Name: Acumulação e Distribuição de Microplásticos Fluorescentes nos Estágios Iniciais da Vida dos Zebrafish (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-07-04T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 46 s
Description: Aprenda a avaliar a acumulação de microplásticos fluorescentes em embriões e larvas de zebrafish usando microscopia de fluorescência. Este método permite quantificar a biodisponibilidade e toxicidade de poluentes em organismos aquáticos.

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Este trabalho foi financiado pela Fundação Nacional de Ciência Natural da China (21777145, 22076170), e pelo Programa de Estudiosos de Changjiang e Equipe de Pesquisa Inovadora na Universidade (IRT_17R97).

Os zebrafish adultos são originários do Centro de Recursos de Zebrafish da China (Wuhan, China). Os experimentos foram realizados em conformidade com o guia nacional "Guia Animal Laboratorial para Revisão Ética do Bem-Estar Animal (GB/T35892-2018).
1. Coleção de embriões
<ol><li>Mantenha os peixes em tanques de vidro de 20 L com sistema de água da torneira filtrado por carvão (pH 7.0 ± 0,2) a uma temperatura constante (28 ± 0,5 °C) em um fotoperperióduodo de 14:10 h de luz: escuro.</li>
	<li>Alimente os peixes duas vezes por dia com Artemia nauplii. Recomenda-se que o alimento seja dado no máximo 3% de peso de peixe por dia e deve ser comido dentro de 5 min cadavez 14.</li>
	<li>Transfira zebrafish adulto bem desenvolvido (com comprimento corporal de 3-4 cm) para o tanque de desova em uma proporção de um macho para duas fêmeas na noite anterior à reprodução. NOTA: Na manhã seguinte, os peixes começam a desovar após o início do ciclo de luz.</li>
	<li>Colete ovos usando uma pipeta Pasteur. Enxágüe com 10% da solução de Hank várias vezes, e depois verifique se há fertilização usando um microscópio. Os óvulos fertilizados passam pelo período de decote após aproximadamente 2h de fertilização pós-fertilização (hpf) e podem ser claramente identificados15.</li>
	<li>Incubar os embriões fertilizados em um béquer de 500 mL contendo 200 mL de solução de 10% hank com 1% de azul metileno para desinfecção a 28 °C. Não exceda uma taxa de carregamento de 1 solução embrionária/2 mL. NOTA: 10% A solução da Hank é composta por 137 mM NaCl, 5,4 mM KCl, 0,25 mM Na2HPO4, 0,44 mM KH2PO4, 1,3 mM CaCl2, 1,0 mM MgSO4 e 4,2 mM NaHCO3.</li>
</ol>2. Preparação de suspensões microplásticas
<ol><li>Sonicate a solução de estoque de contas de poliestireno rotulados fluorescente verde (10 mg/mL) com diâmetro nominal de 500 nm (excitação/emissão: 460/500 nm) por 10 minutos.</li>
	<li>Diluir a solução de estoque com 10% da solução da Hank para produzir as soluções de exposição desejadas (0,1, 1 e 10 mg/L).</li>
	<li>Prepare sempre as soluções de exposição de microplásticos antes da exposição. NOTA: Deve-se ter cuidado ao avaliar os efeitos tóxicos dos microplásticos, pois a presença de conservantes, como o azida de sódio, nas formulações de partículas comerciais, pode ser tóxica para diferentes organismos 16. Portanto, esses aditivos devem ser removidos ou contabilizados nos controles antes de realizar o experimento de toxicidade.</li>
</ol>3. Exposição microplástica
<ol><li>Selecione aleatoriamente 6 embriões recém-fertilizados (4 hpf), e depois transfira para cada poço de placa de 6 poços contendo 5 mL de soluções microplásticas com diferentes concentrações. Inclua os grupos de controle contendo 10% da solução de Hank.<ol>
<li>Use poços triplicados (com um total de 18 embriões) para cada tratamento.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Incubar os embriões sob a mesma luz: ciclo escuro e temperatura que os adultos (ver 1,2) e observar a cada 12 horas. Remova os mortos imediatamente.</li>
	<li>Renovar as soluções microplásticas 90% a cada 24 h. Durante o período de exposição, os peixes não são alimentados. NOTA: Geralmente, a eclosão do embrião começa em 48 cvf e é completa em cerca de 72 cvf.</li>
</ol>4. Avaliação da distribuição microplástica
<ol><li>Aos 24, 48, 72, 96 e 120 h pós fertilização, selecione aleatoriamente os embriões/larvas (um de cada uma das três réplicas) e enxágue com 10% da solução de Hank.</li>
	<li>Transfira as larvas para uma placa de Petri e exponha a 0,016% de tricaine para anestesia.<ol>
<li>Prepare a solução de estoque de tricaine: 4 mg de pó de tricaine é dissolvido em 100 mL de água dupla destilada, e ajuste o pH para 7.0 com Tris-HCl (pH 9.0). Guarde a solução de estoque no congelador.</li>
		<li>Prepare a solução de trabalho. Diluir a solução de estoque para a concentração desejada (0,016%) com solução de 10% Hank à temperatura ambiente14.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Organize os embriões/larvas e prepare-se para observação.</li>
	<li>Observe o peixe com um microscópio de fluorescência e imagem com software de imagem.</li>
	<li>Quantifique a intensidade da fluorescência em peixes com ImageJ.</li>
</ol>

<ol><li>SAPEA (Science Advice for Policy by European Academies). <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22A+Scientific+Perspective+on+Microplastics+in+Nature+and+Society%22">A Scientific Perspective on Microplastics in Nature and Society</a>. , SAPEA. Berlin. (2019).</li>
<li>Plastics Europe. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Plastics-the+facts+2019%22">Plastics-the facts 2019</a>. , Plastics Europe. Brussels. (2019).</li>
<li>Andrady, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microplastics+in+the+marine+environment%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Pollution+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Microplastics in the marine environment.</a> Marine Pollution Bulletin. 62, 1596-1605 (2011).</li>
<li>Arthur, C., Baker, J., Bamford, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proceedings+of+the+International+Research+Workshop+on+the+Occurrence%2C+Effects+and+Fate+of+Microplastic+Marine+Debris%5BTitle%5D)+AND+%22National+Oceanic+and+Atmospheric+Administration+Technical+Memorandum%22%5BJournal%5D)">Proceedings of the International Research Workshop on the Occurrence, Effects and Fate of Microplastic Marine Debris.</a> National Oceanic and Atmospheric Administration Technical Memorandum. , (2009).</li>
<li>Ivleva, N. P., Wiesheu, A. C., Niessner, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microplastic+in+aquatic+ecosystems%5BTitle%5D)+AND+%22Angewandte+Chemie+International+Edition%22%5BJournal%5D)">Microplastic in aquatic ecosystems.</a> Angewandte Chemie International Edition. 56, 1720-1739 (2017).</li>
<li>Lu, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pollutant+toxicology+with+respect+to+microalgae+and+cyanobacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Environmental+Sciences%22%5BJournal%5D)">Pollutant toxicology with respect to microalgae and cyanobacteria.</a> Journal of Environmental Sciences. 99, 175-186 (2021).</li>
<li>Huang, J. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exposure+to+microplastics+impairs+digestive+performance%2C+stimulates+immune+response+and+induces+microbiota+dysbiosis+in+the+gut+of+juvenile+guppy+%28Poecilia+reticulata%29%5BTitle%5D)+AND+%22Science+of+the+Total+Environment%22%5BJournal%5D)">Exposure to microplastics impairs digestive performance, stimulates immune response and induces microbiota dysbiosis in the gut of juvenile guppy (Poecilia reticulata).</a> Science of the Total Environment. 733, 138929(2020).</li>
<li>Prüst, M., Meijer, J., Westerink, R. H. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+plastic+brain%3A+neurotoxicity+of+micro-+and+nanoplastics%5BTitle%5D)+AND+%22Particle+and+Fibre+Toxicology%22%5BJournal%5D)">The plastic brain: neurotoxicity of micro- and nanoplastics.</a> Particle and Fibre Toxicology. 17, 24(2020).</li>
<li>Jakubowska, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+chronic+exposure+to+microplastics+of+different+polymer+types+on+early+life+stages+of+sea+trout+Salmo+trutta%5BTitle%5D)+AND+%22Science+of+the+Total+Environment%22%5BJournal%5D)">Effects of chronic exposure to microplastics of different polymer types on early life stages of sea trout Salmo trutta.</a> Science of the Total Environment. 740, 139922(2020).</li>
<li>Qiang, L., Cheng, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exposure+to+polystyrene+microplastics+impairs+gonads+of+zebrafish+%28Danio+rerio%29%5BTitle%5D)+AND+%22Chemosphere%22%5BJournal%5D)">Exposure to polystyrene microplastics impairs gonads of zebrafish (Danio rerio).</a> Chemosphere. 263, 128161(2021).</li>
<li>Hamed, M., Soliman, H. A. M., Osman, A. G. M., Sayed, A. E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antioxidants+and+molecular+damage+in+Nile+Tilapia+%28Oreochromis+niloticus%29+after+exposure+to+microplastics%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Science+and+Pollution+Research%22%5BJournal%5D)">Antioxidants and molecular damage in Nile Tilapia (Oreochromis niloticus) after exposure to microplastics.</a> Environmental Science and Pollution Research. 27, 14581-14588 (2020).</li>
<li>Burns, E. E., Boxall, A. B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microplastics+in+the+aquatic+environment%3A+Evidence+for+or+against+adverse+impacts+and+major+knowledge+gaps%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Toxicology+and+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Microplastics in the aquatic environment: Evidence for or against adverse impacts and major knowledge gaps.</a> Environmental Toxicology and Chemistry. 37, 2776-2796 (2018).</li>
<li>Ma, H., Pu, S., Liu, S., Bai, Y., Mandal, S., Xing, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microplastics+in+aquatic+environments%3A+Toxicity+to+trigger+ecological+consequences%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Pollution%22%5BJournal%5D)">Microplastics in aquatic environments: Toxicity to trigger ecological consequences.</a> Environmental Pollution. 261, 114089(2020).</li>
<li>Westerfield, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWesterfield%2C+M+%22The+Zebrafish+Book%3A+A+Guide+for+the+Laboratory+Use+of+Zebrafish+%28Danio+reio%29.+4th+ed%22">The Zebrafish Book: A Guide for the Laboratory Use of Zebrafish (Danio reio). 4th ed</a>. , University of Oregon Press. Eugene. (2000).</li>
<li>Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stages+of+embryonic+development+of+the+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Dynamics%22%5BJournal%5D)">Stages of embryonic development of the zebrafish.</a> Developmental Dynamics. 203, 253-310 (1995).</li>
<li>Pikuda, O., Xu, E. G., Berk, D., Tufenkji, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toxicity+assessments+of+micro-+and+nanoplastics+can+be+confounded+by+preservatives+in+commercial+formulations%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Science+%26+Technology+Letters%22%5BJournal%5D)">Toxicity assessments of micro- and nanoplastics can be confounded by preservatives in commercial formulations.</a> Environmental Science & Technology Letters. 6, 21-25 (2019).</li>
<li>Lidster, K., Readman, G. D., Prescott, M. J., Owen, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((International+survey+on+the+use+and+welfare+of+zebrafish+Danio+rerio+in+research%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Fish+Biology%22%5BJournal%5D)">International survey on the use and welfare of zebrafish Danio rerio in research.</a> Journal of Fish Biology. 90, 1891-1905 (2017).</li>
<li>Pitt, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Uptake%2C+tissue+distribution%2C+and+toxicity+of+polystyrene+nanoparticles+in+developing+zebrafish+%28Danio+rerio%29%5BTitle%5D)+AND+%22Aquatic+Toxicology%22%5BJournal%5D)">Uptake, tissue distribution, and toxicity of polystyrene nanoparticles in developing zebrafish (Danio rerio).</a> Aquatic Toxicology. 194, 185-194 (2018).</li>
<li>Lin, S. J., Zhao, Y., Nel, A. E., Lin, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish%3A+An+in+vivo+model+for+nano+EHS+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Small%22%5BJournal%5D)">Zebrafish: An in vivo model for nano EHS studies.</a> Small. 9, 1608-1618 (2013).</li>
</ol>

O autor declara não haver interesses concorrentes ou financeiros.

De acordo com a diretriz sobre a proteção de animais utilizados para fins científicos, como a Diretiva da UE 2010/63/UE, a permissão de ética animal não é obrigatória para um experimento com estágios iniciais de zebrafish até o estágio de ser capaz de alimentação independente (5 dias após a fertilização)17. No entanto, a melhor prática de bem-estar é importante para otimizar o uso de zebrafish, e, por exemplo, os métodos humanos de anestesia e eutanásia devem ser preocupantes. O metanossefinato et...

Desde a primeira sintetização na década de 1900, os plásticos são amplamente utilizados em diversos campos, resultando em rápido crescimento da produção global1. Em 2018, aproximadamente 360 milhões de toneladas de plásticos foram produzidas em todo o mundo2. Os plásticos no ambiente natural se degradarão a partículas finas devido aos processos químicos, físicos ou biológicos3. Geralmente, partículas plásticas finas <5 mm de tamanho são definidas como microplásticos4. Os microplásticos também são projetados para aplicações específicas, como microesferas de produtos cosméticos5. Como contaminantes quase permanentes, os microplásticos são acumulados no meio ambiente, e têm atraído cada vez mais atenção de cientistas, formuladores de políticas e público1,6. Estudos anteriores documentaram que microplásticos podem causar efeitos adversos em peixes, como danos gastrointestinais7,neurotoxicidade8,interrupção endócrina9,estresse oxidativo10 e dano de DNA11. No entanto, a toxicidade dos microplásticos não foi totalmente revelada até agora12,13.
Os embriões de zebrafish oferecem uma série de vantagens experimentais, incluindo pequeno tamanho, fertilização externa, transparência óptica e grandes embreagens, e é considerado como um organismo modelo ideal para in vivo estudar os efeitos de poluentes em peixes em estágios iniciais da vida. Além disso, apenas quantidades limitadas de substâncias de teste são necessárias para a avaliação de respostas biológicas. Aqui, os embriões de zebrafish são expostos a diferentes concentrações de microplásticos (0,1, 1, 10 mg/L) durante 5 dias, e a bioacúscula e distribuição de microplásticos em embriões/larvas de zebrafish são avaliadas. Este resultado avançará nossa compreensão sobre a toxicidade dos microplásticos aos peixes, e o método descrito aqui pode potencialmente ser generalizado para determinar o acúmulo e distribuição de outros tipos de materiais fluorescentes nos estágios iniciais da vida dos zebrafish.

<table><tbody><tr><td>Microscópio fluorescente</td><td>Nikon, Japão</td><td>Eclipse Ti-S</td><td></td></tr><tr><td>Grânulos de poliestireno marcados com fluorescência verde</td><td>Phosphorex, EUA</td><td>2103A</td><td></td></tr><tr><td>Tricaine</td><td>Sigma-Aldrich, EUA</td><td>A5040</td><td></td></tr></tbody></table>

acumulação e distribuição de microplásticos fluorescentes nos estágios iniciais da vida dos zebrafish

Accumulation and Distribution of Fluorescent Microplastics in the Early Life Stages of Zebrafish

Como um novo tipo de poluente ambiental, o microplástico tem sido amplamente encontrado no ambiente aquático e representa uma alta ameaça aos organismos aquáticos. A bioacúsculação de microplásticos desempenha um papel fundamental em seus efeitos tóxicos; no entanto, como uma particulada, suas bioacúsculas são diferentes de muitos outros poluentes. Descrito aqui é um método viável para determinar visualmente o acúmulo e distribuição de microplásticos em embriões de zebrafish ou larvas usando microplásticos fluorescentes. Os embriões são expostos a diferentes concentrações (0,1, 1 e 10 mg/L) de microplásticos fluorescentes com diâmetro de 500 nm para 120 h. É mostrado nos resultados que os microplásticos podem bioacúsolar em embriões/larvas de zebrafish de forma dependente da concentração. Antes de eclodir, a fluorescência forte é encontrada ao redor do acorde embrionário; enquanto em larvas de zebrafish, o saco de gema, pericárdio e trato gastrointestinal são os principais locais acumulados de microplásticos. Os resultados demonstram a absorção e internalização de microplásticos em zebrafish em estágios iniciais da vida, o que fornecerá base para uma melhor compreensão do impacto dos microplásticos nos animais aquáticos.

A distribuição e o acúmulo de microplásticos fluorescentes são mostrados na Figura 1 e Tabela 1. Nenhuma fluorescência visível é observada no grupo não exposto (controle). No entanto, um acúmulo de fluorescência é encontrado em torno do chorão após exposição a diferentes concentrações de microplásticos (24 hpf). A fluorescência verde também é detectada em larvas, e os níveis de fluorescência parecem aumentar de forma dependente da concentração e do tempo. O saco de gema, o p...

Os embriões/larvas de zebrafish desenvolvem-se externamente e são opticamente transparentes. A bioacúscula de microplásticos em peixes em estágios iniciais da vida é prontamente avaliada com microesferas fluorescentes rotuladas.

Acumulação e Distribuição de Microplásticos Fluorescentes nos Estágios Iniciais da Vida dos Zebrafish

As a new type of environmental pollutant, microplastic has been widely found in the aquatic environment and poses a high threat to aquatic organisms. The ...

Acumulação e distribuição de microplásticos fluorescentes nos estágios iniciais da vida dos zebrafish. Introdução. A bioacúsculação de microplásticos desempenha um papel fundamental em seus efeitos tóxicos. No entanto, como partículas, suas bioacúsculas são diferentes de muitos outros poluentes.Descrito aqui é um método viável para determinar visualmente o acúmulo e distribuição de microplásticos em embriões de zebrafish ou larvas usando microplásticos fluorescentes. Os experimentos foram realizados em conformidade com a orientação nacional Do Laboratório de Orientação animal para revisão ética do bem-estar animal. Um, coleção de embriões.Os zebrafish adultos são originários do Centro de Recursos de Zebrafish da China. Os peixes são mantidos em tanques de vidro de 20 litros com sistema de água filtrada por carvão recirculando a uma temperatura constante, ou seja, 28 graus Celsius, em um fotoperiodo de 14 e 10 horas, claro:escuro. Os peixes são alimentados duas vezes por dia com Artemia nauplii.Recomenda-se que o alimento seja dado no máximo 3% de peso de peixe por dia, e deve ser comido em até cinco minutos todas as vezes. Zebrafish adultos bem desenvolvidos são transferidos para o tanque de desova em uma proporção de um macho para duas fêmeas na noite anterior à reprodução. Na manhã seguinte, os peixes começam a desovar após o início do ciclo de luz.Os ovos são coletados usando uma pipeta Pasteur, enxaguada com a solução de 10% Hank várias vezes, e depois verificada para fertilização usando um microscópio. Os óvulos fertilizados passam pelo período de decote após aproximadamente duas horas após a fertilização pós-fertilização e podem ser claramente identificados. Os embriões fertilizados são incubados em um béquer de 500 mililitros contendo 200 mililitros de solução de 10% Hank com 1%de azul de metileno para desinfecção a 28 graus Celsius.A taxa de carregamento não excede um embrião em cada solução de 2 mililitros. Dois, preparação de suspensões microplásticas. A solução de estoque de contas de poliestireno fluorescente verde com diâmetro nominal de 500 nanômetros são sonicadas por 10 minutos.Diluir a solução de estoque com a solução de 10% hank para produzir as soluções de exposição desejadas, ou seja, 0,1, 1 e 10 miligramas por litro. As soluções de exposição de microplásticos são sempre preparadas recentemente antes da exposição. Três, exposição microplástica.Seis embriões recém-fertilizados são selecionados aleatoriamente e, em seguida, transferidos para cada poço de seis placas de poço contendo cinco mililitros de soluções microplásticas com diferentes concentrações. Os grupos de controle contendo a solução de 10% hank estão incluídos. Poços triplicados, com um total de 18 embriões, são utilizados para cada tratamento.Os embriões são incubados sob o mesmo ciclo claro-escuro e temperatura que os adultos, e são observados a cada 12 horas. Os mortos são removidos imediatamente. As soluções microplásticas são 90% renovadas a cada 24 horas.Durante o período de exposição, os peixes não são alimentados. Geralmente, a eclosão do embrião começa em 48 horas após a fertilização e é concluída em cerca de 72 horas após a fertilização. Quatro, avaliação da distribuição microplástica.Na fertilização pós-fertilização de 24-48-72-96 e 120 horas, os embriões e larvas, um de cada uma das três réplicas, são selecionados aleatoriamente e enxaguados com a solução de 10% hank. Os embriões e larvas estão dispostos e preparados para observação. De antemão, as larvas são transferidas para uma placa de Petri, e expostas a 0,016% de tricaine para anestesia.Os peixes são observados com microscópio de fluorescência, e imageados com software de imagem. A intensidade da fluorescência em peixes é ainda mais quantificada com ImageJ NIH. Resultados representativos.Mostra-se nos resultados que os microplásticos podem bioacumular em embriões de zebrafish e larvas de forma dependente da concentração. Antes da eclosão, a fluorescência forte é encontrada ao redor do acorde embrionário;enquanto em larvas de peixe zebra, o saco de gema, o pericárdio e o trato gastrointestinal são os principais locais acumulados de microplásticos. discussão. Este resultado avançará nossa compreensão sobre a toxicidade dos microplásticos aos peixes, e o método descrito aqui pode potencialmente ser generalizado para determinar o acúmulo e distribuição de outros tipos de materiais fluorescentes nos estágios iniciais da vida dos zebrafish.Uma vez que o acorde agirá como uma barreira eficaz contra as partículas de grande porte, o processo de descorção antes da exposição pode ser necessário. No entanto, o embrião com corão intacta é mais recomendado para avaliar a ecotoxicidade dos poluentes quando se considera a condição de exposição no mundo real. O comportamento dos microplásticos na solução também é fundamental para a biodisponibilidade.As características físico-químicas dos microplásticos devem ser rastreadas ao longo da duração da exposição.

accumulation-distribution-fluorescent-microplastics-early-life-stages

Research

JoVE Journal

Environment

Ambiente

Apresentamos um novo método de microgavagem de larvas de peixe-zebra utilizando equipamentos padrão de microinjeção de embriões e estereomicroscopia. Demonstramos que a microgavagem é uma técnica segura e eficiente, útil para administrar quantidades controladas de diversos materiais diretamente na luz intestinal de larvas de peixe-zebra.

Microgavage de larvas do peixe

Fonte: Zhang, X., et al. Um modelo de embrião de peixe-zebra para visualização in vivo e análise intravital da infecção por Staphylococcus aureus associada a biomateriais. J. Vis. Exp. (2019)Este vídeo demonstra imagens de fluorescência de embriões de peixe-zebra injetados com Staphylococcus aureus, permitindo a quantificação da progressão da infecção e distribuição bacteriana para avaliar o impacto das microesferas de biomateriais nas interações patógeno-hospedeiro in vivo.

 Imagem de fluorescência de infecção bacteriana associada a biomateriais em embriões de peixe-zebra

Descrito aqui é um protocolo para a imagem semi-automatizada de fluorescência de tecido específico em embriões de peixe-zebra.

Imagem semi-automatizada de Fluorescência de tecidos específicos em embriões Zebrafish

O peixe-zebra é uma ferramenta popular para modelar doença renal crônica (DRC). No entanto, seu pequeno tamanho torna impossível avaliar a função renal através de métodos tradicionais. Nós descrevemos um teste de eliminação fluorescente rim corante 1, que permite a análise quantitativa da função renal zebrafish em CKD.

Avaliação da Função Renal Zebrafish Usando um teste de eliminação fluorescente

O peixe-zebra é um excelente sistema modelo para estudos genéticos e de desenvolvimento. O implante de contas é uma técnica valiosa de manipulação de tecidos que pode ser usada para interrogar os mecanismos de desenvolvimento, introduzindo alterações nos ambientes celulares locais. Este protocolo descreve como realizar a implantação de microesferas no embrião de peixe-zebra.

Microbead Implantação no embrião de peixe-zebra

O peixe-zebra está emergindo como um modelo valioso de processamento de lipídios na dieta e doenças metabólicas. São descritos protocolos de alimentação de larvas ricas em lipídios, imagens ao vivo de análogos lipídicos fluorescentes da dieta e quantificação da ingestão de alimentos. Essas técnicas podem ser aplicadas a uma variedade de técnicas de triagem, imagem e investigação orientada por hipóteses.

Alto teor de gordura Alimentação Paradigma para larval Zebrafish: Alimentação, Imagens ao vivo, e quantificação da ingestão de alimentos

O objetivo do presente protocolo é medir o tempo de trânsito de fluorescente etiquetado alimento através do intestino de zebrafish larval de forma alto throughput.

Elevado-throughput medição de tempo de trânsito do intestino usando Zebrafish Larval

Presente aqui está um protocolo detalhado para o uso de embriões de zebrafish Tg(vtg1: mCherry) para a detecção de efeitos estrogênicos. O protocolo abrange a propagação do peixe e o tratamento de embriões, e enfatiza a detecção, documentação e avaliação de sinais fluorescentes induzidos por compostos disruptores endócrinos (EDC).

Usando embriões de zebrafish Tg (Vtg1:mcherry) para testar os efeitos estrogênicos dos compostos disruptivos endócrinos

Um protocolo experimental detalhado é apresentado neste artigo para avaliação da toxicidade neurocomportamental de poluentes ambientais utilizando um modelo de larvas de zebrafish, incluindo o processo de exposição e testes para indicadores neurocomportamentais.

Estudando efeitos neurocomportamentais de poluentes ambientais em larvas de zebrafish

Demonstramos um método que aproveita a microscopia confocal de varredura rápida para realizar imagens ao vivo de células da microglia no tectum óptico do peixe-zebra em desenvolvimento, permitindo a análise da dinâmica dessas células in vivo.

Imagem ao vivo e caracterização da dinâmica da microglia no embrião de peixe-zebra

Este protocolo descreve um procedimento de triagem de drogas em larvas de peixe-zebra 3-7 dias após a fertilização, seguido de avaliação morfológica.

Triagem de pequenas moléculas e testes de toxicidade em larvas de peixe-zebra em estágio inicial

Aprenda a avaliar a acumulação de microplásticos fluorescentes em embriões e larvas de zebrafish usando microscopia de fluorescência. Este método permite quantificar a biodisponibilidade e toxicidade de poluentes em organismos aquáticos.

Acumulação e Distribuição de Microplásticos Fluorescentes nos Estágios Iniciais da Vida dos Zebrafish

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