Name: Preparação de andaimes renais descelularizados em ratos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-03-18T13:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 9 s
Description: Aprenda a preparar andaimes renais descelularizados em ratos para engenharia de tecidos e medicina regenerativa. Este protocolo remove núcleos preservando a matriz extracelular, viabilizando aplicações em transplantes.

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Este estudo foi apoiado por uma bolsa do Instituto de Pesquisa Biomédica do Hospital Nacional universitário de Pusan.

Este estudo foi aprovado pela administração da Universidade Nacional de Medicina de Pusan e foi conduzido de acordo com diretrizes éticas para o uso e cuidado dos animais. (certificado nº 2017-119). Antes de qualquer estudo em animais, deve-se obter aprovação institucional. NOTA: Todos os instrumentos/equipamentos cirúrgicos e anestésicos recomendados para apresentação cirúrgica bem sucedida e imagem de órgãos abdominais estão detalhados na Tabela 1.
1. Procedimentos de preparação para a colheita de rins de rato
<ol><li>Em preparação para a cirurgia, coloque ratos Sprague-Dawley de 8 semanas de idade (pesando 200-250 g) em uma almofada de aquecimento. Coloque uma sonda de termômetro retal no reto para monitorar a temperatura do núcleo.</li>
	<li>Anestesiar o rato com uma mistura de 5% de gás isoflurane (indução: 5%, manutenção: 3%).</li>
	<li>Para iniciar a operação, coloque o rato em uma posição supina após a administração da anestesia. Monte os quatro membros do rato na mesa de operação com fita adesiva.</li>
	<li>Raspe e limpe o abdômen do doador com sabão germicidal. Aplique 2% de betadina por pelo menos 1-2 min, e limpe com uma solução de 70% de etanol. Repita esta sequência três vezes.</li>
	<li>Cubra o campo operacional com uma cortina fenestrada estéril.</li>
	<li>Faça uma incisão abdominal vertical e exponha o rim esquerdo, ureter, aorta abdominal e veia cava inferior.</li>
	<li>Visualize e disseque o rim esquerdo, ureter, aorta abdominal e veia cava inferior pouco antes de cortar o pedículo.</li>
</ol>2. Perfusão transcárvia
<ol><li>Antes da cirurgia, prepare a solução de perfusão.<ol>
<li>Faça 50 mL de solução de perfusão por rato.</li>
		<li>Misture 1x PBS com aproximadamente 10 U/mL de heparina (1 frasco de 25 kU fará 2,5 L de PBS+Hep).</li>
		<li>Misture volumes iguais de 8% de paraformaldeído com 1x PBS para fazer a solução PFA/1xPBS de 4%. NOTA: 8% de PFA feito na água pode ser armazenado a 4 °C por até 2 meses. No entanto, 4% de PFA diluído em PBS só é estável por 1 semana a 4 °C. Faça a diluição fresca.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Estenda a incisão abdominal vertical cranialmente. Certifique-se de retirar a tesoura dos órgãos ao cortar para evitar danificar os órgãos internos.</li>
	<li>Continue a incisão através da caixa torácica, e depois corte através do diafragma levantando o esterno.</li>
	<li>Tire o retalho solto da pele para fora do caminho, e liberte o coração rasgando qualquer tecido conjuntivo com as fórceps. ATENÇÃO: Não use a tesoura para libertar o coração e isso pode resultar em sangramento indesejado.</li>
	<li>Abra a linha salina tamponada com fosfato (PBS) e certifique-se de que a linha está fluindo antes de colocar a agulha no ventrículo esquerdo. Segure o coração suavemente com fórceps sem cortes, e use um hemostat para controlar a agulha. A agulha deve ser inserida não mais do que 1/4 polegada. NOTA: A inserção superior a 1/4 polegada pode resultar em perfuração para o outro lado do tecido.</li>
	<li>Enquanto sustenta o coração com a agulha e o hemostat, localize o átrio direito e corte-o com uma tesoura de iridectomia. Descanse o hemostat sobre o corpo do rato, e certifique-se de que a agulha ainda está posicionada dentro do coração. NOTA: Se o corte for suficiente, deve haver sangue na cavidade corporal, pois a pressão do PBS que flui para o rato é aliviada.</li>
	<li>Despreocupe cuidadosamente os pés dianteiros e a aba da pele.</li>
	<li>Continue perfundiando PBS por 4 minutos ou mais se ainda houver sangue visível no rim e fígado.</li>
</ol>3. Colheita e descelularização de rins
<ol><li>Colher o rim esquerdo com a aorta abdominal e veia cava inferior.</li>
	<li>Ligate o ureter, aorta torácica, veia cava superior, e ramos da aorta abdominal.</li>
	<li>Mantenha o órgão hidratado na PBS de Dulbecco (DPBS) em uma placa de Petri de 10 cm.</li>
	<li>Cannulate a aorta abdominal e a cava vena inferior com um cateter calibre 23. Para remover o sangue residual, conecte a cânula com uma bomba peristáltica e lave com DPBS (500 mL) e heparina de 16 U/mL por 90 min a uma taxa de 5 rpm a 37 °C.</li>
	<li>Para descelularizar o rim, perfunde o rim com 1% Triton X-100 (1 L) por 3 h e depois com solução de sulfato de dodecyl de sódio de 0,75% (SDS) solução (2 L) por 6h a uma pressão constante de 40 mmHg. NOTA: O rim ficará transparente após 8h.</li>
	<li>Para remover sds residuais, perfundir a amostra com penicilina de 1% em água destilada (6 L) por 18 h (durante a noite) e, em seguida, com DPBS estéreis (500 mL) e 16 U/mL heparina por 90 min.</li>
</ol>

<ol><li>Kawai, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brief+report%3A+HLA-mismatched+renal+transplantation+without+maintenance+immunosuppression%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Brief report: HLA-mismatched renal transplantation without maintenance immunosuppression.</a> New England Journal of Medicine. 358 (4), 353-361 (2008).</li>
<li>Rana, D., Zreiqat, H., Benkirane-Jessel, N., Ramakrishna, S., Ramalingam, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+decellularized+scaffolds+for+stem+cell-driven+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Tissue+Engineering+and+Regenerative+Medicine%22%5BJournal%5D)">Development of decellularized scaffolds for stem cell-driven tissue engineering.</a> Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 11 (4), 942-965 (2017).</li>
<li>Fu, R. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decellularization+and+recellularization+technologies+in+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Decellularization and recellularization technologies in tissue engineering.</a> Cell Transplantation. 23 (4-5), 621-630 (2014).</li>
<li>Hopkinson, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimization+of+amniotic+membrane+%28AM%29+denuding+for+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering.+Part+C%2C+Methods%22%5BJournal%5D)">Optimization of amniotic membrane (AM) denuding for tissue engineering.</a> Tissue Engineering. Part C, Methods. 14 (4), 371-381 (2008).</li>
<li>Shupe, T., Williams, M., Brown, A., Willenberg, B., Petersen, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Method+for+the+decellularization+of+intact+rat+liver%5BTitle%5D)+AND+%22Organogenesis%22%5BJournal%5D)">Method for the decellularization of intact rat liver.</a> Organogenesis. 6 (2), 134-136 (2010).</li>
<li>Petersen, T. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+lungs+for+in+vivo+implantation%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered lungs for in vivo implantation.</a> Science. 329 (5991), 538-541 (2010).</li>
<li>Fernandez-Perez, J., Ahearne, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+impact+of+decellularization+methods+on+extracellular+matrix+derived+hydrogels%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">The impact of decellularization methods on extracellular matrix derived hydrogels.</a> Scientific Reports. 9 (1), 14933(2019).</li>
<li>Naik, A., Griffin, M., Szarko, M., Butler, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimizing+the+decellularization+process+of+an+upper+limb+skeletal+muscle%3B+implications+for+muscle+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Artificial+Organs%22%5BJournal%5D)">Optimizing the decellularization process of an upper limb skeletal muscle; implications for muscle tissue engineering.</a> Artificial Organs. 44 (2), 178-183 (2020).</li>
<li>Crapo, P. M., Gilbert, T. W., Badylak, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+overview+of+tissue+and+whole+organ+decellularization+processes%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">An overview of tissue and whole organ decellularization processes.</a> Biomaterials. 32 (12), 3233-3243 (2011).</li>
<li>Mason, C., Dunnill, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+brief+definition+of+regenerative+medicine%5BTitle%5D)+AND+%22Regenerative+Medicine%22%5BJournal%5D)">A brief definition of regenerative medicine.</a> Regenerative Medicine. 3 (1), 1-5 (2008).</li>
<li>Guyette, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perfusion+decellularization+of+whole+organs%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Perfusion decellularization of whole organs.</a> Nature Protocols. 9 (6), 1451-1468 (2014).</li>
<li>Song, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+and+experimental+orthotopic+transplantation+of+a+bioengineered+kidney%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Regeneration and experimental orthotopic transplantation of a bioengineered kidney.</a> Nature Medicine. 19 (5), 646-651 (2013).</li>
</ol>

Os autores não têm conflitos de interesse para divulgar.

Vários protocolos têm sido utilizados para a descelularização de órgãos e outros tecidos. O protocolo ideal de descelularização deve preservar a arquitetura tridimensional da matriz extracelular (ECM). Em geral, tais protocolos consistem em lise da membrana celular por meio de processamento físico ou soluções iônicas, dissociando o citoplasma e o núcleo do ECM por processamento enzimático ou detergentes, e, em seguida, removendo detritos celulares do tecido3. Os processos físicos incluem raspagem,...

Técnicas de cultura celular são aplicadas para a regeneração de tecidos e órgãos funcionais para substituir órgãos doentes ou danificados. O transplante de órgãos aogênicos é atualmente o tratamento mais comum para danos irreversíveis aos órgãos; no entanto, essa abordagem requer o uso de imunossupressão para evitar a rejeição do órgão transplantado. Além disso, apesar dos avanços na imunologia do transplante, 20% dos transplantados podem sofrer rejeição aguda dentro de 5 anos, e dentro de 10 anos após o transplante, 40% dos receptores podem perder o enxerto transplantado ou morrer1.
Os avanços nas tecnologias de engenharia de tecidos têm rendido um novo paradigma para o transplante de novos órgãos sem rejeição imunológica usando células-tronco diferenciadas. Após a diferenciação de células-tronco, um andaime, chamado de matriz extracelular sintética, é necessário para facilitar a geração de órgãos tridimensionais e permitir que o novo tecido prospere dentro do receptor. Andaimes de órgãos nativos descelularizados têm vantagens, incluindo um ambiente mais eficaz para o estabelecimento de células e o aprimoramento da proliferação de células-tronco, embora esses mecanismos não tenham sido totalmente elucidados2. Em particular, o rim é um órgão adequado para a geração de andaimes porque tem circulação abundante e um nicho para o estabelecimento de células-tronco. Além disso, devido à complexa estrutura do rim, é difícil regenerar artificialmente os rins para transplante de órgãos.
Neste relatório, introduzimos um método de desenvolvimento de andaimes vascularizados utilizando órgãos descelularizados em um modelo de rato para facilitar futuros estudos em animais para fins de engenharia de tecidos.

<table><tbody><tr><td>Seringa de 1 cc (injetar sondas e soluções de veículos</td><td>Becton Dickinson</td><td>305217</td><td></td></tr><tr><td>10-0 ethilon para anastomose de vaso</td><td>Agulha</td> guia de calibre <td>Ethicon 9032G</td><td></td></tr><tr><td>25 gauge (para cateteres vasculares)</td> <td>Becton Dickinson</td><td>305145</td><td></td></tr><tr><td>3-0 PDS rato de fechamento de incisão</td><td>Ethicon</td><td>Z316H</td><td></td></tr><tr><td>3-0 Prolene fechamento de incisão rato</td><td>Ethicon</td><td>8832H</td><td></td></tr><tr><td>3-0 carretel de seda acesso vascular / ligadura em rato</td><td>Braintree Scientific</td><td>SUT-S 110</td><td></td></tr><tr><td>4-0 PDS fechamento de incisão camundongo</td><td>Ethicon</td><td>Z773D</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Fechamento de incisão Prolene camundongo</td><td>Ethicon</td><td>8831H</td><td></td></tr><tr><td>5-0 carretel de seda acesso vascular / ligadura em camundongo</td><td>Braintree Scientific</td><td>SUT-S 106</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura fina para cortar fáscia/tecido conjuntivo</td><td>Fine Science Tools</td><td>14058-09</td><td></td></tr><tr><td>Porta-agulha Halsey</td><td>Fine Science Tools</td><td>12001-13</td><td></td></tr><tr><td>Kelly Hemostat para ratos: grampo muscular para minimizar o sangramento quando cortado</td><td>Fine Science Tools</td><td>13018-14</td><td></td></tr><tr><td>Polyethelyne 50 tubo, tubo de cateter 100 ft</td><td>Braintree</td> <td>Scientific.023" &vezes; .038"</td><td></td></tr><tr><td>Braçadeiras vasculares Schwartz microserrefine</td><td>Ferramentas de Belas Ciências</td><td>18052-01 (reta)</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>18052-03 (curva)</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura cirúrgica para cortar a pele</td><td>Ferramentas de Belas Ciências</td><td>14002-12</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura de mola Vannas-Tubingen para arteriotomia</td><td>Ferramentas de Belas Ciências</td><td>15003-08</td><td></td></tr></tbody></table>

preparação de andaimes renais descelularizados em ratos

Preparation of Decellularized Kidney Scaffolds in Rats

Engenharia de tecidos é uma disciplina de ponta na biomedicina. Técnicas de cultura celular podem ser aplicadas para a regeneração de tecidos e órgãos funcionais para substituir órgãos doentes ou danificados. Andaimes são necessários para facilitar a geração de órgãos ou tecidos tridimensionais usando células-tronco diferenciadas in vivo. Neste relatório, descrevemos um novo método para o desenvolvimento de andaimes vascularizados usando rins descelularizados. Os ratos Sprague-Dawley de oito semanas de idade foram usados neste estudo, e a heparina foi injetada no coração para facilitar o fluxo para os vasos renais, permitindo que a heparina perfunde para os vasos renais. A cavidade abdominal foi aberta, e o rim esquerdo foi coletado. Os rins coletados foram perfundidos por 9h usando detergentes, como Tritão X-100 e sulfato de dodecyl de sódio, para descelularizar o tecido. Os andaimes renais descelularizados foram então lavados suavemente com penicilina/estreptomicina de 1% e heparina para remover detritos celulares e resíduos químicos. Espera-se que o transplante de células-tronco com os andaimes vasculares descelularizados facilite a geração de novos órgãos. Assim, os andaimes vascularizados podem fornecer uma base para a engenharia tecidual dos enxertos de órgãos no futuro.

A morfologia bruta dos rins de rato era vermelho escuro(Figura 1A). Após a descelularização, o rim ficou pálido e translúcido(Figura 1D). O DNA genômico residual foi avaliado com um kit comercial de acordo com as instruções do fabricante, em andaimes renais descelularizados e comparado com o dos rins nativos (controle). A análise quantitativa confirmou que o DNA genômico tecidual foi quase eliminado após a descelularização. De 14 casos, o conteúdo médio de DNA f...

Este protocolo introduz um método para desenvolver um andaime usando rins descelularizados. O protocolo inclui processos de descelularização e recelularização para confirmar a biodisponibilidade. A descelularização é realizada utilizando-se triton X-100 e sulfato de dodecyl de sódio.

Preparação de andaimes renais descelularizados em ratos

Tissue engineering is a cutting-edge discipline in biomedicine. Cell culture techniques can be applied for regeneration of functional tissues and organs ...

Este protocolo permite desenvolver andaimes vascularizados usando rins em um modelo de rato. O rim é o órgão mais adequado para andaimes de células-tronco diferenciadas. Este é um protocolo altamente bem sucedido para descelularização do rim.Ele efetivamente remove os núcleos com destruição mínima da ultraestrutura ECM. Essa técnica pode ser aplicada à medicina de transplante e engenharia de tecidos. Demonstrando o procedimento estará Kim Joo Hyoung, professor associado de Cirurgia Plástica do meu laboratório.Para começar, coloque o rato Sprague Dawley de oito semanas de idade em uma almofada de aquecimento, e posicione uma sonda de termômetro retal no reto para monitorar a temperatura do núcleo. Depois de anestesiar o rato, coloque-o em uma posição supina, e fixe os quatro membros na mesa com fita. Raspe e limpe o abdômen com sabão germicidal.Aplique 2% Betadine por pelo menos um a dois minutos, depois limpe-o com uma solução de 70% de etanol. Repita esta sequência três vezes. Cubra o campo operacional com uma cortina estéril e fenestrada.Faça uma incisão abdominal vertical, e exponha o rim esquerdo, ureter, aorta abdominal e veia cava inferior. Disseque o tecido pouco antes de cortar o pedículo. Prepare 50 mililitros de solução de perfusão por rato misturando PBS com aproximadamente 10 unidades por mililitro heparina.Misture volumes iguais de 8% PFA com PBS para fazer a solução 4%PFA. Estenda a incisão abdominal vertical cranialmente, certificando-se de retirar a tesoura dos órgãos ao cortar para evitar danos. Continue a incisão através da caixa torácica, e depois corte através do diafragma levantando o esterno.Retire o retalho solto da pele para fora do caminho com um grampo Allis, e liberte o coração rasgando qualquer tecido conjuntivo com os fórceps. Abra a linha PBS e certifique-se de que ela está fluindo antes de colocar a agulha no ventrículo esquerdo. Segure o coração suavemente com fórceps sem cortes, e use um hemostat para controlar a agulha.A agulha deve ser inserida não mais do que um quarto de polegada. Enquanto sustenta o coração com a agulha e o hemostat, localize o átrio direito, e corte-o com uma tesoura de iridectomia. Descanse o hemostat sobre o corpo do rato, e certifique-se de que a agulha ainda está posicionada dentro do coração.Continue perfundiando PBS por quatro minutos ou mais se ainda houver sangue visível no rim e fígado. Colher o rim esquerdo com a aorta abdominal e veia cava inferior. Ligate o ureter, aorta torácica, veia cava superior, e ramos da aorta abdominal.Mantenha o órgão hidratado em DPBS em uma placa de Petri de 10 centímetros. Cannulate a aorta abdominal e a veia cava inferior com um cateter de calibre 23. Para remover o sangue residual, conecte a cânula com uma bomba peristáltica e lave o órgão com 500 mililitros de DPBS e 16 unidades por mililitro heparina por 90 minutos a cinco rpm e 37 graus Celsius.Para descelularizar o rim, perfunde-o com 1%Triton X-100 por três horas e, em seguida, com solução de SDS de 0,75% por seis horas a uma pressão constante de 40 mililitros de mercúrio. Para remover sds residuais, perfundir a amostra com 1%de penicilina em água destilada por 18 horas e, em seguida, com DPBS estéreis e 16 unidades por mililitro heparina por 90 minutos. A morfologia bruta dos rins de rato era vermelho escuro.Após a descelularização, o rim ficou pálido e translúcido. O DNA genômico residual foi quantificado em andaimes renais descelularizados e comparado com o dos rins nativos, confirmando que o DNA genômico tecidual foi quase eliminado após a descelularização. De 14 casos, o conteúdo médio de DNA foi de 115,05 nanogramas por microliter para o controle e 1,96 nanogramas por microliter para o andaime descelularizado.No total, 98,3% do DNA foi removido. A estrutura tridimensional foi mantida, e glomeruli acelular foram preservados no parênquim cortical. Ao inserir a agulha no ventrículo esquerdo, ela deve ser inserida não mais do que um quarto de polegada.Qualquer outra inserção pode sair do outro lado. Temos confiança de que essa técnica abrirá uma nova perspectiva no campo da engenharia de tecidos.

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