Name: Alimentação e quantificação de sangue derivados de animais e refeições artificiais em mosquitos Aedes aegypti (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-10-22T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 42 s
Description: Aprenda a alimentar e quantificar sangue em Aedes aegypti usando alimentador de membrana artificial. Este método permite medições de alto rendimento do volume ingerido por centenas de mosquitos individualmente.

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Agradecemos a Nipun Basrur, Adriana K. Rosas Villegas, Nadav Shai e Trevor Sorrells pelos comentários sobre os manuscritos, e Zhongyan Gong e Kyrollos Barsoum pela assistência técnica. Agradecemos a Alex Wild pelas fotografias usadas na Figura 1. K.V. foi apoiado pela bolsa de doutorado Da Boehringer Ingelheim Fonds. V.J. foi apoiado em parte pelo NIH T32-MH095246. Este trabalho foi apoiado em parte por uma bolsa para a Universidade Rockefeller do Instituto Médico Howard Hughes através do programa James H. Gilliam Fellowships for Advanced Study para V.J. Este material é baseado em trabalho apoiado pelo Programa de Bolsas de Pós-Graduação da Fundação Nacional de Ciência sob o Grant No. NSF DGE-1325261 para V.J. Quaisquer opiniões, achados e conclusões ou recomendações expressas neste material são do autor e não refletem necessariamente as opiniões da Fundação Nacional de Ciência.

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Os autores não têm nada a revelar.

Para muitas aplicações de laboratório, os alimentadores de membrana artificial oferecem benefícios distintos em comparação com os hosts vivos, permitindo aos pesquisadores a capacidade de manipular diretamente o conteúdo da refeição. Embora vários métodos estejam disponíveis para alimentação artificial de membrana, o método descrito aqui oferece vantagens em flexibilidade, custo e throughput. Em comparação com outros alimentadores de membrana comercial, o ensaio do Glytube requer um pequeno volume de refeição, tornando-se um mecanismo de entrega eficiente para reagentes caros, incluindo medicamentos ou patógenos, minimizando o volume total necessário7,35. Como tanto o soro fisiológico sem proteínas quanto as refeições artificiais de sangue promovem o engorgador, compostos ou patógenos podem ser adicionados a qualquer refeição como uma alternativa de alta produtividade e não invasiva às injeções. Além disso, cada componente do Glytube pode ser facilmente lavado, substituído ou dimensionado para entregar e quantificar vários tipos de refeições sem contaminação cruzada do aparelho alimentar.
Para quantificar os volumes de refeição consumidos pelos mosquitos, o método baseado em fluorescência permite uma quantificação mais precisa do tamanho da refeição do que pesar os mosquitos antes e depois da alimentação. Deve-se notar que este método é um ensaio de ponto final. Em contraste, a pesagem permite que os mosquitos sejam mantidos vivos para mais experimentos. Usando um leitor de pratos, o método baseado em fluorescência pode ser facilmente dimensionado para quantificação de alta produtividade de refeições consumidas por centenas de fêmeas individuais.
Para alcançar altas taxas de alimentação, uma combinação de pistas suficientes de hospedeiro deve estar presente para ativar o comportamento feminino em busca de hospedeiros e atrair fêmeas para o alimentador. Se os mosquitos não estiverem se aglomerando sob o Glytube, a refeição pode não ser adequadamente aquecida, ou a entrega de CO2 pode não ser suficiente. A adição de odor humano à superfície da membrana aumenta de forma confiável a atratividade da membrana artificial. Se os mosquitos forem observados sob o Glytube, mas não se alimentarem, a composição da refeição pode ser a culpada. As fêmeas não podem se alimentar se a refeição em si não estiver quente, o sangue é muito velho, ou se os aditivos para a refeição são intrinsecamente aversivos ou causam uma reação química indesejável36. ATP adicional também aumenta de forma confiável as taxas de alimentação e pode ser dimensionada até uma concentração final de 2 mM em cada uma das receitas fornecidas. As fêmeas não podem se alimentar se o parafilm não for puxado esticada através da tampa do Glytube; o parafilme deve ser uniformemente transparente e não deve dobrar, pois isso impede que a fêmea seja capaz de efetivamente perfurar o parafilme com seu estomado. Se a refeição vazar através do Glytube na malha, o parafilme pode ter rasgado durante o processo de alongamento e deve ser substituído.
A alteração da composição da refeição também pode permitir que os pesquisadores manipulem o tempo necessário para limpar a refeição do midgut, bem como o comportamento subsequente de busca de hospedeiros. As refeições aqui apresentadas requerem 24-36 h para digestão7 semelhante ao sangue derivado de animais. Depois de se alimentar em qualquer uma dessas refeições, as fêmeas suprimirão a busca de hospedeiros durante a janela de tempo de digestão. Como a refeição salina carece de proteína, as fêmeas voltam à busca de acolhimento após a refeição ser liberada. Se um retorno mais rápido for desejável, os pesquisadores podem escolher refeições salinas alternativas de "limpeza rápida" que são excretadas em aproximadamente 6 h27. Embora a composição da refeição salina aqui apresentada aqui seja combinada com a comparação direta dos resultados com a refeição artificial do sangue, a refeição de "limpeza rápida" corresponde mais de perto aos níveis fisiológicos de sal encontrados no sangue dos vertebrados.
Os métodos aqui descritos têm limitações que devem ser consideradas antes de selecionar o ensaio mais adequado aos objetivos experimentais do pesquisador. As medidas de fluoresceína descritas não permitem que os mosquitos sejam usados novamente para experimentação adicional. No entanto, as medidas de peso podem ser tomadas antes da quantificação do tamanho da refeição usando o ensaio de fluoresceína. Se o peso e o tamanho da refeição forem consistentes em vários ensaios para uma determinada refeição, o peso pode ser usado como proxy em experimentos futuros. Além disso, este protocolo não distingue entre déficits na busca de hospedeiros versus comportamento de alimentação sanguínea; mosquitos que apresentem prejuízos ao encontrar o alimentador de membrana terão uma redução nas taxas de alimentação e/ou tamanho da refeição. Adicionando uma câmera para registrar o comportamento durante todo o ensaio, os pesquisadores podem determinar se as fêmeas não conseguem encontrar o Glytube, ou se encontram o Glytube, mas não se alimentam.
O ensaio aqui descrito pode ser adaptado para explorar muitas questões pendentes relacionadas ao comportamento alimentar em mosquitos. Por exemplo, a contribuição de proteínas sanguíneas específicas pode ser explorada alterando a proporção de proteínas constituintes ou concentração total de proteínas na refeição sanguínea artificial. Para avaliar os tamanhos das refeições de múltiplos eventos de alimentação, corantes com espectros distintos de fluorescência podem ser adicionados para diferenciar refeições de fontes únicas37. Este protocolo também pode ser modificado para estimular separadamente as partes bucais internas que detectam sangue e que são usadas para ingestão (ou seja, mais stylet), e os apêndices que entram em contato com a pele (ou seja, labium, pernas) como o mosquito pousa para iniciar a alimentação sanguínea36. Por exemplo, se os ligantes são adicionados diretamente à refeição, eles não entram em contato com o lábio e as pernas, uma vez que a membrana é perfurada apenas pelo estomado. Se os ligantes forem adicionados à superfície externa do parafilme, eles permanecem separados da refeição e podem ser contatados pelo lábio e pernas36. Finalmente, a cinética detalhada do comportamento de alimentação sanguínea não é bem compreendida e o método aqui apresentado poderia ser modificado para combinar rastreamento de alta resolução com ferramentas de aprendizado de máquina para extrair leituras comportamentais da locomoção, postura e dinâmica alimentar38.
Este protocolo visa ser fácil de usar e econômico, com a capacidade de atender pesquisadores que empregam manipulações farmacológicas e genéticas para estudar a alimentação sanguínea de mosquitos e o comportamento pós-alimentação sanguínea.

Apresentamos um protocolo para alimentação de farinhas de sangue modificadas aos mosquitos Aedes aegypti utilizando um alimentador de membrana artificial e medindo precisamente o volume da refeição consumida por cada mosquito individual. Este protocolo pode ser adaptado de forma flexível para alterar o conteúdo da refeição ou para comparar o volume de refeições consumido por diferentes grupos experimentais de mosquitos.
O mosquito A. aegypti ameaça a saúde global espalhando patógenos que causam doenças como febre amarela, dengue, chikungunya e Zika1,2,3,4,5. As fêmeas Ae. aegypti são obrigatórias alimentadores sanguíneos; eles devem consumir sangue vertebrado para obter a proteína necessária para o desenvolvimento de óvulos, e cada embreagem de ovos requer uma refeição sanguínea completa de pelo menos um hospedeiro6,7,8. A fêmea mosquito primeiro morde seu hospedeiro perfurando a pele com seu estilo e saliva injetadora, que contém compostos que desencadeiam a resposta imune do hospedeiro9. Ela então se alimenta bombeando sangue através de seu estote em seu midgut. Ao consumir uma refeição sanguínea de um hospedeiro infectado, ela pode ingerir patógenos transmitidos pelo sangue6,8, que depois migram do meio do mosquito para as glândulas salivares10. Mosquitos fêmeas infectadas dessa forma podem espalhar doenças injetando patógenos junto com saliva ao morder os hospedeiros subsequentes11,12. Compreender e quantificar os mecanismos de comportamento sanguíneo são passos cruciais no controle da transmissão de doenças transmitidas por mosquitos.
Muitos protocolos laboratoriais para criação e experimentação de mosquitos usam animais vivos, incluindo camundongos, cobaias ou humanos como fonte de sangue13,14,15,16. O uso de animais vivos impõe preocupações éticas, bem como requisitos complexos para formação de pessoal, moradia e cuidado de animais e cumprimento das políticas do Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC). Também limita os tipos de compostos que podem ser entregues aos mosquitos, o que restringe os estudos que podem ser realizados17.
Aparelhos artificiais de alimentação sanguínea, que normalmente usam um sistema de membrana para simular a pele hospedeira, são ferramentas úteis para estudar comportamentos de alimentação sanguínea que contornam a necessidade de manutenção de hospedeiros vivos. O sangue inteiro pode ser comprado de vários fornecedores e alimentado com mosquitos usando alimentadores de membrana artificial aquecidos, reveses de água ou dispositivos similares18,19. Neste protocolo, demonstramos o uso de pequenos alimentadores de membrana descartáveis denominados "Glytubes". Este alimentador de membrana, publicado anteriormente por Costa-da-Silva et al. (2013)20, pode ser facilmente montado a partir de equipamentos de laboratório padrão, tornando-se ideal para fornecer refeições de sangue a um número moderado de mosquitos e simples de escalar para testar grupos maiores ou formulações múltiplas de refeições. O Glytube é uma alternativa barata e eficiente para outros alimentadores artificiais comerciais, que podem exigir maiores volumes de refeições e são mais adequados para alimentar grandes grupos de mosquitos em uma única formulação de refeição21.
Este protocolo inclui duas seções: preparar/entregar refeições artificiais e quantificar o consumo. Na primeira seção, os Glytubes são usados como um meio eficiente para fornecer dietas manipuladas. O sangue inteiro pode ser substituído por uma refeição inteiramente artificial para comparar os efeitos dos substitutos sanguíneos em vez de uma refeição de sangue. Uma receita adaptada de Kogan (1990)22 é apresentada aqui, embora várias formulações de refeições artificiais tenham sido desenvolvidas23,24. Além disso, a alimentação é um método menos invasivo e menos trabalhoso para introduzir compostos farmacológicos do que a injeção. Devido ao baixo volume total necessário para cada refeição (1-2 mL), este protocolo fornece um método de entrega atraente para reduzir as quantidades de reagentes caros. As fêmeas Ae. aegypti consomem prontamente refeições sem proteínas de solução salina com adenosina 5′-triphosphate (ATP)25,26, que fornece uma linha de base para medir os efeitos de componentes de refeição única. Por exemplo, o receptor semelhante ao Neuropeptide Y 7 (NPYLR7) no Ae. aegypti é conhecido por mediar a supressão em busca de hospedeiros após uma refeição sanguínea rica em proteínas, e quando os agonistas NPYLR7 são adicionados a uma refeição salina sem proteínas, mosquitos fêmeas exibem supressão em busca de hospedeiros semelhantes às que consumiram sangue inteiro7.
Na segunda seção, são apresentadas etapas para quantificar o volume de cada refeição consumida por um mosquito fêmea individualmente. Este ensaio é baseado em fluorescência e captura o estado de alimentação em maior resolução do que os métodos em que as fêmeas são classificadas como "alimentadas" ou "desapresas" com base apenas na avaliação visual da distensão abdominal. Adicionando fluoresceína à refeição antes da alimentação, os volumes de refeição ingeridos pelos indivíduos podem ser quantificados pela homogeneização de cada mosquito em um prato de 96 poços e medindo a intensidade da fluorescência como leitura. Este ensaio pode medir diferenças no vigor alimentar em resposta a variáveis como a composição da refeição ou o histórico genético dos mosquitos. A quantificação precisa é fundamental para tamanhos intermediários de refeições, por exemplo, quando as fêmeas são oferecidas refeições subótimas contendo impedimentos alimentares ou quando consomem refeições de sacarose de tamanhosvariáveis 27. Se os mosquitos alimentados forem necessários para ensaios comportamentais subsequentes após a quantificação do tamanho da refeição, o tamanho da refeição pode, em vez disso, ser calculado pesando fêmeas anestesiadas em grupos e estimando o aumento médio da massa por indivíduo. Embora menos precisa do que a marcação de fluoresceína, a pesagem ainda fornece uma estimativa agregada do volume da refeição e permite o exame do efeito da refeição em processos a jusante, como fecundidade ou atração subsequente do hospedeiro. Embora o tamanho da refeição sanguínea seja variável e possa ser influenciado por uma miríade de fatores11,28,29, tamanhos de refeição ingeridos medidos com os métodos descritos aqui são consistentes com quantificações anteriores7,30,31.

<table><tbody><tr><td>Tubos cônicos de 15 mL</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-959-70C</td><td></td></tr> 3 <tr><td>mm de diâmetro de borossilicato de vidro sólido</td><td>MilliporeSigma</td><td>Z143928</td><td>Para uso em homogeneizador de moinho de esferas; não é necessário se estiver usando moedor de pilão de pellets</td></tr><tr><td>Copo de plástico de polietileno de alta densidade (HDPE) de 32 oz.</td><td>VWR</td><td>89009-668 Exemplo de</td><td>recipiente para mosquitos usado para alimentar ensaios mostrados; opções alternativas podem ser usadas</td></tr><tr><td>Tubos cônicos de 50 mL</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-959-49A</td><td></td></tr><tr><td>Placa de poliestireno preto de 96 poços</td><td>ThermoFisher</td><td>12-566-09</td><td></td></tr><tr><td>Filme de vedação de placa PCR de 96 poços</td><td>Bio-Rad</td><td>MSB1001</td><td>Opções alternativas podem ser usadas</td></tr><tr><td>Placas de PCR de 96 poços</td><td>Bio-Rad</td><td>HSP9621</td><td>Opções alternativas podem ser usadas</td></tr><tr><td>Adenosina 5&prime;-trifosfato (ATP) sal dissódico hidrato</td><td>MilliporeSigma</td><td>A6419</td><td></td></tr><tr><td>Albumina (soro humano)</td><td>MilliporeSigma</td><td>A9511</td><td></td></tr><tr><td>Folha de alumínio</td><td>Fisher Scientific</td><td>01-213</td><td>Opções alternativas podem ser usadas para bloquear a entrada de luz no recipiente de fluoresceína</td></tr><tr><td>Balance</td><td>Fisher Scientific</td><td>01-911</td><td>Opções alternativas podem ser usadas</td></tr><tr><td>Homogeneizador de moinho de contas</td><td>Qiagen</td><td>85300</td><td>Não é necessário se estiver usando moedor de pilão de pellets</td></tr><tr><td>Bola de algodão</td><td>Fisher Scientific</td><td>22456880</td><td>Para alimentação com néctar; opções alternativas podem ser usadas</td></tr><tr><td>Sangue de ovelha desfibrinado</td><td>Hemostat Laboratories</td><td>DSB100</td><td>Opções alternativas podem ser usadas</td></tr><tr><td>Drosophila CO2 fly pad</td><td>Tritech Research</td><td>MINJ-DROS-FP</td><td>Opções alternativas podem ser usadas</td></tr><tr><td>Fluoresceína</td><td>MilliporeSigma</td><td>F6377</td><td></td></tr><tr><td>Leitor de placas de fluorescência</td><td>ThermoFisher</td><td>VL0000D0</td><td>Opções alternativas podem ser usadas</td></tr><tr><td>Gamaglobulina (sangue humano)</td><td>MilliporeSigma</td><td>H7379</td><td></td></tr><tr><td>Glicerol</td><td>MilliporeSigma</td><td>G7893</td><td></td></tr><tr><td>Hemoglobina (humana)</td><td>MilliporeSigma</td><td>G4386</td><td></td></tr><tr><td>Filme de embalagem de laboratório - parafilme</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-374</td><td></td></tr><tr><td>Agitador magnético</td><td>Fisher Scientific</td><td>90-691</td><td>Podem ser utilizados agitadores magnéticos alternativos</td></tr><tr><td>Microcentrífuga para placa de 96 poços</td><td>VWR</td><td>80094-180</td><td>Podem ser utilizadas opções alternativas</td></tr><tr><td>Tubos de microcentrífuga</td><td>MilliporeSigma</td><td>2236412</td><td>Opções alternativas podem ser utilizadas</td></tr><tr><td>Moedor de pilão de pellets</td><td>VWR</td><td>KT749521-1500</td><td>Não é necessário se estiver usando homogeneizador de moinho de esferas</td></tr><tr><td>Solução tamponada com fosfato (PBS)</td><td>Fisher Scientific</td><td>BW17-516F</td><td>Lâminas</td></tr> de <tr><td>barbear</td> opcionais <td>Fisher Scientific</td><td>12-640</td><td>Opções alternativas podem ser usadas, como um torno para melhor consistência de corte</td></tr><tr><td>Bandas</td><td></td><td></td><td></td>de borracha</tr><tr><td>Tubulação de silicone</td><td>McMaster Carr</td><td></td><td>Necessário se estiver usando uma almofada de mosca para entrega de CO2</td></tr><tr><td>Bicarbonato de sódio (NaHCO3)</td><td>Fisher Scientific</td><td>S233</td><td></td></tr><tr><td>Cloreto de sódio (NaCl)</td><td>MilliporeSigma</td><td>S9888</td><td></td></tr><tr><td>Barras de agitação</td> magnéticas alternativas <td>Fisher Scientific</td><td>14-512</td><td>podem ser usadas</td></tr><tr><td>Caixa de armazenamento de polipropileno translúcido com tampa</td><td></td> <td>removível</td><td>Exemplo de caixa usada para ensaios de alimentação mostrados</td></tr><tr><td>Misturador</td><td></td><td></td><td></td>de vórtice</tr><tr><td>Banho-maria</td><td></td><td></td><td>Dispositivo de aquecimento alternativo pode ser usado</td></tr><tr><td>Mosquiteiro de poliéster branco de 0,8 mm</td><td>American Home & Hábito Inc.</td><td>F03A-PONO-MOSQ-M008-WT</td><td>Opções alternativas podem ser usadas</td></tr></tbody></table>

alimentação e quantificação de sangue derivados de animais e refeições artificiais em mosquitos aedes aegypti

Feeding and Quantifying Animal-Derived Blood and Artificial Meals in Aedes aegypti Mosquitoes

Fêmeas de certas espécies de mosquitos podem espalhar doenças enquanto mordem hospedeiros de vertebrados para obter refeições de sangue ricas em proteínas necessárias para o desenvolvimento de óvulos. Em laboratório, os pesquisadores podem entregar refeições de sangue derivadas de animais e artificiais para mosquitos através de alimentadores de membrana, que permitem a manipulação da composição da refeição. Aqui, apresentamos métodos para alimentar sangue e farelos artificiais de sangue aos mosquitos Aedes aegypti e quantificar o volume consumido por fêmeas individuais.
A alimentação direcionada e a quantificação de refeições artificiais/sanguíneas têm usos amplos, incluindo testar os efeitos dos componentes da refeição no comportamento e na fisiologia dos mosquitos, fornecer compostos farmacológicos sem injeção e infectar mosquitos com patógenos específicos. Adicionar corante de fluoresceína à refeição antes da alimentação permite quantificação subsequente do tamanho da refeição. O volume da refeição consumido pelos mosquitos pode ser medido tanto em peso, se as fêmeas forem usadas posteriormente para experimentos comportamentais, ou homogeneizando fêmeas individuais em placas de 96 poços e medindo níveis de fluorescência usando um leitor de placas como um ensaio de ponto final. A quantificação do tamanho da refeição pode ser usada para determinar se a alteração dos componentes da refeição altera o volume da refeição ingerida ou se o consumo de refeições difere entre as cepas de mosquitos. A quantificação precisa do tamanho da refeição também é fundamental para ensaios a jusante, como aqueles efeitos de medição na atração do hospedeiro ou na fecundidade. Os métodos aqui apresentados podem ser ainda mais adaptados para acompanhar a digestão das refeições ao longo dos dias ou incluir múltiplos marcadores distinguíveis adicionados a diferentes refeições (como néctar e sangue) para quantificar o consumo de cada refeição por um único mosquito.
Esses métodos permitem que os pesquisadores realizem sozinhos medidas de alto rendimento para comparar o volume de refeições consumido por centenas de mosquitos individuais. Essas ferramentas serão, portanto, amplamente úteis à comunidade de pesquisadores de mosquitos para responder a diversas questões biológicas.

A Figura 1 apresenta um esquema para a montagem do Glytube, enquanto a Figura 2 mostra uma visão geral do design experimental para medir o tamanho da refeição usando o ensaio baseado em fluorescência descrito aqui. A Figura 3 fornece medidas representativas do tamanho da refeição fluoresceína de um experimento de alimentação sanguínea. A Figura 4, Figura 5e Figura 6 ilustram uma amostra de questões biológicas que podem ser abordadas por meio deste protocolo. As aplicações do protocolo são abrangentes e incluem alterar a composição da refeição sanguínea, alimentar compostos farmacológicos, quantificar precisamente refeições sanguíneas sub-ideais ou refeições menores de néctar, e comparar o comportamento alimentar entre os genótipos do mosquito.
Para gerar uma curva padrão para os cálculos do volume da refeição, as leituras de fluorescência são traçadas a partir dos poços de referência designados, cada um contendo um mosquito não pericido e um volume conhecido da refeição com fluoresceína de 0,002%(Figura 3A). As leituras de fluorescência dos demais poços, que contêm mosquitos do grupo controle negativo de mosquitos nãoofados ou do grupo experimental de mosquitos oferecidos por uma refeição, são comparadas a esta curva padrão para quantificar o volume da refeição (μL) consumido por cada mosquito(Figura 3B). Para validar as leituras da linha de base neste ensaio, deve-se confirmar que os mosquitos do grupo de controle negativo não são atribuídos a um valor positivo de μL consumido (Figura 3B, esquerda). Embora todas as fêmeas do grupo experimental tenham sido oferecidas a refeição sanguínea, alguns mosquitos alimentaram(Figura 3B, meio) e alguns não(Figura 3B, à direita). Este resultado demonstra que dois tipos de dados podem ser obtidos a partir deste protocolo: 1) o percentual do total de fêmeas que se alimentam de uma determinada refeição, e 2) o volume ingerido pelas fêmeas que se alimentam de uma determinada refeição.
Este protocolo pode ser usado para entregar e quantificar refeições com várias composições proteicas. Figura 4A,B mostram dados coletados usando refeições com fluoresceína adicionada. A proporção de mosquitos que alimentavam e o volume de refeição que ingeriam, respectivamente, foram calculados a partir das leituras de fluorescência. Essas leituras são altamente sensíveis e permitem quantificação precisa do μL, mas têm a limitação de que os mosquitos não podem ser usados para futuros experimentos ao vivo. A Figura 4C,D mostra dados coletados de um experimento independente com mosquitos que foram marcados como alimentados ou não alimentados por olho depois de serem oferecidos refeições sem fluoresceína. O tamanho da refeição foi calculado como peso médio/fêmea de grupos de 5 mosquitos. Embora essas medidas de peso sejam menos sensíveis do que as medidas de fluorescência, elas permitem que as fêmeas sejam recuperadas e usadas para mais experimentações ao vivo. A proporção de mosquitos que alimentam pode variar em diferentes dias experimentais, como refletido nas Figuras 4A e Figura 4C.
A Figura 5 mostra o volume consumido de refeições contendo drogas que regulam o comportamento de busca de mosquitos. Nesses experimentos, foram oferecidas refeições de sangue, soro fisiológico + ATP, ou soro fisiológico + ATP com 100 μM do agonista do receptor NPY Y2 humano, TM30338. Esta droga altera o comportamento de busca de hospedeiros através da ativação do receptor Ae. aegypti NPY 7. Medir o tamanho das refeições é fundamental para a interpretação dos experimentos para avaliar o efeito desta droga no comportamento pós-alimentação sanguínea, pois permite ao pesquisador calcular a dose consumida por cada fêmea.
Nos exemplos anteriores, as fêmeas eram alimentadas com sangue ou refeições sanguíneas substitutas, todas resultando em refeições de 3 a 5 μL(Figura 3, Figura 4, Figura 5). Este ensaio baseado em fluorescência também pode ser usado para medir tamanhos menores e/ou mais variáveis de refeição que não podem ser discernidos com precisão a partir de medidas médias de peso de grupo. Na Figura 6,o mesmo protocolo de quantificação da fluorescência foi utilizado para medir o comportamento de alimentação de néctar, trocando o Glytube por uma bola de algodão saturada com 10% de sacarose contendo fluoresceína de 0,002%. Os açúcares de néctar não podem ser apresentados no ensaio do Glytube porque as fêmeas não podem detectar a presença de açúcares de néctar com o estilo e não iniciar a alimentação27. Esses dados permitem ao pesquisador determinar que as refeições com açúcar são consistentemente menores do que as refeições de sangue, de acordo com o trabalho anterior34 (Figura 6).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61835/61835fig1v2.png"> Figura 1: Configuração do método Glytube usado para alimentar refeições com mosquitos. (A) Esquema de um Glytube desconstruído usado para alimentar sangue e outras refeições para mosquitos. (B) Esquema de um Glytube apresentado em cima de um recipiente de mosquitos com tampa de malha. Mosquitos fêmeas podem perfurar a tampa da malha para se alimentar. (C) Fotografias do Glytube (topo) e mosquitos fêmeas do Aedes aegypti antes, durante e depois da alimentação (inferior, da esquerda para a direita) em uma refeição entregue pelo Glytube. Mosquitos são mostrados perfurando através da malha cobrindo seu recipiente para acessar o alimentador de membrana. (D) Fotografias que mostram o aparecimento de mosquitos Ae. aegypti fêmeas que estão descidos (esquerda) e que têm engorgado em uma refeição de sangue artificial (direita, superior) ou uma refeição salina + ATP (direita, inferior). O método Glytube foi publicado anteriormente na Costa da Silva et al. (2013)20. Fotografias em (C) e (D) são cortesia de Alex Wild. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61835/61835fig1v2large.png" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61835/61835fig2v4.png"> Figura 2: Esquema de como quantificar o tamanho da refeição após o protocolo de alimentação sanguínea do Glytube. (A) Os mosquitos são oferecidos uma refeição com fluoresceína (grupo superior, experimental) ou sem refeição (inferior, grupo de controle negativo não-preparado). (B) Mosquitos individuais são adicionados a uma placa de 96 poços após o término do experimento de alimentação. (C) A curva padrão é gerada utilizando quantidades conhecidas de refeição contendo fluoresceína de 0,002%. (D) Os mosquitos são homogeneizados para liberar qualquer fluoresceína consumida, e os níveis de fluorescência em cada poço são quantificados usando um leitor de placas. Este método de quantificação da fluorescência é modificado a partir de Liesch et al. (2013)34. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61835/61835fig2v4large.png" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61835/61835fig3v2.png"> Figura 3: Experimento de alimentação sanguínea do Glytube com quantificação baseada em fluoresceína. (A) Medições de curvas padrão obtidas dos poços onde um mosquito do grupo de controle não-ofuscido foi adicionado a uma quantidade conhecida de refeição contendo fluoresceína de 0,002% (escala de eixo y = unidades arbitrárias). (B) Volume de refeição calculado utilizando leituras de fluorescência para fêmeas no grupo de controle não alimentado (esquerda, preto, n = 40), o grupo experimental que se alimentava de sangue (médio, vermelho, n = 37), e o grupo experimental que não se alimentava de sangue (direita, vermelho, n = 23). Cada ponto representa uma medida de uma fêmea individual. Os dados são mostrados como medianas com intervalo. As letras indicam grupos estatisticamente distintos, teste de Kruskal-Wallis com a comparação múltipla de Dunn, p&lt;0,01. Esses dados foram publicados em Jové et al. (2020)27. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61835/61835fig3v5large.png" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61835/61835fig4v2.png"> Figura 4: Quantificação de refeições com composição proteica diferente. Foram oferecidas refeições de sangue de ovelha (vermelho), sangue artificial com proteínas sanguíneas humanas (Kogan (1990)22) (laranja), ou soro fisiológico livre de proteínas + refeição ATP (aqua)7. (A) Percentual de fêmeas alimentadas pontuadas com leituras de fluorescência. Cada ponto representa um grupo de 12 a 16 mulheres. Os dados são mostrados como medianas com intervalos, n = 12. (B) Volume de refeição calculado com leituras de fluorescência. Cada ponto representa uma medição de uma fêmea individual em um único ensaio da Figura 4A. Os dados são mostrados como medianas com intervalos, n = 12. (C) Percentual de fêmeas totalmente engorgadas após a alimentação artificial da membrana, pontuada pelo olho. Cada ponto representa a porcentagem de fêmeas engorgadas de grupos de 20 a 30 fêmeas. Os dados são mostrados como medianas com intervalos, n = 23. (D) Tamanhos de refeição pontuados como peso/mulher após o estado de alimentação foi marcado por olho. Os pesos foram calculados como a média de grupos de 5 mosquitos. Os dados são mostrados como medianas com intervalos, n = 23. A–D: As letras indicam grupos estatisticamente distintos, teste de Kruskal-Wallis com a comparação múltipla de Dunn, p&lt;0,05. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61835/61835fig4v5large.png" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61835/61835fig5v2.png"> Figura 5: Quantificação de refeições com compostos farmacológicos. As fêmeas consomem refeições do mesmo tamanho de sangue de ovelha (vermelho), soro fisiológico + ATP (aqua) e soro fisiológico + ATP + 100 μM dose de agonista do receptor NPY Y2 humano TM30338 (azul escuro). Volume de refeição calculado com leituras de fluorescência. Cada ponto representa uma medida de uma fêmea individual. Os dados são mostrados como medianas com intervalos, n = 12. As letras indicam grupos estatisticamente distintos, teste de Kruskal-Wallis com a comparação múltipla de Dunn, p&lt;0,05. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61835/61835fig5v5large.png" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61835/61835fig6v2.png"> Figura 6: Quantificação de refeições menores de néctar. (A) Esquema de ensaio de alimentação de néctar. (B) Volume de refeição calculado utilizando leituras de fluorescência para fêmeas do tipo selvagem ofereciam refeições de água (azul, n = 36) ou 10% de sacarose (verde, n = 53), cada uma com fluoresceína de 0,002%, no ensaio de alimentação de néctar. Cada ponto representa uma medida de uma fêmea individual. Os dados são mostrados como medianas com intervalos. As cartas indicam grupos estatisticamente distintos, teste de Mann-Whitney, p&lt;0,05. Esses dados foram publicados em Jové et al. (2020)27. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61835/61835fig6v5large.png" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td colspan="4">Farinha de Sangue Artificial</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>Concentração de Solução de Estoque (mg/mL)</td>
			<td>Volume de Solução de Estoque na Refeição (μL/mL)</td>
			<td>Concentração final da refeição (mg/mL)</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="4">Componentes proteicos*</td>
		</tr>
<tr>
<td>γ-Globulinas</td>
			<td>50</td>
			<td>300</td>
			<td>15</td>
		</tr>
<tr>
<td>Hemoglobina</td>
			<td>35</td>
			<td>230</td>
			<td>8</td>
		</tr>
<tr>
<td>Albumina</td>
			<td>300</td>
			<td>340</td>
			<td>102</td>
		</tr>
<tr>
<td>Proteína Total</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>125</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="4">Componentes não proteicos</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>Concentração de Solução de Estoque (mM)</td>
			<td>Volume de Solução de Estoque na Refeição (μL/mL)</td>
			<td>Concentração final da refeição (mM)</td>
		</tr>
<tr>
<td>Nacl</td>
			<td>Em estoque de γ-globulina</td>
			<td>-</td>
			<td>5-10</td>
		</tr>
<tr>
<td>NaHCO3
</td>
			<td>Em estoque de γ-globulina</td>
			<td>-</td>
			<td>120</td>
		</tr>
<tr>
<td>Atp</td>
			<td>200</td>
			<td>5</td>
			<td>1</td>
		</tr>
<tr>
<td>Água</td>
			<td>-</td>
			<td>125</td>
			<td>-</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="4">*Os componentes proteicos são preparados em solução de estoque de água duplamente destilada, exceto para γ-Globulinas, que são dissolvidos em 400 mM NaHCO3 e incluem uma quantidade variável de NaCl (2-4%) no produto.</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabela 1: Receita para preparar refeições de sangue artificiais (adaptadas de Kogan (1990)22). O sangue artificial consiste em componentes proteicos e não proteicos regularmente encontrados no sangue humano e fornece a opção de variar as proporções desses componentes. Mosquitos podem produzir ovos depois de se alimentarem de sangue artificial7,22.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td colspan="4">Refeição salina</td>
		</tr>
<tr>
<td>Componente</td>
			<td>Concentração de Solução de Estoque (mM)</td>
			<td>Volume de Solução de Estoque na Refeição (μL/mL)</td>
			<td>Concentração final da refeição (mM)</td>
		</tr>
<tr>
<td>Nacl</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
		</tr>
<tr>
<td>NaHCO3
</td>
			<td>400</td>
			<td>300</td>
			<td>120</td>
		</tr>
<tr>
<td>Atp</td>
			<td>200</td>
			<td>5</td>
			<td>1</td>
		</tr>
<tr>
<td>Água</td>
			<td>-</td>
			<td>695</td>
			<td>-</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabela 2: Receita para refeição salina com ATP (adaptado de Duvall et al. (2019)7). As refeições salinas sem proteínas podem ser usadas para fornecer compostos de interesse aos mosquitos enquanto ainda imitam a distensão abdominal que ocorre após a alimentação sanguínea, mas sem desencadear o desenvolvimento de óvulos que ocorre quando as proteínas são ingeridas.

O objetivo deste protocolo é entregar refeições de sangue derivadas de animais e artificiais aos mosquitos Aedes aegypti através de um alimentador de membrana artificial e quantificar precisamente o volume de refeições ingeridas.

Alimentação e quantificação de sangue derivados de animais e refeições artificiais em mosquitos Aedes aegypti

Females of certain mosquito species can spread diseases while biting vertebrate hosts to obtain protein-rich blood meals required for egg development. In ...

Essa técnica permite que os pesquisadores alimentem e realizem sozinhos medições de alto rendimento para comparar os volumes de refeição consumidos por centenas de mosquitos individuais. Pode ser adaptativo para alterar o conteúdo da refeição ou comparar o volume consumido por diferentes grupos experimentais. Este protocolo visa ser fácil de usar e de baixo custo.Para manipulações farmacológicas e genéticas, para estudar a alimentação sanguínea do mosquito e o comportamento alimentar pós-inundação. A organização é fundamental para este protocolo. Prepare a configuração e os reagentes com antecedência, para que você possa entregar rapidamente as refeições aos mosquitos.Para começar, transfira de 1,98 a dois mililitros de sangue de ovelha desfibrinado para um tubo cônico de 15 mililitros. Se realizar a quantificação baseada em fluorescência do tamanho da refeição, adicione a solução de fluoresceína a uma concentração final de 0,002%, reduzindo o volume de sangue na mesma quantidade que a fluoresceína adicionada. Reter um mililitro da formulação final da refeição para gerar a curva padrão de referência.Todas as refeições e soluções contendo fluoresceína devem ser embrulhadas em papel alumínio ou mantidas no escuro. Para preparar refeições salinas sem proteínas, combine 600 microlitros de bicarbonato de sódio 400 milimolares com 1,39 mililitros de água bidestilada em um tubo cônico de 15 mililitros. Se a quantificação baseada em fluorescência do tamanho da refeição for realizada posteriormente, adicione a solução de fluoresceína a uma concentração final de 0,002% Reduzindo o volume de água na mesma quantidade que a fluoresceína adicionada.Reter pelo menos um mililitro da formulação final da refeição contendo 0,002% de fluoresceína para gerar a curva padrão de referência. Separe as refeições preparadas até que esteja pronto para entregá-las. Todas as refeições e soluções contendo fluoresceína devem ser embrulhadas em papel alumínio ou mantidas no escuro.Coloque o grupo experimental de mosquitos fêmeas em um recipiente e cubra-os com tela. Permita que essas fêmeas se aclimatem na câmara de alimentação. Separe um grupo de controle de mosquitos não alimentados que não receberão uma refeição.Para construir um tubo GLI, encha um tubo cônico de 50 mililitros com 40 mililitros de glicerol a 100%. Sele o tubo cônico aberto com dois pedaços de parafilme para minimizar a chance de vazamento. Opcionalmente, segure o parafilme no lugar usando elásticos.Inverta o tubo para garantir que não haja furos ou lacunas. Para criar o dispositivo de entrega de refeições, faça um orifício centralizado de 2,5 centímetros na tampa de rosca do tubo cônico usando uma lâmina de barbear afiada ou uma lava. Estique, um pedaço de parafilme uniformemente para que ele dobre de tamanho.O parafilme deve ser fino o suficiente para que os mosquitos possam perfurá-lo facilmente, mas não deve haver vazamentos. Sele a superfície externa da tampa de rosca com o parafilme para cobrir totalmente o orifício e coloque a tampa de lado. Aqueça o tubo selado de glicerol e as refeições de sangue e solução salina e um banho-maria de 42 a 45 graus Celsius por pelo menos 15 minutos.Adicione ATP à refeição aquecida e vortex completamente. Pipete dois mililitros da refeição aquecida na câmara interna da tampa de rosca e coloque suavemente o tubo cônico cheio de glicerol aquecido invertido sobre ela. Parcialmente, enrosque a tampa com a refeição no tubo cheio de glicerol, apenas o suficiente para evitar o vazamento da refeição ou do glicerol.Coloque o tubo grelhado montado em cima do recipiente para mosquitos, aplique dióxido de carbono e permita que os mosquitos acessem a alimentação por pelo menos 15 minutos para atingir as taxas máximas de alimentação. Após a alimentação, a tampa do tubo GLI pode ser descartada como resíduo de risco biológico ou reutilizada após imersão em uma solução de alvejante de baixa porcentagem e enxágue abundante em água. Para gerar uma curva padrão de referência, preparar uma diluição seriada da mesma refeição contendo 0,002% de fluoresceína que foi oferecida ao grupo experimental de mosquitos.Para fazer a primeira solução da curva padrão, adicione 50 microlitros de farinha contendo 0,002% de fluoresceína a 950 microlitros de PBS e vortex completamente. Efectuar diluições duplas para o resto das soluções da curva-padrão, fazendo um vórtice bem antes de cada diluição. Pipete 100 microlitros de cada uma das soluções de curva padrão em cada um dos oito poços na primeira coluna de uma placa de PCR de 96 poços.Adicione um mosquito de controle não alimentado anestesiado ou congelado a cada um dos mesmos oito poços. Repita na segunda coluna da placa para uma medição replicada. Adicione 100 microlitros de PBS a cada poço restante para os grupos controle e experimental não alimentados.Como controle negativo, adicione um mosquito não alimentado a cada poço nas próximas duas colunas do prato. Adicione um mosquito por poço aos poços restantes dos grupos experimentais que receberam uma refeição. Adicione esferas de vidro sólido de borossilicato de três milímetros a cada poço se estiver interrompendo o tecido com o homogeneizador do moinho de contas.Feche a placa com cuidado e rompa o tecido, depois centrifugue a placa a 2000 RPM por um a dois minutos para coletar o lisado. Prepare uma placa preta de 96 poços com 180 microlitros de PBS em cada poço. Em seguida, adicione 20 microlitros de lisado a cada poço e misture.Meça a intensidade da fluoresceína usando um leitor de placas com os 485 canais de excitação e 520 canais de emissão. Gere a curva padrão de referência traçando o volume conhecido de farinha em relação à medição de intensidade de fluorescência correspondente. Usando a curva padrão de referência gerada, extrapolar o volume de refeição ingerido por cada um dos mosquitos do grupo experimental.Subtraia a leitura média da intensidade de fluorescência do grupo de controle negativo não alimentado da leitura da intensidade de fluorescência de cada indivíduo do grupo experimental para corrigir a autofluorescência do tecido basal. Para medir o tamanho da refeição de fluoresceína a partir de um experimento de alimentação sanguínea, uma curva padrão foi gerada plotando leituras de fluorescência dos poços de referência designados contendo um mosquito não alimentado e um volume conhecido da refeição com 0,002% de fluoresceína. As leituras de fluorescência dos poços restantes que contêm mosquitos do grupo de controle negativo não alimentado de mosquitos ou do grupo experimental de mosquitos que receberam uma refeição são comparadas a esta curva padrão para quantificar o volume de refeição consumido.Embora todas as fêmeas do grupo experimental tenham recebido a refeição de sangue, alguns mosquitos se alimentaram e outros não. Este protocolo pode ser usado para entregar e quantificar refeições com várias composições proteicas. Os dados coletados usando refeições com adição de flúor são mostrados aqui.Um experimento independente em que os mosquitos foram classificados como alimentados ou não a olho nu, depois de receberem refeições sem flúor, também foi realizado. Esse protocolo foi utilizado para determinar o volume consumido de refeições com medicamentos que regulam o comportamento de busca de mosquitos hospedeiros. Nesses experimentos, as fêmeas receberam refeições salinas e ATP com um agonista humano de dois receptores NPY.Essa técnica também foi usada para medir o comportamento alimentar do néctar, trocando o tubo gly por uma bola de algodão saturada com sacarose a 10% contendo 0,002% de fluoresceína, demonstrando que pode ser usada para medir tamanhos de refeição menores ou mais variáveis que não podem ser discernidos com precisão a partir das medições de peso do grupo. O mais importante para a realização deste protocolo, é organizar as amostras em eventos e separar os mosquitos não alimentados e um ML de cada refeição para gerar a curva padrão. Após este procedimento, o comportamento dos animais após a alimentação sanguínea pode ser observado e a digestão pode ser rastreada.Este método permite que os pesquisadores avaliem as mudanças no consumo de refeições em mosquitos geneticamente modificados. Ele também fornece uma maneira direta, rápida e não invasiva de fornecer medicamentos aos mosquitos e testar seus efeitos no comportamento.

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Imunologia e Infecção

Uma vez que um gene é identificada como potencialmente refratário para o vírus da dengue, deve ser avaliado para o seu papel na prevenção de infecções virais dentro do mosquito. Este protocolo ilustra como a extensão das infecções por dengue de mosquitos podem ser ensaiadas. As técnicas para crescer o vírus em cultura, alimentando-se membrana de sangue os mosquitos humanos e assaying títulos viral no intestino médio do mosquito são demonstradas.

Protocolo para infecções por dengue em mosquitos (A. aegypti) e Determinação Fenótipo Infecção

Métodos para usar os sistemas de alfavírus transdução de expressar repórteres fluorescentes in vitro e em mosquitos adultos são descritos. Esta técnica pode ser adaptada para expressar toda a proteína de interesse em vez de ou em adição a um repórter.

Sistema Alphavirus Transdução: ferramentas para visualização de infecção em mosquitos vetores

Este vídeo demonstra um ensaio de alimentação sanguínea para avaliar a mortalidade e a fecundidade de compostos de teste com novos modos de ação em mosquitos fêmeas. Essa técnica ajuda na triagem de novas classes de inseticidas para matar a população resistente de mosquitos e controlar a propagação de doenças.

Ensaio de alimentação de mosquitos: um método para avaliar os efeitos dos compostos de teste na mortalidade e fecundidade de mosquitos fêmeas adultas

Controlo eficaz de transmissão do vírus a cargo de mosquito, o conhecimento do potencial vetor de respectivos mosquitos é de particular interesse. Descrevemos a salivação forçada como um método para analisar a competência vetorial do Aedes albopictus e três táxons de Culex diferentes para a transmissão de vírus Zika.

Forçado a salivação como um método para analisar a competência vetorial de mosquitos

Este protocolo descreve uma metodologia de microinjeção que temos padronizado e utilizado por vários anos para entregar quantidades específicas de ácidos nucleicos diretamente a hemolinfa de mosquitos e moscas domésticas. Este protocolo resulta em mortalidade de injeção mínima e permite medições de dose correlacionado de fecundidade.

Reprodutível dsRNA Microinjection e Bioassay de oviposição em mosquitos e moscas domésticas

Um protocolo é apresentado para a formulação de uma dieta artificial sem sangue para alimentar mosquitos Anopheles em cativeiro. Esta dieta tem um desempenho semelhante ao sangue vertebrado e desencadeia oogênese e maturação de ovos e produz descendência adulta viável.

Uma dieta sem sangue para mosquitos de anophelina traseira

O protocolo apresentado pode determinar a competência vetorial das populações do mosquito Aedes aegypti para um determinado vírus, como o Zika, em um ambiente de contenção.

Análises de competência vetorial sobre mosquitos Aedes aegypti que usam zika vírus

Descrito é um método de economia de tempo e espaço para contar ovos e determinar as taxas de escotilha de mosquitos individuais usando 24 placas de cultura de tecido de poço, o que pode aumentar substancialmente a escala e a velocidade dos ensaios de fecundidade e fertilidade.

Ensaio melhorado de fecundidade e fertilidade para a Aedes aegypti usando 24 placas de cultura de tecido poço (placas EAgaL)

O ensaio padrão de alimentação de membrana (SMFA) é considerado como o padrão-ouro para a avaliação e identificação de potenciais compostos antimaláricos. Este sistema de alimentação artificial é usado para infectar mosquitos para avaliar ainda mais os efeitos desses compostos na intensidade e prevalência do parasita Plasmodium falciparum .

Ensaio padrão de alimentação de membrana para a detecção de infecção por plasmodium falciparum em Vetores de Mosquito Anopheles

Essa metodologia, que incluiu alimentação por via oral e infecção por injeção intratorácica, foi capaz de avaliar efetivamente a influência das barreiras do intestino médio e/ou glândulas salivares na infecção por arbovírus.

Infecção viral experimental em mosquitos adultos por alimentação oral e microinjeção

O presente protocolo descreve como medir dados de parâmetros de vida comuns em mosquitos Aedes aegypti , incluindo fecundidade, tamanho da asa, fertilidade, proporção sexual, viabilidade, tempos de desenvolvimento, contribuição masculina e longevidade adulta. Essas medições podem ser usadas para avaliar a aptidão de mosquitos transgênicos.

Quantificando os custos de aptidão em mosquitos Aedes aegypti transgênicos

Aprenda a alimentar e quantificar sangue em Aedes aegypti usando alimentador de membrana artificial. Este método permite medições de alto rendimento do volume ingerido por centenas de mosquitos individualmente.

Alimentação e quantificação de sangue derivados de animais e refeições artificiais em mosquitos Aedes aegypti

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