempenho de pequena (100 L) e grandes (1.000 L) escala reatores projetados para remediação algas das águas residuais aterro. características do sistema, incluindo a área de superfície em relação ao volume, tempo de retenção, a densidade da biomassa, e concentrações de alimentação de águas residuais, pode ser ajustada com base na aplicação.

Comparação de Scale em um sistema de reactores fotossintético de algas Remediação de Águas Residuais

Este artigo descreve o processo de montagem e operação de um biorreator fotossintético de bench-scale que pode ser usado, em conjunto com outros métodos, para estimar os parâmetros de crescimento cinético pertinentes. Este sistema monitora continuamente o pH, a luz e a temperatura usando sensores, uma unidade de aquisição e controle de dados e software de aquisição de dados de código aberto.

Construção e configuração de um Bioreactor Fotossintético Algal com Escala de Banco com Monitoramento de Temperatura, Luz e pH para testes de crescimento cinético

Aqui, apresentamos um protocolo para construir laboratório-escala bolha coluna fotobiorreatores e usá-los para a cultura de microalgas. Ele também fornece um método para a determinação da taxa de crescimento da cultura e do conteúdo de lipídios neutros.

Cultivo de microalgas verdes em fotobiorreatores coluna de bolha e um ensaio para lípidos neutros

O cultivo axenic da bancada-escala facilita a caracterização microalgal e a optimização da produtividade antes da escala subseqüente do processo-acima. Os fotobiorreatores fornecem o controle necessário para experimentos microais confiáveis e reprodutíveis e podem ser adaptados para cultivar microalgas com segurança com os gases corrosivos (CO2,SO2,NO2)das emissões de combustão municipal ou industrial.

Cultivo de microalgas e quantificação de biomassa em um fotobiorreator em escala de banco com gases corrosivos de flue

Esta publicação descreve o desenho de fotobioreatores laboratoriais (PBRs) com regimes de luz personalizáveis. O crescimento de cianobactérias ou microalgas, usando bicarbonato como fonte de carbono, é monitorado continuamente pela medição da produção volumétrica de oxigênio. Esses PBRs facilitam comparações rápidas e replicadas de crescimento laboratorial com pouca intervenção do usuário durante os experimentos.

Operação de Fotobioreatores laboratoriais com Medições de Crescimento Online e Regimes de Luz Personalizáveis

A poluição do ar impacta a qualidade de vida de todos os organismos. Aqui, descrevemos o uso da biotecnologia de microalgas para o tratamento de biogás (remoção simultânea de dióxido de carbono e sulfeto de hidrogênio) e a produção de biometano através de lagoas de algas semi-industriais abertas de alta taxa e subsequente análise da eficiência do tratamento, pH, oxigênio dissolvido e crescimento de microalgas.

Purificação de Biogás através do Uso de um Sistema Microalga-Bacteriano em Lagoas Semi-Industriais de Algas de Alta Taxa

Nós desenvolvemos uma metodologia para a realização de cruzes em Setaria viridis (S. viridis). O método envolve a poda da panícula antes de um tratamento com água quente para matar pólen viável. Cruzes são executadas seguindo um regime de crescimento bem controlada e tipicamente resulta na recuperação de 1 a 7, a polinização cruzada de sementes / s por panícula.

Métodos para a realização Cruzes em<em&gt; Setaria viridis</em&gt;, Um novo sistema de modelo para as gramíneas

Um método para a determinação do teor de ácidos gordos e composição de microalgas baseado em ruptura mecânica da célula, a extracção de lípidos à base de solvente, a transesterificação, e quantificação e identificação de ácidos gordos por cromatografia em fase gasosa é descrito. Uma norma interna tripentadecanoin é usado para compensar as possíveis perdas durante a extração e transesterificação incompleta.

Análise do conteúdo de ácidos graxos e composição em Microalgas

Aprenda a cultivar microalgas em lagoas abertas semi-automatizadas usando dióxido de carbono capturado de gases de combustão de usinas termelétricas. Este método utiliza sensores de pH e densidade óptica para monitoramento em tempo real.

Acoplamento da captura de carbono de uma usina com lagoas abertas semi-automatizadas para cultivo de microalgas

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