Name: Medição do fluxo sanguíneo strial em Cochlea de rato utilizando uma janela de vaso aberto e microscopia de fluorescência intravital (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-09-21T13:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 52 s
Description: Aprenda a medir o fluxo sanguíneo da cóclea em ratos usando uma janela de vaso aberto e microscopia de fluorescência intravital. Esta técnica permite estudar alterações estruturais e funcionais em condições normais e patológicas.

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Esta pesquisa foi apoiada pelo NIH/NIDCD R21 DC016157 (X.Shi), NIH/NIDCD R01 DC015781 (X.Shi), NIH/NIDCD R01-DC010844 (X.Shi) e Medical Research Foundation da Oregon Health and Science University (OHSU) (X.Shi).

NOTA: Esta é uma cirurgia de não sobrevivência. Todos os procedimentos envolvendo o uso de animais foram revisados e aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Oregon Health & Science University (número de aprovação da IACUC: TR01_IP00000968).
1. Preparação das células sanguíneas rotuladas por fluorescentes
<ol><li>Anestesiar os camundongos doadores (camundongos C57BL/6J machos com idade ~6 semanas) com uma injeção intraperitoneal (i.p.) de solução anestésico de cetamina/xilazina (5 mL/kg, consulte a Tabela de Materiais). NOTA: Este protocolo de anestesia é muito confiável e mantém a pressão arterial sistêmica.</li>
	<li>Coloque o rato nas costas, abra a pele e exponha a cavidade torácica usando pinças e dissecando tesouras. Corte o diafragma, pegue na base do esterno usando uma tesoura de grampo, corte a caixa torácica e levante para expor o coração. Coletar 1 mL de sangue em heparina (15 UI/mL de sangue) por punção cardíaca, e centrífuga a 3.000 × g por 3 min a 4 °C. Eutanize o rato por luxação cervical após coleta de sangue.</li>
	<li>Remova o plasma, lave a pelota de célula sanguínea com 1 mL de soro fisiológico tamponado com fosfato (PBS) e centrífuga 3x a 3000 × g por 3 min a 4 °C.</li>
	<li>Rotule as células sanguíneas com 1 mL de 20 mM DiO ou Dil em PBS, e incubar no escuro por 30 minutos a temperatura ambiente23,24.</li>
	<li>Centrifugar e lavar as células sanguíneas rotuladas com 1 mL de PBS, centrífugas 3x a 3000 × g por 3 min a 4 °C, e resuspensar a pelota celular em 30% de hematócrito com ~0,9 mL de PBS (volume final ~1,3 mL) antes da injeção.</li>
</ol>2. Cirurgia para criar uma janela aberta 25
<ol><li>Prepare os instrumentos cirúrgicos estéreis e a plataforma de imagem, e coloque uma almofada de aquecimento sob a cortina (Figura 1A). Anestesiar os camundongos (camundongos C57BL/6J machos com idade ~6 semanas) conforme descrito na etapa 1.1, e verificar a profundidade da anestesia monitorando o reflexo da pata e o tônus muscular geral. Coloque o animal na almofada de aquecimento quente e mantenha a temperatura retal a 37 °C.</li>
	<li>Coloque a cauda animal no sistema de monitor CODATM para monitorar a pressão arterial e os batimentos cardíacos (consulte a Tabela de Materiais). Registosos a pressão arterial sistólica do animal, a pressão arterial diastólica e a pressão arterial média (MBP) na condição anestesiada. NOTA: Não é observada diferença no MBP animal no estado anestesiado e não anestesiado (107 ± 11 mmHg vs. 97 ± 7 mmHg). A frequência cardíaca animal é estável sob anestesia, embora menor (ainda dentro da faixa normal) do que na condição não anestesiada (357 ± 12 bmp vs. 709 ± 3 bmp). Uma batida cardíaca ligeiramente aumentada deve ser esperada em animais colocados na contenção26.</li>
	<li>Abra a bula timpânica esquerda através de uma abordagem lateral e ventral sob um microscópio estéreo (veja a Tabela de Materiais), deixando a membrana timpânica e ossículos intactas21.<ol><li>Faça uma incisão ao longo da linha média do pescoço do animal com a cabeça imobilizada e posicionada para minimizar o movimento (Figura 1B). Remova a glândula submandibular esquerda e a barriga posterior do músculo digastric e cauterize. NOTA: Injete subcutâneamente buprenorfina a 0,05 mg/kg para reduzir a dor durante a cirurgia.</li>
		<li>Localize e exponha a bula óssea identificando o músculo estenicleidomastoide e o nervo facial estendendo-se anteriormente em direção à bula.</li>
		<li>Abra a bula óssea com uma agulha de 30 G, e remova cuidadosamente o osso circundante com pinças cirúrgicas para fornecer uma visão clara da cóclea e artéria stapedial, com sua margem medial sobre a borda do nicho da janela redonda, e correndo anteriormente superior em direção à janela oval (Figura 1C, D). NOTA: A traqueotomia é realizada para manter as vias aéreas desobstruídas e só deve ser feita quando o animal tiver um problema respiratório durante a cirurgia. Em geral, a maioria dos animais sob anestesia tem respiração suave. No entanto, se os animais receberam uma traqueotomia durante a cirurgia, o fluxo sanguíneo registrado não deve ser usado para qualquer comparação.</li>
	</ol></li>
	<li>Use uma pequena lâmina de faca (bisturi nº 16 frenado personalizado) para raspar o osso lateral da parede na curva do meio do ápice da cóclea do rato, aproximadamente 1,25 mm do ápice até que um ponto fino seja rachado. Remova os lascas ósseas com pequenos ganchos de arame (Figura 1E).</li>
	<li>Cubra a janela do vaso com um deslizamento de tampa de corte para preservar as condições fisiológicas normais e forneça uma visão óptica para registrar imagens do vaso. NOTA: Todos os procedimentos devem ser realizados com cautela. Além do monitoramento da temperatura corporal, os sinais vitais do animal, incluindo pressão arterial e batimentos cardíacos, também devem ser monitorados durante toda a cirurgia.</li>
</ol>3. Imagem de CoBF sob FIVM
<ol><li>Faça uma incisão de ~1 cm ao longo da veia safena direita para expor o vaso (Figura 1F).</li>
	<li>Infundir 100 μL da solução FITC-dextran (2000 kDa, 40 mg/mL em PBS) e 100 μL de uma suspensão de células sanguíneas (30% hematócrito) sucessivamente no animal através da veia safena (Figura 1G) para permitir a visualização dos vasos sanguíneos e o rastreamento da velocidade do fluxo sanguíneo.</li>
	<li>Observe o fluxo sanguíneo em tempo real diretamente em um monitor de vídeo 5 minutos após a injeção. Imagem dos vasos sanguíneos usando um microscópio de fluorescência equipado com um objetivo de longa distância de trabalho (W.D.) objetivo (W.D. 30,5 mm, 10x, 0,26 abertura numérica) e uma caixa de lâmpada contendo um filtro de excitação de banda múltipla e filtro de emissão compatível (Tabela de Materiais). Grave o vídeo usando uma câmera de dispositivo digital de alta resolução em preto e branco (Tabela de Materiais) a 2 quadros/s). Adquira mais de 350 imagens por vídeo para garantir uma análise bem-sucedida da velocidade de fluxo. NOTA: Os vasos sanguíneos tanto do ligamento espiral quanto da estria vascularis podem ser imagens ajustando o foco óptico (Vídeo Suplementar 1).</li>
</ol>4. Análise de vídeo
<ol><li>Meça o diâmetro da embarcação utilizando um software apropriado (Tabela de Materiais) e determine a distância entre dois pontos fixos através da embarcação nas imagens adquiridas.</li>
	<li>Calcule a velocidade de fluxo sanguíneo a partir de quadros de vídeo capturados traçando o movimento das células sanguíneas rotuladas na distância espacial entre os locaisde imagem 27.<ol><li>Abra o vídeo do fluxo sanguíneo no software (Fiji [ImageJ] foi usado neste protocolo), e defina a escala das imagens.</li>
		<li>Rastreie as células sanguíneas manchadas de DiO selecionadas usando a função de rastreamento. Use a distância que as células moveram e o intervalo de tempo entre os quadros de imagem no vídeo para o auto-cálculo da velocidade de fluxo.</li>
	</ol></li>
	<li>Calcular o fluxo volumoso (F) pela seguinte equação: F = V × A. (V: velocidade; A: área transversal da embarcação).</li>
</ol>5. Exposição ao ruído
<ol><li>Coloque os animais em gaiolas de malha de arame. Exponha-os ao ruído de banda larga a 120 dB nível de pressão sonora em uma cabine de exposição sonora por 3h e por mais 3 h no dia seguinte. NOTA: Este regime de exposição ao ruído, rotineiramente utilizado neste laboratório, produz perda permanente de sensibilidade coclear28.</li>
</ol>

<ol><li>Shi, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiopathology+of+the+cochlear+microcirculation%5BTitle%5D)+AND+%22Hearing+Research%22%5BJournal%5D)">Physiopathology of the cochlear microcirculation.</a> Hearing Research. 282 (1), 10-24 (2011).</li>
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<li>Hultcrantz, E., Nuttall, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+hemodilution+on+cochlear+blood+flow+measured+by+laser-Doppler+flowmetry%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Otolaryngology%22%5BJournal%5D)">Effect of hemodilution on cochlear blood flow measured by laser-Doppler flowmetry.</a> American Journal of Otolaryngology. 8 (1), 16-22 (1987).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a revelar.

Este artigo demonstra como os capilares na parede lateral coclear (e na estria vascularis) de um modelo de mouse podem ser visualizados com rotulagem fluorófora em uma preparação aberta de janela de vaso sob um sistema FIVM. O modelo de camundongos é amplamente utilizado e preferido como um modelo mamífero para investigar a saúde e a doença humana. O protocolo descrito aqui é uma abordagem viável para a imagem e investigação de CoBF na parede lateral do rato (particularmente na estria vascularis) usando uma janela de vas...

A função normal da microcirculação na parede coclear lateral (compreendendo a maioria dos capilares no ligamento espiral e estria vascularis) é criticamente importante para a manutenção da função auditiva1. CoBF anormal está implicado na fisiopatologia de muitos distúrbios do ouvido interno, incluindo perda auditiva induzida por ruído, hidrops de ouvido e presbycusis 2,3,4,5,6,7,8,9. A visualização do CoBF intravital permitirá uma melhor compreensão dos vínculos entre a função auditiva e a patologia vascular coclear.
Embora a complexidade e a localização da cóclea dentro do osso temporal impeça a visualização direta e a medição do CoBF, vários métodos foram desenvolvidos para a avaliação da CoBF, incluindo a estirmetria de fluxo de doppler a laser (LDF)10,11,12, ressonância magnética (RM)13, microscopia intravital fluorescência (FIVM)14, microendoscopia de fluorescência (FME)15, endoscópica de análise de contraste de ondas laser (LSCI)16 , e abordagens baseadas na injeção de marcadores rotulados e microesferas marcadas radioativamente na corrente sanguínea (microangiografia óptica, OMAG)17,18,19,20. No entanto, nenhum desses métodos permitiu o acompanhamento absoluto em tempo real das alterações no CoBF in vivo, com exceção da FIVM. FIVM, em combinação com uma janela de vaso na parede coclear lateral, é uma abordagem que tem sido usada e validada em cobaia em diferentes condições experimentais por vários laboratórios 14,21,22.
Um método FIVM foi estabelecido com sucesso para estudar as alterações estruturais e funcionais na microcirculação coclear no camundongo usando isothiocnato fluoresceína (FITC)-dextran como meio de contraste e um corante de fluorescência - ou DiO (3, 3'-dioctadecyloxacarbocyanine perclorato, verde) ou Dil (1,1-dioctadecyl-3,3,3,3-3-tetramethylindocarbocyanine perclorato, vermelho)-para pré-rotular glóbulos, visualizar vasos e rastrear a velocidade do fluxo sanguíneo. No presente estudo, o protocolo deste método foi descrito para imagens e alterações quantificantes no CoBF no camundongo em condições normais e patológicas (como após exposição ao ruído). Esta técnica dá ao pesquisador as ferramentas necessárias para investigar os mecanismos subjacentes do CoBF relacionados à disfunção auditiva e patologia na estria vascularis, especialmente quando aplicada em conjunto com modelos de camundongos transgênicos prontamente disponíveis.

<table><tbody><tr><td>0,9% de cloreto de sódio</td><td>Hospira</td><td>NDC 0409-1966-02</td><td>0,6 mL (para 1 mL)</td></tr><tr><td>1,1&prime;-Dioctadecil-3,3,3&prime;,3&prime;-tetrametilindocarbocianina perclorato Sigma</td><td>Aldrich</td><td>468495</td><td>20 &micro; M</td></tr><tr><td>3,3&prime;-Perclorato de dioctadeciloxacarbocianinaDio (3,3&prime;-Perclorato de dioctadeciloxacarbocianina</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D4292</td><td>20 &micro; Sistema de monitoramento M</td></tr><tr><td>CODA</td> Kent <td>scientific</td><td></td><td>CODA Monitor, para monitorar a pressão arterial e os batimentos cardíacos</td></tr><tr><td>Controlador</td> de temperatura <td>Fisher Scientific</td><td>12-542A</td><td></td></tr><tr><td>DC</td><td>FHC</td><td>40-90-8D</td><td></td></tr><tr><td>Fiji/ImageJ</td><td>NIH</td><td></td><td>Medição do diâmetro do vaso</td></tr><tr><td>FITC-dextrano (2000 kDa)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>FD2000s</td><td>40 mg/ml</td></tr><tr><td>Injeção de Heparina Sódica, USP MDV</td><td>Mylan</td><td>NDC 67457-374-12</td><td>5000 unidades USP/mL</td></tr><tr><td>Katathesia (100 mg/mL)</td><td>Henry Schein</td><td>NDC 11695-0702-1</td><td>0.2 mL (para 1 mL)</td></tr><tr><td>Objetiva de Microscópio</td><td>Mitutoyo</td><td>378-823-5</td><td>Modelo: M Plan Apo NIR 10x</td></tr><tr><td>ORCA-ER Câmera</td><td>Hamamatsu</td><td></td><td>Modelo: C4742-80-12AG</td></tr><tr><td>PBS</td><td>Gibco</td><td>2085387</td><td></td></tr><tr><td>Xyzaine (100 mg/ml, 5x diluído para uso)</td> <td>Lloyd</td><td>LPFL04821</td><td>0,2 mL (para 1 mL)</td></tr> <tr><td>Zoom Stereo Microscope</td><td>Olympus</td><td></td><td>Modelo: SZ61, microscópio fluorescente</td></tr></tbody></table>

medição do fluxo sanguíneo strial em cochlea de rato utilizando uma janela de vaso aberto e microscopia de fluorescência intravital

Measurement of Strial Blood Flow in Mouse Cochlea Utilizing an Open Vessel-Window and Intravital Fluorescence Microscopy

A transdução do som é metabolicamente exigente, e a função normal da microvasculatura na parede lateral é fundamental para manter o potencial endococlear, o transporte de íons e o equilíbrio de fluidos. Diferentes formas de distúrbios auditivos envolvem microcirculação anormal na cóclea. A investigação de como a patologia do fluxo sanguíneo coclear (CoBF) afeta a função auditiva é desafiadora devido à falta de métodos de interrogatório viáveis e à dificuldade de acesso ao ouvido interno. Uma janela de vaso aberto na parede coclear lateral, combinada com microscopia intravital de fluorescência, tem sido usada para estudar mudanças de CoBF in vivo, mas principalmente em cobaia e apenas recentemente no mouse. Este papel e o vídeo associado descrevem o método aberto da janela do vaso para visualizar o fluxo sanguíneo na cóclea do rato. Os detalhes incluem 1) preparação da suspensão de células sanguíneas rotuladas por fluorescentes em camundongos; 2) construção de uma janela de vaso aberta para microscopia intravital em um rato anestesiado, e 3) medição da velocidade e volume do fluxo sanguíneo usando uma gravação offline da imagem. O método é apresentado em formato de vídeo para mostrar como usar a abordagem da janela aberta no mouse para investigar alterações estruturais e funcionais na microcirculação coclear em condições normais e patológicas.

Após a exposição cirúrgica dos capilares cocleares na parede lateral (Figura 1), a observação microscópica de fluorescência intravital de alta resolução das células sanguíneas rotuladas por Dil em vasos rotulados pelo FITC-dextran era viável através de uma janela de vaso aberto. Figura 2A é uma imagem representativa tirada sob FIVM que mostra os capilares da parede lateral do ápice coclear do mouse. A lumina destes vasos é visíve...

Uma abordagem aberta da janela do vaso usando rastreadores fluorescentes fornece resolução suficiente para a medição do fluxo sanguíneo coclear (CoBF). O método facilita o estudo de mudanças estruturais e funcionais no CoBF no camundongo em condições normais e patológicas.

Medição do fluxo sanguíneo strial em Cochlea de rato utilizando uma janela de vaso aberto e microscopia de fluorescência intravital

Transduction of sound is metabolically demanding, and the normal function of the microvasculature in the lateral wall is critical for maintaining ...

O fornecimento normal de sangue para cóclea é criticamente importante para a Doença de Cochlea Meniere, especialmente para a manutenção do potencial coclear interno, que é a força motriz essencial para a transação de células ciliares. Esta função de circulação sanguínea tem sido intimamente associada com diferentes formas de perda auditiva. Uma melhor compreensão do fluxo sanguíneo coclear permitirá um gerenciamento mais eficaz dos distúrbios auditivos resultantes da disfunção do fluxo sanguíneo.No entanto, a medição direta do fluxo sanguíneo é muito, muito desafiadora devido à dificuldade de avaliar o ouvido interno. Técnicas para avaliar o fluxo sanguíneo coclear ainda estão em desenvolvimento. Aqui demonstramos um dos métodos recentes estabelecidos em nosso laboratório abrir janela muscular em acomodação com microscópio de fluorescência de alta resolução para reduzir o fluxo sanguíneo coclear em pequenas espécies animais, como o rato.A aplicação dessa técnica com modelos de massa transgenética tem o potencial de avançar na pesquisa para desvendar as ligações entre a função auditiva e a patologia relacionada ao fluxo sanguíneo coclear em risco intravascular. Nossos procedimentos devem ser conduzidos com cautela. Além da hemorragia corporal momentânea, os sinais vitais do animal, incluindo pressão arterial e batimentos cardíacos, devem ser monitorados durante a cirurgia.Comece coletando aproximadamente um milímetro de sangue na heparina por punção cardíaca. Centrifugar o sangue a 3000 vezes G por três minutos a quatro graus Celsius. Remova o plasma, depois lave a pelota de célula sanguínea com um mililitro de PBS três vezes por centrifugação a 3000 vezes G por três minutos a quatro graus Celsius.Rotule as células sanguíneas com um mililitro de 20 dio micromolar ou dil em PBS, e incubar no escuro por 30 minutos em temperatura ambiente. Lave as células sanguíneas rotuladas com um mililitro de PBS e centrífuga três vezes a 3000 vezes G por três minutos. Resuspend a pelota celular em 30% hematócrito com aproximadamente 0,9 mililitros de PBS antes da injeção.Prepare instrumentos cirúrgicos estéreis e plataforma de imagem e coloque uma almofada de aquecimento sob a cortina. Monitore o reflexo ruim e o tônus muscular geral dos camundongos anestesiados para verificar a profundidade da anestesia. Coloque o animal na almofada de aquecimento quente e sua cauda no sistema de monitor para monitorar a pressão arterial e os batimentos cardíacos.Mantenha a temperatura retal a 37 graus Celsius e regissou a pressão arterial sistólica do animal, pressão arterial diastólica e pressão arterial média na condição anestesiada. Abra a bula timpânica esquerda através de uma abordagem lateral e vental sob um microscópio estéreo deixando a membrana timpânica e ossículos intactas. Faça uma incisão ao longo da linha média do pescoço do animal com a cabeça imobilizada para minimizar o movimento.Remova a glândula sub mandibular esquerda e a barriga posterior do músculo digastric e cauterize. Localize e exponha a bula óssea identificando o músculo estenicleidomastoide e o nervo facial estendendo-se anteriormente em direção à bula. Abra a bula óssea com uma agulha de calibre 30 e remova cuidadosamente o osso circundante com pinças cirúrgicas para fornecer uma visão clara da artéria coclear e stapedial com sua margem medial sobre a borda do nicho da janela redonda e causando superior anterior em direção à janela oval.Use uma pequena lâmina de faca para raspar o osso da parede lateral na curva média do ápice da cóclea do rato aproximadamente 1,25 milímetros do ápice até que um ponto fino seja rachado. Remova os lascas de osso com pequenos ganchos de arame. Cubra a janela do vaso com um deslizamento de tampa de corte para preservar as condições fisiológicas normais e forneça uma visão óptica para a gravação de imagens do vaso.Faça uma incisão de um centímetro ao longo da veia safena direita para expor o vaso. Infundir sucessivamente 100 microliters cada uma das soluções FITC-Dextran e a suspensão das células sanguíneas no animal através da veia safena para permitir a visualização dos vasos sanguíneos e o rastreamento do fluxo sanguíneo. Observe o fluxo sanguíneo em tempo real em um monitor de vídeo cinco minutos após a injeção.Imagem dos vasos sanguíneos usando um microscópio de fluorescência equipado com um objetivo de longa distância de trabalho e uma caixa de lâmpada contendo um filtro de excitação de banda múltipla e filtro de emissão compatível. Grave o vídeo usando uma câmera de dispositivo digital de alta resolução em preto e branco, adquirindo mais de 350 imagens por vídeo. Para garantir uma análise bem sucedida da velocidade de fluxo.Meça o diâmetro da embarcação usando software apropriado e determine a distância entre dois pontos fixos através da embarcação nas imagens adquiridas. Abra o vídeo do fluxo sanguíneo no software e defina a escala das imagens. Rastreie as células sanguíneas manchadas de DiO selecionadas usando a função de rastreamento.Em seguida, use a distância que as células moveram e o intervalo de tempo entre os quadros de imagem no vídeo para o cálculo automático da velocidade de fluxo. Calcule o fluxo volutivo usando a equação dada no manuscrito do texto. Para criar o modelo de exposição ao ruído antes da gravação do fluxo sanguíneo, coloque os animais em gaiolas de malha de arame e exponha-os ao ruído de banda larga a 120 decibéis nível de pressão sonora em uma cabine de exposição sonora por três horas.Então, por mais três horas no dia seguinte. Registo sanguíneo duas semanas após exposição ao ruído. Após a exposição cirúrgica dos capilares cocleares na parede lateral, a observação microscópica de fluorescência intravital de alta resolução das células sanguíneas rotuladas por DiL nos vasos rotulados fitc Dextran foi realizada através de uma janela de vaso aberto.Células sanguíneas rotuladas por DiL em vasos stria rotulados com FITC Dextran são mostrados aqui. Células sanguíneas rotuladas com FITC Dextran mostram que a densidade do vaso do ligamento espiral é mais escassa que a da mais densa Stria vascularis. IVM de alta resolução mostra os padrões de fluxo sanguíneo em grupos controlados e expostos ao ruído.O padrão perturbado da circulação sanguínea pode ser visto nos grupos expostos ao ruído. As anomalias incluíram redução do diâmetro do vaso e aumento da variação do diâmetro do vaso. As velocidades de fluxo sanguíneo nos grupos de controle e ruído expostos foram calculadas através do rastreamento das raízes das células sanguíneas rotuladas pelo DiO.A velocidade sanguínea e o volume no grupo exposto ao ruído foram significativamente menores do que no grupo controle. O estabelecimento bem sucedido da janela do vaso aberto requer um alto grau de habilidade cirúrgica. Deve-se ter cuidado na remoção do osso da parede lateral coclear.

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Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Um novo método versátil para a observação da microcirculação é apresentado. Ele é considerado adequado para observação a longo prazo, e para combinação com pharmacophysiological ou molecular intervenções biológicas.

Medição in vivo Micro-circulação no músculo esquelético por Intra-vital Microscopia

Dinâmica do fluxo sanguíneo cortical pode ser estudada in vivo por corantes fluorescentes imagem dextran injetado na veia da cauda dos roedores com 2-fótons microscopia. Este vídeo mostra como a dinâmica do fluxo sanguíneo na imagem neocórtex de ratos através de um vidro coberto de preparação janela craniana.

Um método para 2-Photon Imagens de Fluxo de Sangue no neocórtex através de uma janela Cranial

Microscopia intravital para seguir temporal e espacial eventos inflamatória e hemodinâmica na microcirculação pial.

Microscopia intravital da Microcirculação cérebro de camundongo usando uma janela fechada Cranial

Nós apresentar um método para formar uma janela de imagem no crânio do rato que se estende por milímetro e é estável durante meses sem inflamação do cérebro. Este método é bem adequado para estudos longitudinais de fluxo de sangue, a dinâmica celular, e as células / estrutura vascular utilizando dois fotões microscopia.

A polido e reforçado Janela afinado crânio para longo prazo de imagens do cérebro de camundongo

Este vídeo demonstra a técnica de microscopia de fluorescência intravital para estudar a formação de trombos em um modelo de camundongo. O camundongo é injetado com um polissacarídeo marcado com fluoróforo para monitorar a circulação sanguínea. Após a iluminação com uma luz de alta intensidade, a indução fototóxica de uma lesão na microvasculatura da orelha leva à formação de um trombo, que é confirmado pela visualização da obstrução no fluxo sanguíneo.

Microscopia de fluorescência intravital para estudar a formação de trombos microvasculares

Microscopia intravital do cremaster microcirculação rato M. oferece um único e bem padronizados modelo in vivo para a análise de medula óssea a migração de células estaminais periféricas.

Microscopia intravital da Microcirculação no músculo Rato Cremaster de Análise de Migração Stem Peripheral celular

A microscopia intravital pode ser usada em animais para visualizar e medir diâmetros vasculares da retina, velocidades da corrente sanguínea e fluxo sanguíneo total da retina.

Medições de microscopia de vídeo intravital do fluxo sanguíneo retiniano em camundongos

Este artigo relata um método detalhado para a medição dinâmica e quantificação da velocidade do fluxo sanguíneo dentro dos vasos sanguíneos individuais da vasculatura hepática de camundongo usando imagens de microscopia intravital em combinação com uma metodologia específica para aquisição e análise de imagens.

Microscopia intravital Imagem do Fígado seguinte<em&gt; Leishmania</em&gt; Infecção: Uma Avaliação de hepáticas Hemodinâmica

A imagem em células vivas das células sanguíneas marcadas na circulação ocular pode fornecer informações sobre inflamação e isquemia na retinopatia diabética e degeneração macular relacionada à idade. É descrito um protocolo para rotular as células do sangue e imagem das células rotuladas na circulação da retina.

Etiquetagem de corantes fluorescentes de eritrócitos e leucócitos para estudar a dinâmica do fluxo na circulação da retina do mouse

Apresentado aqui é um protocolo para estudar a microcirculação coronária no tecido cardíaco murino vivo por ex vivo monitoramento da pressão e fluxo de perfusão arterial que mantém a pressão, bem como componentes de árvores vasculares, incluindo os leitos capilares e pericitos, já que a artéria septal é canulada e pressurizada.

Medição dinâmica e imagem de capilares, arterioles e pericias em coração de rato

A vasculatura da retina de camundongos é particularmente interessante na compreensão dos mecanismos de formação do padrão vascular. Este protocolo mede automaticamente o diâmetro dos vasos retinianos de camundongos a partir de imagens de fundo de angiografia fluorescente a uma distância fixa do disco óptico.

Medindo o diâmetro do vaso retiniano a partir de imagens de angiografia fluorescente de camundongo

Aprenda a medir o fluxo sanguíneo da cóclea em ratos usando uma janela de vaso aberto e microscopia de fluorescência intravital. Esta técnica permite estudar alterações estruturais e funcionais em condições normais e patológicas.

Medição do fluxo sanguíneo strial em Cochlea de rato utilizando uma janela de vaso aberto e microscopia de fluorescência intravital (Vídeo) | JoVE Journal

Medição do fluxo sanguíneo strial em Cochlea de rato utilizando uma janela de vaso aberto e microscopia de fluorescência intravital

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