Name: Tomografia de emissão de pósitrons para medição in vivo de conteúdo de mielina no modelo de rato de lysolecithin de esclerose múltipla (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-02-28T14:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 40 s
Description: Aprenda a usar tomografia por emissão de pósitrons com 11C-PIB para monitorar mielina in vivo em modelo de rato com lisolecitina de esclerose múltipla. Este método permite quantificar desmielinização e remielinização ao longo do tempo.

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β-cubos (Molecubes NV, Bélgica) contou com o apoio da Fundação de Amparo à Pesquisa de São Paulo, a FAPESP - Brasil (#2018/15167-1). O LES possui bolsa de doutorado da FAPESP - Brasil (#2019/15654-2).

Todos os procedimentos foram realizados de acordo com as diretrizes do Conselho Nacional de Controle da Experimentação Animal (CONCEA, Brasil) e aprovados pelo Comitê de Ética em Pesquisa Animal da Faculdade de Medicina da Universidade de São Paulo (CEUA-FMUSP) - número do protocolo: 25/15).
NOTA: Neste protocolo, mostramos como induzir um modelo de rato de esclerose múltipla e como adquirir e analisar as imagens PET de mielina.
1. Preparação da solução de lysolecithin
<ol><li>Pesar lysolecithin (L-α-Lysophosphatidylcholine de gema de ovo) em uma escala analítica usando um tubo plástico conic (1,5 mL).</li>
	<li>Adicione soro fisiológico estéril ao tubo para fazer 1% de solução (por exemplo: pesar 1 mg de lisecitina e dissolvê-lo com 100 μL de soro fisiológico) e dissolver a lisecirina sacudindo o tubo (balançando de um lado para o outro e não girando de cima para baixo).</li>
	<li>Prepare a solução pouco antes de iniciar a indução do modelo animal (não estocar a solução pronta final).</li>
</ol>2. Modelo de rato de lysolecithin - Cirurgia estereotaxica
<ol><li>Use ratos Wistar machos pesando entre 220 e 270 g. Use luvas e máscara durante todos os procedimentos.</li>
	<li>Induzir anestesia com 5% de isoflurane misturado em 100% O2 (1 L/min) usando uma caixa de indução. Verifique se o animal está anestesiado observando a ausência de movimento (somente a respiração deve ser observada).</li>
	<li>Coloque o animal em aparelho estereotaxo em uma almofada de aquecimento. Conserte o nariz e as orelhas do animal no equipamento. NOTA: Detalhes de como realizar cirurgia estereotaxa podem ser encontrados no Banco de Dados de Educação Científica da JoVE. Neurociência. Cirurgia Estererófica de Roedores. JoVE, Cambridge, MA, 2021.<ol>
<li>Monitore a anestesia durante todo o procedimento (incluindo cirurgia e aquisição de imagens). Para ajustar a concentração de isoflurane, observe a taxa de respiração animal. Uma taxa de respiração rápida requer maior concentração e uma taxa de respiração lenta requer menor concentração anestésico.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Injete o analgésico (cetoprofeno - 5 mg/kg) subcutâneamente (diluir a medicação para 1 mL em soro fisiológico, isso ajudará a hidratar o animal).</li>
	<li>Coloque creme nos olhos do animal para proteger contra a desidratação.</li>
	<li>Use uma solução de clorexidina de 0,5% para limpar a área de incisão.</li>
	<li>Injete 100 μL de cloridrato de lidocaína 2% subcutâneamente na região da incisão.</li>
	<li>Raspe a área do crânio.</li>
	<li>Use instrumentos estéreis para este procedimento.</li>
	<li>Usando um bisturi, faça uma incisão de cerca de 2 cm na pele sobre o crânio.</li>
	<li>Exponha o crânio com grampos bulldog.</li>
	<li>Use um cotonete para limpar a área do crânio com 1% de peroxidase de hidrogênio.</li>
	<li>Localizar e marcar o bregma (um atlas cerebral de rato estereotaxic pode ajudar a identificar o Bregma).</li>
	<li>Posicione a seringa Hamilton (seringas neuros μL) no bregma.</li>
	<li>Usando o bregma e um atlas estereotaxic como referência, posicione a seringa Hamilton nas seguintes coordenadas: Antero-posterior: -0,30 mm, latero-lateral: -3,0 mm e ventral até tocar o osso do crânio, e marque o crânio e observe a orientação das coordenadas no papel.</li>
	<li>Perfurar o crânio na coordenada marcada. Tome cuidado com dura mater (danificar dura mater pode causar um monte de sangramento).</li>
	<li>Encha a seringa Hamilton com 7 μL de solução de lisecitina (1% em soro fisiológico). Um volume maior pode ser colocado na seringa, mas apenas 7 μL será injetado (tire as bolhas da seringa para medir o volume corretamente).</li>
	<li>Posicione a seringa Hamilton nas coordenadas anteriores para iniciar a injeção de drogas (total de 7 μL em 3 coordenadas estereotáticas ventrais diferentes). Considerando as coordenadas previamente anotadas, baixe a seringa Hamilton para coordenar ventral -5,0 mm.</li>
	<li>Injete lentamente 2 μL de solução de lisesolecithin (1 μL/10 min). Espere 3 min.</li>
	<li>Leve a agulha até a próxima coordenada estereotaxica ventral (-4,2 mm) e injete lentamente 2μL de solução de liossolecithin (1 μL/ 10 min). Espere 3 min.</li>
	<li>Injete a terceira coordenada ventral -3.0 mm (3 μL de solução de lisecitina - 1 μL/ 10 min).</li>
	<li>Espere 5 min e depois remova a seringa Hamilton do cérebro.</li>
	<li>Sutura a pele.</li>
	<li>Remova o animal do aparelho estereotático e permita que o animal acorde.</li>
	<li>Devolva o animal para a gaiola de casa, mantenha o animal sozinho e sob supervisão para verificar se há sinais de desconforto.</li>
	<li>Injete analgésico subcutâneo (cetoprofeno - 5 mg/kg) diluído em soro fisiológico, a 24h e 48 h após a cirurgia.</li>
</ol>3. Aquisição de PET
<ol><li>Tome de 7 a 20 MBq de radioatividadeC-PIB em uma seringa (1 mL é o volume máximo permitido para injeção intravenosa em ratos).</li>
	<li>Anestesiar o animal com 5% de isoflurane misturado em 100% O2 (1 L/min) usando a caixa de indução.</li>
	<li>Injete 11C-PIB (radioatividade definida no item 4.1 acima) na veia peniana, ou veia traseira do rato (ambos os locais de administração são bons, a decisão é uma escolha pessoal. Nós apenas aconselhamos a não usar uma injeção retro-orbital, uma vez que o local é muito próximo da região de interesse (o cérebro) e pode prejudicar a qualidade da imagem. NOTA: A aquisição de imagem do ponto de tempo da linha de base é realizada antes da injeção estereotipada e os outros 2 pontos de tempo em 1 semana e 4 semanas após a cirurgia.</li>
	<li>Retire o animal da anestesia para permitir que o animal acorde (deixe o animal em uma almofada quente até que ele esteja completamente acordado).</li>
	<li>Devolva o animal para a jaula.</li>
	<li>Espere 30 min para o próximo passo.</li>
	<li>Anestesiar os ratos com 5% de isoflurane misturado em 100% O2 (1 L/min) usando uma caixa de indução.</li>
	<li>Abra o software de scanner PET.</li>
	<li>Selecione Digitalização > Pronto para animais de estimação.</li>
	<li>Detalhes completos do pesquisador principal, ID do Estudo, ID da Série, Y Animal, Peso Animal (g) e Notas adicionais. Selecione Next. NOTA: Use ponto (.) para número decimal no peso animal.</li>
	<li>Editar área de ROI para digitalização (geralmente entre 3 e 8). Esta é a área que será incluída na imagem (áreas entre os números 3 e 8 da tampa da cama aparecerão na imagem final).</li>
	<li>Posicione o rato anestesiado em um leito de rato padrão do scanner PET e ligue a anestesia (3% de isoflurane em 100% O2 é um bom começo, e então a taxa de anestesia deve ser ajustada conforme necessário). Para ajustar a anestesia, verifique os dados de monitoramento do software do scanner para verificar se o animal está respirando em um ritmo constante e lento. NOTA: Ligue a bomba de vácuo acoplada ao filtro de carbono ativado para coletar o excesso de gás isoflurane (se a bomba estiver disponível).</li>
	<li>Aplique creme para os olhos para proteger os olhos do animal.</li>
	<li>Empurre a cama animal dentro do scanner PET.</li>
	<li>Detalhes completos da atividade, tempo de calibração da atividade, isótopo (C-11) e duração da varredura (20 minutos). Selecione Iniciar varredura. NOTA: Uma mensagem de cama de movimento para animais aparecerá, e o leito animal se moverá para o equipamento e interromperá na posição de ROI previamente selecionada. O tempo de aquisição começará a contar e o número de contagens por segundo aparecerá (CPS).</li>
	<li>No software do scanner, navegue até a guia Monitor à esquerda da tela, verifique a alteração do limiar de alteração para os parâmetros respiratórios (BPM). NOTA: Uma janela aparecerá, completa com parâmetro de limiar (500). Selecione OK.</li>
	<li>Navegue até 0% DE POTÊNCIA para alterar os parâmetros de temperatura para aquecer o animal durante a varredura. Uma janela vai aparecer; completar o parâmetro (80 - 100). Selecione OK. NOTA: Escolha entre 80 e 100% de energia com base nas condições de temperatura ambiente (quanto mais energia, mais quente ele vai ficar).</li>
	<li>Navegue de volta para a guia SCAN. </li>
	<li>Navegue até a ferramenta de configuração (ícone de engrenagem) e complete o tempo de injeção, atividade restante, tempo de calibração de atividade restante. Selecione Salvar. NOTA: Uma janela aparecerá "Tem certeza de que deseja modificar os metadados do protocolo?" > SIM</li>
	<li>Navegue de volta para a guia Monitor (verifique os parâmetros respiratórios do animal e, se necessário, aumente ou diminua a concentração de isoflurane - geralmente 3% em 100% O2 é suficiente).</li>
	<li>Quando a aquisição pet estiver concluída, a mensagem Pet Ready aparecerá na guia Scan, confira o Ícone de Seta (à esquerda da ferramenta de configuração) para mover a cama animal.</li>
	<li>Retire o animal da anestesia e deixe despertar em uma almofada quente.</li>
	<li>Para reconstruir aimagem, navegue até a guia Reconstruir. </li>
	<li>Verifique mais ícone no canto inferior esquerdo da tela e selecione o arquivo de estudo que será reconstruído. Selecione Next.</li>
	<li>Navegue até a ferramenta de Resolução de Energia. Uma janela vai aparecer. Configure o pico de energia (keV) no parâmetro do equipamento (com base no controle mensal de qualidade). Selecione Fechar. NOTA: O pico de energia pode mudar a cada mês ao realizar a calibração mensal do equipamento.</li>
	<li>Mantenha todos os outros parâmetros como padrão (tamanho voxel isométrico: 400 mm; número de iterações: 30; Resolução de energia: 30%; Salvar apenas a última iteração; desmarcar Manter dados binários) .</li>
	<li>Verificar Adicionar. NOTA: Uma janela aparecerá "A reconstrução foi adicionada à fila e começará assim que as outras terminarem". Selecione OK. Um arquivo aparecerá na lista de reconstrução na guia Reconstruir e o status aparecerá como espera ou % (progresso) ou terminado.</li>
</ol>4. Análise de imagem
NOTA: Realize a análise de imagens usando um software dedicado de análise de imagens. No protocolo atual, a demonstração usa um programa de software específico, mas se não estiver disponível, outras opções podem ser usadas.
<ol><li>Abra PMOD > Fusa-o.</li>
	<li>Navegue até a guia Matching na parte superior da tela.</li>
	<li>Abra o menu De entrada de carga no meio direito da tela e selecione arquivos Autodetect, selecione arquivo PET (DICOM, Interfile ou NifTI), adicione aos selecionados, clique com Operações, Reoriente para Orientação Padrão, clique em Carregar e Fechar.</li>
	<li>Verifique se a espécie animal está correta na parte inferior da tela(RAT).</li>
	<li>Verifique a caixa Crop no canto inferior direito da tela.</li>
	<li>Ajuste o tamanho da caixa amarela na imagem PET para levar todo o cérebro.</li>
	<li>Clique no botão Rígido à direita da tela. Na janela de confirmação clique em Sim.</li>
	<li>Clique na ferramenta cerebral no meio direito da tela para abrir o Atlas de Referência. Selecione Px Rat (W.Schiffer) - T2.</li>
	<li>Selecione Resultados de correspondência na guia superior direita (Selecione a guia estágio de processamento).</li>
	<li>Clique em Reslicing de dados (4ª guia no menu superior direito).</li>
	<li>Alinhe a imagem PET com o modelo de referência usando a ferramenta rotativa (ícone branco no centro da imagem PET). Verifique o alinhamento de 3 aviões anatômicos.</li>
	<li>Salve o arquivo de co-registro (menu lateral direito da tela).</li>
	<li>Selecione o formato de saída (DICOMor NifTI), diretório e prefixo de arquivo. Clique em Salvar. NOTA: Se a saída co-registrada for salva como NifTi, as informações da imagem do cabeçalho serão perdidas.</li>
	<li>Clique no menu VOIs na parte inferior da tela.</li>
	<li>Navegue até o Modelo > Atlas na parte inferior da tela (abaixo da janela VOIs).</li>
	<li>Selecione Px Rat (W.Schiffer) no menu suspenso. NOTA: Se você precisar analisar apenas VOIs específicos, você pode selecionar apenas as áreas de interesse do cérebro. Se você quer todas as áreas cerebrais do atlas cerebral, nenhuma ação é necessária.</li>
	<li>Clique em Contorno na parte inferior da tela. NOTA: VoIs de áreas cerebrais aparecerão na janela VOIs.</li>
	<li>Desenhe manualmente o VOI no local da lesão e na área do hemisfério cerebral contralateral (11C-PIB área de baixa absorção e hemisfério cerebral contralateral, respectivamente).</li>
	<li>Clique na área de imagem PET com 11C-PIB de baixa absorção.</li>
	<li>Selecione Novo VOI > OK. NOTA: Uma planilha aparecerá</li>
	<li>Navegue até o ícone SPHERE na parte central da tela (à esquerda da janela VOIs) NOTA: Uma planilha aparecerá.</li>
	<li>Escolha o nome VOI: lesão e selecione Aplicar. NOTA: Uma esfera aparecerá na imagem co-registrada.</li>
	<li>Alinhe a esfera na área da lesão e ajuste o VOI para todos os planos anatômicos.</li>
	<li>Clique em Fechar (na parte inferior da planilha).</li>
	<li>Selecione o VOI da lesão (da lista VOIs).</li>
	<li>Navegue até o ícone de operações de espelhamento voi (no canto superior direito da janela VOIs) e selecione Clone e espelho à esquerda/direita.</li>
	<li>Navegue para calcular estatísticas voi selecionadas no topo da janela de lista VOIs. Navegue até Selecionar estatísticas para ser calculado ícone para escolher os dados de saída (para o lado direito do ícone de estatísticas VOI). Normalmente para verificação de conteúdo de mielina Estatísticas para grupo de VOIs, Média, SD, Min, Max). NOTA: Uma planilha aparecerá. A unidade de dados de configuração padrão é kBq/cc. Na parte superior esquerda da planilha (VOI Statistics) você pode verificar a Unidade de Dados como SUV (Valor de Absorção Padronizada). Se você completou os detalhes de administração de radiotracer e aquisição de imagens corretamente no software do scanner, como descrito anteriormente, os dados do SUV serão calculados automaticamente pelo software PMOD, se não, você poderá editar os detalhes.</li>
	<li>Navegar para copiar usando o formato de número de localização do sistema. NOTA: Verifique se todas as estatísticas estão selecionadas para copiar como saída (Verifique o ícone na parte superior direita da tela). Os dados que serão copiados dependem da Unidade de Dados selecionada.</li>
	<li>Cole os dados de saída em um bloco de notas ou planilha. NOTA: Tome cuidado com as configurações de software para símbolos de ponto e círia entre os números. Isso pode ser diferente entre as configurações do idioma.</li>
	<li>Salve o arquivo com o nome do estudo e os detalhes.</li>
</ol>

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</ol>

A maior vantagem de usar o modelo de lisecitina para estudar a esclerose múltipla é o cronograma rápido para a desmielinização (cerca de 1 semana) e a remielinação (cerca de 4 semanas) para ocorrer14. Este modelo também pode ser induzido em camundongos15, no entanto, a indução em ratos é mais vantajosa para imagens in vivo PET devido ao tamanho maior do cérebro de rato em comparação com ratos.
O primeiro passo do modelo de indução é ser ...

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/62094">Positron Emission Tomography Imaging for In Vivo Measuring of Myelin Content in the Lysolecithin Rat Model of Multiple Sclerosis</a>. The citation&#160;was updated.
The citation was updated from:
de Paula Faria, D., Cristiano Real, C., Estessi de Souza, L., Teles Garcez, A., Navarro Marques, F. L., Buchpiguel, C. A. Positron Emission Tomography Imaging for In Vivo Measuring of Myelin Content in the Lysolecithin Rat Model of Multiple Sclerosis. J. Vis. Exp. (168), e62094, doi:10.3791/62094 (2021).
to:
de Paula Faria, D., Real, C.C., Estessi de Souza, L., Teles Garcez, A., Navarro Marques, F. L., Buchpiguel, C. A. Positron Emission Tomography Imaging for In Vivo Measuring of Myelin Content in the Lysolecithin Rat Model of Multiple Sclerosis. J. Vis. Exp. (168), e62094, doi:10.3791/62094 (2021).

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/62094">Positron Emission Tomography Imaging for In Vivo Measuring of Myelin Content in the Lysolecithin Rat Model of Multiple Sclerosis</a>. The citation&#160;was updated.

Erratum: Positron Emission Tomography Imaging for In Vivo Measuring of Myelin Content in the Lysolecithin Rat Model of Multiple Sclerosis

A esclerose múltipla (EM) é uma doença neuroinflamatória que afeta o sistema nervoso central, caracterizada por inflamação, desmielinização e perda axonal1. O prognóstico dessa doença é variável mesmo com avanços no tratamento, sendo uma das causas mais comuns de déficits neurológicos em jovens1. O diagnóstico de ESM baseia-se nos critérios de manifestação clínica e visualização de lesões características por ressonância magnética (RM)2,3.
A tomografia por emissão de pósitrons (PET) pode ser uma ferramenta útil para o monitoramento in vivo da progressão da ESM e dos efeitos terapêuticos. O radiotracer B composto de Pittsburgh (PIB) rotulado com carbono-11 (11C-PIB) é amplamente utilizado para quantificar placas β-amilóides; no entanto, na última década, tem sido estudado para quantificar o conteúdo da mielina e mostrar desmielinização dinâmica e remyelination4,5,6.
Diferentes rastreadores PET amiloides (11C-PIB, 18F-florbetaben,18F-florbetapir, 18F-flutemetamol) podem ser usados para quantificar a mielina e fornecer informações importantes sobre a progressão da doença e resposta terapêutica, permitindo a identificação de processos de desmielinização e remyelinação, sem a interferência da neuroinflamation, que pode ocorrer com imagens convencionais de ressonância magnética (MRI)7. A imagem pet amiloide mostrou diminuição da absorção de rastreadores em pacientes ativos de ES em comparação com pacientes não ativos, o que poderia ser explicado por danos precoces à matéria branca nos pacientes ativos8. A menor absorção de rastreador amiloide também esteve associada ao declínio cognitivo em um estudo de acompanhamento, mostrando que essa técnica é uma ferramenta valiosa para o estudo da fisiopatologia da doença e dos desfechos clínicos9.
O modelo de rato de lisesolecithin (LPC) é um modelo induzido químico de esclerose múltipla, onde a toxina injetada, LPC, induz uma alta resposta de macrófagos que resulta em aumento da inflamação e, consequentemente, desmielinização10,11. A dessalinização é rapidamente invertida, em aproximadamente 4 semanas, o que torna este um bom modelo para avaliar processos de desmielinização e remyelinação em roedores. Este modelo já foi avaliado utilizando imagem PET, com bons resultados e correlação com ensaios post-mortem12.
Aqui apresentamos o protocolo para imagem PET de mielina com 11C-PIB no modelo de rato de lisesolecithin, mostrando que essa técnica de imagem é uma ferramenta útil para a medição in vivo do conteúdo de mielina.

<table><tbody><tr><td>Balança Analítica</td><td>Marte</td><td>AUWZZOD</td><td>max: 220 g- min: 1 mg</td></tr><tr><td>Vaporizador Anestesia</td><td>Nanitech</td><td>15800</td><td></td></tr><tr><td>Beta-cube</td><td>Molecubes</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bulldog clamp</td><td>Stoelting</td><td>5212043P</td><td></td></tr><tr><td>clorexidina</td><td>Rioquimica</td><td></td><td>0,5%/100 mL</td></tr><tr><td>Cotonetes</td><td>johnson e johnson</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Calibrador de dose</td><td>Capintech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Broca</td><td>Kinzo</td><td>powertools 352901</td><td>Modelo Q0M-DC3C</td></tr><tr><td>Tubo Eppendorf Eppendorf</td><td></td><td>30125150</td><td>1.5 mL</td></tr><tr><td>Lubrificante para os olhos</td><td>ADVFARMA</td><td>30049099</td><td>&nbsp; vaselina 15 g (pureza farmacêutica)</td></tr><tr><td>Pinça fina</td><td>Luvas Stoelting</td><td>52102-38P</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Descarpack</td><td>212101</td><td>&nbsp; Almofada de aquecimento tamanho 6.5</td></tr><tr><td>Seringa de injeção</td><td></td><td></td> Softhear <td></td>Hamilton 80314 10&micro;, 32ga, modelo 701</tr><tr><td>Seringa de insulina</td><td>BD</td><td>328328</td><td>seringas de insulina de 1 mL com agulha</td></tr><tr><td></td><td></td> Isoflurano Crist&aacute;<td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> lia</td><td>410525</td><td>100 mL, concentração 1 mL/1 mL</td></tr><tr><td>Cetoprofeno ou outro analgésico</td><td>Sanofi</td><td></td><td>100 mg/2 mL</td></tr><tr><td>lidocaína</td><td>Hipolabor</td><td>1.1343.0102.001-5</td><td>2%/20mL</td></tr><tr><td>L-&alfa;-Lisofosfatidilcolina da gema de ovo</td><td>Sigma-aldrich</td><td>L-4129</td><td>25 mg - &ge; 99%, Tipo I, pó</td></tr><tr><td>Porta-agulhas</td><td>Stoelting</td><td>5212290P</td><td></td></tr><tr><td>Oxigênio</td><td>White Martins</td><td>7782-44-7</td><td>Gás comprimido</td></tr><tr><td>Software PMOD</td><td>Tecnologias PMOD</td><td>Versão 4.1</td><td>módulo fusível máscara</td></tr><tr><td>de anestesia de rato</td><td>KOPF</td><td>Modelo 906</td><td></td></tr><tr><td>Soro</td><td>fisiológico Farmace</td><td>0543325/ 14-8</td><td>0,9% cloreto de sódio para injeção, 10 mL</td></tr><tr><td>Lâminas Scapel</td><td>Stoelting</td><td>52173-10</td><td></td></tr><tr><td>Alças Scapel</td><td>Stoelting</td><td>52171P</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura</td><td>Stoelting</td><td>52136-50P</td><td></td></tr><tr><td>Balança semi-analítica</td><td>Quimis</td><td>BK-3000</td><td>max:3.100 g; min:0,2 g</td></tr><tr><td>barbeador</td><td>Mega profissional</td><td></td><td>AT200 modelo</td></tr><tr><td>Aparelho Estereotáxico</td><td>KOPF</td><td>Suporte universal Nodel 900</td><td></td></tr><tr><td>com suporte de agulha</td><td>KOPF</td><td>Modelo 1772-F1</td><td>Suporte Hamilton para 5 e 10 &micro; L</td></tr></tbody></table>

tomografia de emissão de pósitrons para medição in vivo de conteúdo de mielina no modelo de rato de lysolecithin de esclerose múltipla

Positron Emission Tomography Imaging for In Vivo Measuring of Myelin Content in the Lysolecithin Rat Model of Multiple Sclerosis

A esclerose múltipla (EM) é uma doença neuroinflamatória com expansão da degeneração axonal e neuronal e desmielinização no sistema nervoso central, levando a disfunções motoras, incapacidade psíquica e comprometimento cognitivo durante a progressão da EM. A tomografia de emissão de pósitrons (PET) é uma técnica de imagem capaz de quantificar alterações celulares e moleculares in vivo. 
Os radiotracers com afinidade com a mielina intacta podem ser usados para imagens in vivo de alterações de conteúdo de mielina ao longo do tempo. É possível detectar um aumento ou diminuição do teor de mielina, o que significa que esta técnica de imagem pode detectar processos de desmielinização e remyelinação do sistema nervoso central. Neste protocolo demonstramos como usar a imagem PET para detectar alterações de mielina no modelo de rato de lisesolecithin, que é um modelo de lesão de desmielinização focal (induzida por injeção estereotática) (ou seja, um modelo de doença da esclerose múltipla). 11 A imagem PET C-PIB foi realizada na linha de base, e 1 semana e 4 semanas após injeção estereotaxica de lisolecithin 1% no estriado direito (4 μL) e corpus calosum (3 μL) do cérebro de rato, permitindo quantificação de desmielinização focal (local de injeção após 1 semana) e o processo de remielinização (local de injeção em 4 semanas).
A imagem myelin PET é uma ferramenta interessante para monitorar mudanças in vivo no conteúdo de mielina que poderiam ser úteis para monitorar a progressão da doença desmielinina e a resposta terapêutica.

A Figura 1 mostra imagens ilustrativas de 11C-PIB PET com alterações de mielina ao longo do tempo. Na varredura da linha de base, não podem ser observadas diferenças no conteúdo da mielina (ou seja, não há desmielinização). Na imagem de ponto de tempo de 1 semana, é possível ver a lesão focal desmielinada (no hemisfério direito) como indicado pela seta branca. As imagens são apresentadas nos 3 planos anatômicos (coronal, axial e sagital) e é possível identificar a lesão desmielini...

Este protocolo tem o objetivo de monitorar as alterações in vivo da mielina (desmielinização e remielinização) por meio da tomografia de emissão de pósitrons (PET) em um modelo animal de esclerose múltipla.

Tomografia de emissão de pósitrons para medição in vivo de conteúdo de mielina no modelo de rato de lysolecithin de esclerose múltipla

Multiple sclerosis (MS) is a neuroinflammatory disease with expanding axonal and neuronal degeneration and demyelination in the central nervous system, ...

Este protocolo tem o nome de monitorar cadeias de mielina in vivo por imagem PET com PIB rotulado com carbonyl no modelo de rato de lysolecithin de esclerose múltipla. Esta técnica de imagem tem a capacidade de permitir imagens in-vivo de posições em diferentes pontos. Obtendo um toque pontual dos dados das cadeias de mineração ao longo do tempo.Neste vídeo, mostramos como induzir o modelo animal por injeção estereotática e como adquirir e analisar. As imagens pip de mineração. Retire o material necessário para a preparação da solução de lisesolecithin Leve o peso da solução de lisesolecithin em um equilíbrio eletrônico usando um tubo de vidro tire o tubo de vidro do equilíbrio elétrico para abrir a linha celular e pegue o volume certo para preparar a solução de 1%lysolecithin.Coloque a linha celular no tubo de plástico feche o tubo plástico e agite-o usando os dedos. Prepare-se para a cirurgia com o animal na posição certa injeção Coloque o creme ocular que os olhos dos animais estão protegendo contra a hidratação. utilizar uma solução de 5%de codoxígeno para limpeza da área de incisão da injeção de cirurgia lidocaína onde a incisão será feita.Raspar o cabelo na cabeça de seu crân

positron-emission-tomography-imaging-for-vivo-measuring-myelin

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Neste vídeo, um modelo de camundongo com esclerose múltipla é estabelecido usando encefalomielite autoimune experimental (EAE). O camundongo é injetado com uma emulsão contendo um peptídeo neuronal e um adjuvante, desencadeando uma resposta imune que ativa as células T autorreativas. Isso é seguido por uma injeção de toxina coqueluche (PTX) para aumentar a permeabilidade da barreira hematoencefálica, permitindo que as células T autorreativas se infiltrem no cérebro. Essa infiltração inicia uma...

Indução de encefalomielite autoimune experimental em modelo de camundongo

Source: Schmitz, K., et al., Bioluminescência e Imagem de infravermelho próximo de neurite óptica e inflamação cerebral no modelo EAE de esclerose múltipla em camundongos. J. Vis. exp. (2017).Este vídeo demonstra o método para visualizar e monitorar a Encefalomielite Autoimune Experimental ou inflamação induzida por EAE no nervo óptico usando imagem de bioluminescência. Inclui o posicionamento do mouse, a injeção de reagentes e a captura de imagens sequenciais para monitorar as mudanças na...

Imagem de bioluminescência em um modelo de camundongo EAE

Uma nova ex vivo preparação para a imagem latente o mouse medula espinhal. Este protocolo permite a dois fotões imagiologia de interacções celulares vivos ao longo da medula espinal.

Dois fótons de imagem da Cellular Dynamics na Medula Espinhal Rato

Doenças desmielinizantes podem ser modeladas em animais por aplicação focal de lisolecitina no SNC. Uma única injeção de lisolecitina na medula espinhal do camundongo produz uma lesão que se repara espontaneamente com o tempo. O objetivo é estudar os fatores envolvidos na desmielinização e remielinização e testar agentes para melhorar o reparo.

Experimental desmielinização e remielinização de Medula Espinhal Murino por Injeção Focal de lisolecitina

A desmielinização focal é induzida no nervo óptico usando microinjeção de lisolecitina. Os potenciais evocados visuais são registrados por meio de eletrodos cranianos implantados sobre o córtex visual para examinar a condução do sinal ao longo da via visual in vivo. Este protocolo detalha os procedimentos cirúrgicos subjacentes ao implante do eletrodo e à microinjeção do nervo óptico.

Visual Gravação Potencial Evocado em um modelo de rato de Experimental Nervo Óptico desmielinização

Mostramos uma técnica para in vivo bioluminescência vivo e no infravermelho próximo de imagem de neurite óptica e encefalite no modelo de encefalomielite autoimune experimental (EAE) para a esclerose múltipla em ratinhos SJL / J.

Bioluminescência e Near-infrared imagem de neurite óptica e Cérebro Inflamação no modelo de EAE de esclerose múltipla em ratinhos

Aqui usamos bioluminescentes, raio-x e positron-emissão calculado a tomografia computadorizada/tomografia computadorizada de imagem para estudar a atividade como a inibição de mTOR impactos tumores de medula óssea-incorporada do mieloma múltiplo em um modelo de transplante. Isto permite análises fisiologicamente relevantes, não-invasivo e multimodais do efeito antimieloma de terapias direcionamento incorporada a medula óssea mieloma tumores na vivo.

Imagem de tomografia computadorizada multimodal bioluminescentes e emissão positrônica Tomography/computacional de mieloma múltiplo Xenografts de medula óssea em camundongos NOG

A microscopia estimulada de dispersão de Raman (SRS) permite imagens livres de rótulos de biomoléculas com base em sua vibração intrínseca de ligações químicas específicas. Neste protocolo, a configuração instrumental de um microscópio de srs e fluorescência de dois fótons integrado é descrita para visualizar estruturas celulares na medula espinhal de camundongos vivos.

In vivo Imagem de tecidos biológicos com fluorescência combinada de dois fótons e microscopia de dispersão de Raman estimulada

Descrevemos um método experimental pré-clínico para avaliar a neuromodulação metabólica induzida por estimulação cerebral profunda aguda com FDG-PET in vivo. Este manuscrito inclui todas as etapas experimentais, desde a cirurgia estereotáxica até a aplicação do tratamento de estimulação e a aquisição, processamento e análise de imagens PET.

In vivo Tomografia por emissão de pósitrons para revelar padrões de atividade induzidos pela estimulação cerebral profunda em ratos

O presente protocolo descreve a indução de encefalomielite autoimune experimental em um modelo de camundongo utilizando glicoproteína de oligodendrócitos de mielina e monitorando o processo da doença usando um sistema de pontuação clínica. Os sintomas experimentais relacionados à encefalomielite autoimune são analisados usando tomografia microcomputadorizada de fêmur de camundongo e teste de campo aberto para avaliar o processo da doença de forma abrangente.

Indução e Diversos Indicadores de Avaliação da Encefalomielite Autoimune Experimental

Este artigo detalha a metodologia para radiomarcação de um anticorpo monoclonal anti-CD19 humano-específico e como usá-lo para quantificar células B no sistema nervoso central e tecidos periféricos de um modelo de esclerose múltipla em camundongos usando imagens PET in vivo, contagem gama ex vivo e abordagens de autorradiografia.

Imagem de células B CD19+ em um modelo experimental de encefalomielite autoimune em camundongos usando tomografia por emissão de pósitrons

Aprenda a usar tomografia por emissão de pósitrons com 11C-PIB para monitorar mielina in vivo em modelo de rato com lisolecitina de esclerose múltipla. Este método permite quantificar desmielinização e remielinização ao longo do tempo.

Tomografia de emissão de pósitrons para medição in vivo de conteúdo de mielina no modelo de rato de lysolecithin de esclerose múltipla (Vídeo) | JoVE Journal

Tomografia de emissão de pósitrons para medição in vivo de conteúdo de mielina no modelo de rato de lysolecithin de esclerose múltipla

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