Name: Estabelecimento de um Modelo de Rato de Oclusão Superior Sagittal-Sinus através de um Método thread-embolia (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-07-04T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 7 s
Description: Aprenda a estabelecer um modelo de trombose do seio sagital superior em ratos Sprague-Dawley usando embolização com fio. Este método minimiza o trauma e padroniza variáveis experimentais para estudos de CVST.

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Este estudo foi apoiado pela Grant Scientific Research Foundation for the High-Level Talents, Fujian University of Traditional Chinese Medicine (X2019002-talents).

Os procedimentos envolvendo matérias animais foram aprovados pelo Comitê de Normas Médicas e Ética da Universidade Médica de Wenzhou e estão de acordo com a legislação chinesa sobre o uso e o cuidado de animais de laboratório.
1. Preparação do plugue de rosca, ratos SD e equipamento experimental
<ol><li>Use uma rosca de nylon com diâmetro de 0,28 mm como o corpo principal do plugue da rosca. NOTA: A maciez e dureza da linha de nylon devem ser moderadas.</li>
	<li>Cubra uma extremidade da linha de nylon com material de silicone. O comprimento da parte de silicone do plugue da rosca é de aproximadamente 1,2 cm, e o diâmetro é de aproximadamente 1,2 mm. A extremidade da cabeça está afilada, e a parte de silicone é cilíndrica. Reserve mais 5-7 cm. A linha de nylon é fácil de fixar e pode ser cortada de acordo com necessidades específicas após a operação.</li>
	<li>Use 75% de etanol para absorver o plugue por 3 minutos antes da operação e enxaguar qualquer etanol residual com soro fisiológico normal antes de conectar.</li>
	<li>Selecione 12 ratos SD machos pesando entre 280 e 320 g, e divida-os aleatoriamente em um grupo falso e grupo experimental (n = 6 por grupo). Após uma semana de adaptação ambiental, acelere os ratos por 12h e prive-os por 4h antes da operação.</li>
	<li>Prepare os seguintes equipamentos experimentais necessários para o experimento: uma pequena máquina de anestesia animal, um instrumento estereotaxista cerebral, um microscópio dissecando, uma broca de crânio de alta velocidade, tesoura, pinças, fórceps vasculares, um suporte de agulha, uma linha de agulha, uma seringa de 2 mL, um sistema de imagem de fluxo sanguíneo com manchas a laser e um scanner de ressonância magnética de animais pequenos.</li>
</ol>2. Construção do Modelo de Embolização SD-Rat SSS via Embolização de Roscas
<ol><li>Coloque o rato SD em uma caixa de indução de anestesia e use uma máquina anestéstica de pequenos animais para entregar 4% de isoflurane para induzir anestesia. Depois disso, use fórceps para confirmar que os membros traseiros e os dedos dos dedos traseiros do rato SD não respondem a beliscões moderadas.</li>
	<li>Conserte rapidamente o rato SD com cabelos de topo raspados na posição propensa em um dispositivo estereotaxic cerebral. Mantenha a anestesia com isoflurane de 1,5-2,0% (a uma velocidade de 0,5 L/min), e estabilize a taxa respiratória em 40-60 respirações/min. Estabilize a temperatura corporal do rato através de uma almofada de aquecimento a 37±0,2 °C.<ol>
<li>Aplique lubrificante ocular oftálmico estéril depois que o rato for colocado na estrutura estereotaxica para proteger as córneas da secagem durante a anestesia.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Esterilize a superfície na parte superior da cabeça do rato com 5% de iodo povidone alternando três vezes com 75% de etanol. Faça uma incisão de pele (2,0 cm de comprimento) no meio da cabeça e, em seguida, retire cuidadosamente a fáscia superior e o periósteo para expor totalmente o crânio.<ol>
<li>Confirme as posições da fontanelle anterior, fontanelle posterior, sutura coronal, sutura sagital e sutura herringbone.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Use a área entre a sutura coronal e a sutura herringbone como área observacional de fluxo sanguíneo. Para evitar que o crânio afete a observação durante a imagem do fluxo sanguíneo, diluir o crânio na área de observação até que os vasos sanguíneos sejam claramente visíveis. O tamanho do crânio diluído deve ser de aproximadamente 1,0 cm × 1,0 cm. Esta etapa e o seguinte são todas realizadas sob um microscópio dissecando.<ol>
<li>Durante a moagem do crânio, use soro fisiológico de temperatura normal para enxaguar a broca repetidamente para evitar queimaduras de alta temperatura no córtex cerebral.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Use uma broca de alta velocidade para moer o crânio dentro de uma janela óssea de 6,0 mm x 4,0 mm centrada na bregma para expor a SSS da área de bregma.<ol>
<li>Use soro fisiológico normal para esfriar o crânio durante a moagem. Quando o crânio ficar fino, use pinças para remover cuidadosamente os pedaços de osso restantes para evitar rasgar a SSS.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Escolha um plugue de rosca adequado, use o ponto de bregma SSS como ponto de plugue, perfure-o cuidadosamente com uma agulha de seringa de 2 mL e insira rapidamente a cabeça do plugue do fio no ponto de plugue.<ol>
<li>Neste momento, o ângulo entre a extremidade da cabeça do plugue e o SSS deve ser de aproximadamente 30-45°; em seguida, ajuste o ângulo entre a extremidade do plugue da rosca e o SSS para 0-10 graus, e insira lentamente o SSS no centro até que a cabeça atinja a borda posterior da confluência do seio. Depois disso, corte a parte excedente da cauda. NOTA: Pode ocorrer hemorragia rápida quando o SSS é perfurado. Se a extremidade do plugue não puder ser rapidamente inserida no ponto de plugue de uma só vez, use uma pequena gaze ou uma bola de algodão para pressionar suavemente o ponto de tomada enquanto desliza lentamente para baixo para expor o ponto de tomada cuidadosamente e, em seguida, insira rapidamente a extremidade do parafuso de fio no SSS. Depois que o plugue da rosca é inserido, se houver sangramento no ponto de tomada, materiais hemostáticos como uma esponja de gelatina podem ser usados para parar o sangramento.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Detecção de fluxo sanguíneo na superfície cerebral de ratos SD
<ol><li>Use uma fonte de luz laser para iluminar uniformemente a área observacional do fluxo sanguíneo. A luz refletida é coletada por uma câmera e é transmitida a um computador para análise. Use as seguintes configurações de parâmetro para o sistema de imagem de fluxo sanguíneo com manchas a laser: comprimento de onda: λ = 785 nm; e tempo de exposição da imagem: T = 10 ms.</li>
	<li>Centralize a área observacional de fluxo sanguíneo de SD-rato para o campo de visão do sistema de imagem de fluxo sanguíneo de manchas a laser e realize o monitoramento contínuo do fluxo sanguíneo na superfície cerebral por 2 minutos. Colete e processe os dados de fluxo sanguíneo antes e depois da embolização de cada rato SD, e obtenha o mapa de fluxo sanguíneo com manchas a laser da área observada.</li>
	<li>Enxágue repetidamente a área operada com soro fisiológico normal para lavar detritos ósseos e resíduos. Sutura a pele (fio 0) e desinfete com iodophor.</li>
	<li>Mantenha a temperatura corporal até que o rato acorde após a cirurgia e, em seguida, abriga em uma única gaiola com comida e água fornecida ad libitum. O grupo falso não pode ser ligado.</li>
	<li>Após a conclusão da coleta de dados, realize o pós-processamento.<ol>
<li>Seleção completa da região de interesse (ROI) através das ferramentas fornecidas pelo software do sistema de imagem de fluxo sanguíneo com manchas a laser. Os valores obtidos são o valor médio do fluxo sanguíneo no ROI, e os valores locais de fluxo sanguíneo cerebral antes e depois da embolização. Use o valor do fluxo sanguíneo antes da embolização como o valor da linha de base.</li>
		<li>Selecione quatro ROIs e meça a alteração relativa do fluxo sanguíneo cerebral em cada ROI, expressa como a variação percentual do valor da linha de base.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Detecção da posição da rosca em animais pequenos RM
<ol><li>Use os seguintes parâmetros de imagem t2 -ponderados (T2WI) para o sistema de ressonância magnética: tempo de eco (TE) = 33 ms, tempo de repetição (TR) = 3000 ms, número de excitação (NEX) = 4, Fatias = 28, espessura da fatia = 0,8 mm, tamanho da matriz = 256 * 256 mm2, ângulo de lançamento = 80°, campo de visão (FOV) = 30 * 30 mm2, tempo de varredura = 6 min 24 s; os parâmetros de angiografia de ressonância magnética (MRA) foram definidos da seguinte forma: TE = 4,4 ms, TR = 12 ms, NEX = 4, fatias = 80, espessura da fatia = 0,4 mm, tamanho da matriz = 256 * 256 mm2, ângulo de lançamento = 80°, FOV = 30 * 30 mm2, tempo de varredura = 16 min 23 seg 40 ms.</li>
	<li>Corrija o animal na tabela de ressonância magnética, calibrar a posição cerebral por meio do posicionamento e realize a varredura da sequência T2WI e MRA após confirmar a posição.</li>
	<li>Use anestesia contínua através da máquina de anestesia animal durante a detecção. Em seguida, eutanize os ratos SD por injeção intraperitoneal de pentobarbital excessivo.</li>
	<li>Aquisição de imagem e pós-processamento: após a coleta dos dados da imagem, a fim de observar o estado do plugue de rosca no SSS com mais clareza, use o método de aprimoramento de pseudo cor para exibir a imagem T2WI do cérebro de rato.</li>
</ol>

<ol><li>Bousser, M. G., Ferro, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+venous+thrombosis%3A+an+update%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet+Neurology%22%5BJournal%5D)">Cerebral venous thrombosis: an update.</a> Lancet Neurology. 6 (2), 162-170 (2007).</li>
<li>Guenther, G., Arauz, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+venous+thrombosis%3A+A+diagnostic+and+treatment+update%5BTitle%5D)+AND+%22Neurologia%22%5BJournal%5D)">Cerebral venous thrombosis: A diagnostic and treatment update.</a> Neurologia. 26 (8), 488-498 (2011).</li>
<li>Stam, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thrombosis+of+the+cerebral+veins+and+sinuses%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Thrombosis of the cerebral veins and sinuses.</a> New England Journal of Medicine. 352 (17), 1791-1798 (2005).</li>
<li>Einhäupl, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EFNS+guideline+on+the+treatment+of+cerebral+venous+and+sinus+thrombosis+in+adult+patients%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">EFNS guideline on the treatment of cerebral venous and sinus thrombosis in adult patients.</a> European Journal of Neurology. 17 (10), 1229-1235 (2010).</li>
<li>Coutinho, J. M., Zuurbier, S. M., Stam, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Declining+mortality+in+cerebral+venous+thrombosis%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Declining mortality in cerebral venous thrombosis: a systematic review.</a> Stroke. 45 (5), 1338-1341 (2014).</li>
<li>Gotoh, M., Ohmoto, T., Kuyama, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+study+of+venous+circulatory+disturbance+by+dural+sinus+occlusion%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neurochir+%28Wien%29%22%5BJournal%5D)">Experimental study of venous circulatory disturbance by dural sinus occlusion.</a> Acta Neurochir (Wien). 124 (2-4), 120-126 (1993).</li>
<li>Miyamoto, K., Heimann, A., Kempski, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microcirculatory+alterations+in+a+mongolian+gerbil+sinus-vein+thrombosis+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Microcirculatory alterations in a mongolian gerbil sinus-vein thrombosis model.</a> Journal of Clinical Neuroscience. 8 (4), (2001).</li>
<li>Ungersböck, K., Heimann, A., Kempski, aO. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+Blood+Flow+Alterations+in+a+Rat+Model+of+Cerebral+Sinus+Thrombosis%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Cerebral Blood Flow Alterations in a Rat Model of Cerebral Sinus Thrombosis.</a> Stroke. 24 (4), (1993).</li>
<li>Röttger, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+model+of+reversible+sinus+sagittalis+superior+thrombosis+in+the+rat%3A+magnetic+resonance+imaging+changes%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">A new model of reversible sinus sagittalis superior thrombosis in the rat: magnetic resonance imaging changes.</a> Neurosurgery. 57 (3), 573-580 (2005).</li>
<li>Chen, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photothrombosis+combined+with+thrombin+injection+establishes+a+rat+model+of+cerebral+venous+sinus+thrombosis%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Photothrombosis combined with thrombin injection establishes a rat model of cerebral venous sinus thrombosis.</a> Neuroscience. 306, 39-49 (2015).</li>
<li>Yang, H., Meng, Z., Zhang, C., Zhang, P., Wang, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishing+a+new+rat+model+of+central+venous+sinus+thrombosis+and+analyzing+its+pathophysiological+and+apoptotic+changes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Establishing a new rat model of central venous sinus thrombosis and analyzing its pathophysiological and apoptotic changes.</a> Journal of Neuroscience Methods. 203 (1), 130-135 (2012).</li>
<li>Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+middle+cerebral+artery+occlusion+without+craniectomy+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats.</a> Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).</li>
<li>Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+ischemic+stroke+and+their+application+in+clinical+research%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Design%2C+Development+and+Therapy%22%5BJournal%5D)">Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research.</a> Drug Design, Development and Therapy. 9, 3445-3454 (2015).</li>
<li>Wang, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mapping+tissue+pH+in+an+experimental+model+of+acute+stroke+-+Determination+of+graded+regional+tissue+pH+changes+with+non-invasive+quantitative+amide+proton+transfer+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">Mapping tissue pH in an experimental model of acute stroke - Determination of graded regional tissue pH changes with non-invasive quantitative amide proton transfer MRI.</a> Neuroimage. 191, (2019).</li>
<li>Liu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+Vigilin+as+a+Potential+Ischemia+Biomarker+by+Brain+Slice-Based+Systematic+Evolution+of+Ligands+by+Exponential+Enrichment%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Identification of Vigilin as a Potential Ischemia Biomarker by Brain Slice-Based Systematic Evolution of Ligands by Exponential Enrichment.</a> Analytical Chemistry. 91 (10), 6675-6681 (2019).</li>
</ol>

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Neste estudo, um novo tipo de modelo CVST foi estabelecido com sucesso inserindo um plugue de rosca auto-fabricado no SSS de ratos SD. Além disso, imagens de fluxo sanguíneo com manchas a laser e ressonância magnética de pequenos animais foram combinadas para monitorar alterações no fluxo sanguíneo na superfície cerebral de ratos SD antes e depois da embolização, a fim de padronizar o tempo isquêmico e a localização.
Em 1989, Longa et al. fizeram um modelo de oclusão mca reversível inserindo r...

A trombose súbia-síbia cerebral (CVST) é uma doença rara do sistema venoso cerebral que representa apenas 0,5-1,0% de todas as causas de AVC, mas tem uma taxa de ocorrência relativamente alta em crianças e adultos jovens1. Durante a autópsia, verificou-se que o CVST foi a causa de 10% dos óbitos cerebrovasculares2. A trombose pode ocorrer em qualquer parte do sistema venoso intracraniano. O seio sagital superior (SSS) é uma das áreas mais comumente afetadas no CVST e pode envolver múltiplos vasos sanguíneos. Devido à estenose ou à oclusão dos seios venosos, o retorno venoso intracraniano é bloqueado, que muitas vezes é acompanhado pelo aumento da pressão intracraniana3. As manifestações clínicas do CVST são complexas e variam ao longo do tempo; embora haja falta de especificidade dos sintomas, os sintomas mais comuns incluem dor de cabeça (77,2%), convulsões (42,7%) e déficits neurológicos (39,9%). Em casos graves, o coma e até mesmo a morte podem ocorrer4,5. Nos últimos anos, devido à melhoria geral das normas médicas e de saúde e à conscientização da saúde pública, a proporção de fatores de risco relacionados mudou, a proporção de trauma e infecção diminuiu, e a proporção de CVST causada pela gravidez, puerpério, contraceptivos orais e outros motivos aumentou gradualmente5.
Atualmente, a patogênese do CVST ainda não é bem compreendida. Para explorar o CVST em profundidade, é necessária uma pesquisa fisiopatológica adicional. No entanto, a maioria desses métodos de pesquisa são invasivos e, portanto, difíceis de implementar clinicamente. Devido a muitas limitações da pesquisa clínica, os modelos animais têm vantagens insubstituíveis em termos de pesquisa básica e translacional.
A causa do CVST é complexa, pois seu início inicial muitas vezes não é reconhecido e a localização da formação de trombos é altamente variável. Felizmente, os modelos animais podem alcançar um melhor controle desses fatores. Nas últimas décadas, uma variedade de modelos animais CVST foram estabelecidos, e cada modelo tem suas próprias desvantagens. De acordo com diferentes métodos de produção, eles podem ser aproximadamente divididos nas seguintes categorias: o modelo simples de ligadura SSS6,7; o modelo SSS de acelerador de injeção interna8; o modelo de trombose SSS induzida por cloreto férrico9; o modelo de trombose SSS induzido por fotoquímicosmodelo 10; e o auto-feito embolismo-oclusão ModeloSSS 11. No entanto, a maioria desses modelos são incapazes de contornar danos invasivos ao córtex cerebral do animal e não são capazes de controlar com precisão o tempo e a localização isquêmicas. Em alguns modelos, o trombo vai recanalizar espontaneamente; em outros modelos, o SSS torna-se permanentemente ocluído. Além disso, operações complicadas e/ou lesões graves podem afetar achados fisiopatológicos subsequentes nesses modelos.
No presente estudo, um plugue de rosca foi inserido no SSS dos ratos Sprague-Dawley (SD) para estabelecer com sucesso um modelo CVST que minimizasse danos, permitia uma controlabilidade precisa e gerava boa estabilidade. Além disso, imagens de ressonância magnética de animais de pequeno porte (RM) e imagens de fluxo sanguíneo com manchas a laser foram combinadas para verificar a eficácia do modelo. Avaliamos alterações no fluxo sanguíneo cerebral antes e depois do estabelecimento do nosso modelo, bem como avaliamos a estabilidade do nosso modelo, estabelecendo base para estudos mais aprofundados explorando a ocorrência, o desenvolvimento e mecanismos fisiofológicos relacionados da CVST.

<table><tbody><tr><td>Seringa de 2 mL</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>301940</td><td></td></tr><tr><td>instrumento estereotáxico cerebral</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>68025</td><td></td></tr><tr><td>microscópio de dissecação</td><td>Wuhan SIM Opto-technology Co.</td>Broca de alta velocidade <td>do crânio de SIM BFI-HR PRO Tecnologia</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Co. da vida de Shenzhen RWD, Ltd</td><td>78046</td><td></td></tr><tr><td>sistema da imagem latente do fluxo sanguíneo do laser-salpicado</td><td>Wuhan SIM Opto-tecnologia Co.</td><td>Porta-agulha SIM BFI-HR PRO Shenzhen</td><td></td></tr><tr><td></td><td>RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>F31022-12</td><td></td></tr><tr><td>linha de agulha</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>F33303-08</td><td></td></tr><tr><td>tesoura</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>S13029-14</td><td></td></tr><tr><td>gel de sílica</td><td>Heraeus Kulzer</td><td>302785</td><td></td></tr><tr><td>máquina</td> <td>de anestesia para pequenos animaisShenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>R540</td><td></td></tr><tr><td>ressonância magnética de pequenos animais</td><td>Bruker Medical GmbH</td><td>Pinças Biospec 94/30 USR</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>F11029-11</td><td></td></tr><tr><td>pinças vasculares</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>F22003-09</td><td></td></tr></tbody></table>

estabelecimento de um modelo de rato de oclusão superior sagittal-sinus através de um método thread-embolia

Establishment of a Rat Model of Superior Sagittal-Sinus Occlusion via a Thread-Embolism Method

Os mecanismos que contribuem para o aparecimento natural da trombose venosa cerebral (CVST) são, em sua maioria, desconhecidos, e uma variedade de fatores incontroláveis estão envolvidos no curso da doença, resultando em grandes limitações na pesquisa clínica. Portanto, o estabelecimento de modelos animais CVST estáveis que possam padronizar uma variedade de fatores de confusão incontroláveis têm ajudado a contornar deficiências na pesquisa clínica. Nas últimas décadas, uma variedade de modelos animais CVST foram construídos, mas os resultados baseados nesses modelos têm sido inconsistentes e incompletos. Assim, para explorar melhor os mecanismos fisiociológicos do CVST, é necessário estabelecer um modelo animal novo e altamente compatível, que tenha importante valor prático e significância científica para o diagnóstico e tratamento do CVST. No presente estudo, foi estabelecido um novo modelo de rato Sprague-Dawley (SD) de trombose sagital superior (SSS) por meio de um método de embolização de roscas, e verificou-se a estabilidade e confiabilidade do modelo. Além disso, foram avaliadas alterações no fluxo sanguíneo venoso cerebral em ratos após a formação de CVST. Coletivamente, o modelo SD-rat SSS-thrombosis representa um novo modelo animal CVST que é facilmente estabelecido, minimiza o trauma, produz boa estabilidade e permite controlar com precisão o tempo isquêmico e a localização.

Para estabelecer o modelo SSS-thrombosis SD-rat através do método de sutura, a sutura deve ser preparada com antecedência(Figura 1A), e os equipamentos necessários para o experimento(Figura 1B) devem ser preparados. Devido à natureza delicada da operação, a preparação do modelo precisa ser concluída sob um microscópio dissecando. Os principais passos são mostrados na Figura 2. Para facilitar a descrição dos detalhes específicos da o...

Aqui, estabelecemos um novo modelo de rato Sprague-Dawley (SD) de trombose sagital superior (SSS) através de um método de embolização de roscas, e a estabilidade e confiabilidade do modelo foram verificadas.

Estabelecimento de um Modelo de Rato de Oclusão Superior Sagittal-Sinus através de um Método thread-embolia

The mechanisms contributing to the natural onset of cerebral venous sinus thrombosis (CVST) are mostly unknown, and a variety of uncontrollable factors ...

Devido à falta de um modelo animal ideal, o estudo do CVST é bastante limitado. Agora, um novo tipo de modelo CVST SD-Rat foi estabelecido com sucesso inserindo embolização de rosca auto-feita centripetally no local inicial da SSS que padronizou vários ou incontroláveis fatores de interferência em condição clínica. Depois que o rato foi anestesiado com sucesso por injeção intra peritoneal, aplique lubrificante ocular oftálmico de gel após o rato ser colocado em quadro estereotaxic para proteger as córneas de secagem durante a anestesia.Remova o cabelo na parte superior da cabeça do rato. Para realizar esse processo de forma mais eficaz, a etapa anterior pode ser realizada mais cedo na sala de preparação. Depois que o rato foi anestesiado com sucesso por máquina anestésica, também aplique lubrificante oftálmico estéril.Esterilizar a superfície em cima da cabeça do rato com 5% de iodo povidone. Alternar isso três vezes com 75% de etanol. Faça uma incisão de pele de cerca de dois centímetros de comprimento no meio da cabeça.A fáscia é cortada com um bisturi. E então, cuidadosamente descascar a fáscia superior e o periósteo para expor totalmente o crânio. Confirme a posição da fontanelle anterior, A e da fontanelle posterior, B.Use a área entre a sutura coronal e a sutura do cotovelo, como a área observacional do fluxo sanguíneo.Para evitar que o crânio afete a observação durante a imagem do fluxo sanguíneo com manchas a laser, diluir o crânio na área de observação até que os vasos sanguíneos sejam claramente visíveis. Durante a moagem do crânio use uma seringa de temperatura normal para enxaguar a dura repetidamente, para evitar uma explosão de alta temperatura no córtex cerebral. Esta etapa e o seguinte são todas realizadas sob um microscópio dissecando.Nesta figura, a área retangular forrada vermelha é a área de observação do fluxo sanguíneo. O tamanho do crânio diluído deve ser aproximadamente um centímetro multiplicado por um centímetro. E a área retangular forrada azul é a janela óssea.Cerca de seis milímetros multiplicados por quatro milímetros. A área circular vermelha é a junta parietal e a seta aponta para a SSS. Quando o crânio pode ser visto use pinças para cuidadosamente os pedaços de osso restantes da janela óssea.Escolha uma sonda de rosca adequada, use o ponto frontal ou como ponto de tomada. Perfure-o cuidadosamente com uma agulha de seringa de 2 milímetros e insira rapidamente uma sonda de rosca no ponto de preparação. Neste momento, o ângulo entre a extremidade da extremidade da extremidade da extremidade da rosca e o SSS deve ser de aproximadamente 30 a 45 graus.Em seguida, ajuste o ângulo entre a extremidade da sonda de rosca e o SS para zero a 10 graus. E insira lentamente o SSS na estrutura até que a cabeça atinja a extremidade posteria da confluência sinusal. A respiração rápida pode ocorrer quando a SSS é perfurada.Se a extremidade da sonda de rosca não puder ser rapidamente inserida no ponto de preparação ao mesmo tempo, use uma pequena gaze ou uma bola de algodão para pressionar suavemente o ponto da sonda enquanto desliza lentamente para baixo para expor o ponto de preparação cuidadosamente. Isso é feito, insira rapidamente a extremidade do fio trazido para a SSS. A seta azul mostra o estado da inserção da sonda no SSS a partir do ponto de partida.A seta branca mostra o corpo da sonda e a seta vermelha mostra que é a cabeça. Depois disso, corte a parte excedente da cauda. Sutura a pele do rato.Desinfete a pele três vezes e remova o rato do quadro estereotaxico. Use a fonte de luz laser para iluminar uniformemente a área observacional do fluxo sanguíneo. A imagem registra o processo dinâmico da sonda de rosca no SSS.Nesta figura A e B mostra uma comparação do fluxo sanguíneo antes e depois da inserção da embolização da rosca. C mostra que o fluxo sanguíneo na SSS e veias cerebrais foram diminuídos significativamente em comparação com tanto na artéria cerebral média quanto nos capilares. Conserte o animal na mesa de ressonância magnética.Calibrar a posição do cérebro posicionando-se e realizando a varredura da sequência T2WI e MRI após a confirmação da posição. A fim de observar o estado da sonda de rosca no SSS mais claramente o método montado na cabeça C2 foi usado para exibir a imagem T2WI do cérebro de rato. Nesta figura, A, B e C mostram a sonda de rosca no SSS a partir da posição horizontal, posição sagital e posição craniana.A imagem mostra que a sonda de rosca está no lugar que confirma a embolização do SSS. Como o modelo de trombose SSS de rato é facilmente estabelecido minimizando o trauma, ofereceu boa estabilidade e permitiu controlar com precisão o tempo químico e a localização, é um novo tipo ideal de modelo CVST.

establishment-rat-model-superior-sagittal-sinus-occlusion-via-thread

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Este vídeo demonstra o procedimento para estabelecer um modelo de rato com hemorragia subaracnoide. Um rato anestesiado é implantado com sondas para medir a pressão intracraniana e o fluxo sanguíneo cerebral. O local alvo é identificado e a agulha é inserida em uma posição pré-quiasmática. O sangue autólogo é então injetado no espaço subaracnóideo, aumentando a pressão intracraniana e diminuindo o fluxo sanguíneo cerebral, estabelecendo o modelo.

Estabelecendo um modelo de rato com hemorragia subaracnóidea induzida por injeção autóloga de sangue

Este vídeo demonstra o processo de indução de AVC isquêmico em um modelo de rato por oclusão da artéria cerebral média (ACM) usando um parafuso de rosca. O procedimento envolve a ligação das artérias carótidas, a inserção de um parafuso de rosca na artéria carótida externa e o bloqueio do fluxo sanguíneo da ACM para o cérebro, levando à morte neuronal e imitando um acidente vascular cerebral isquêmico.

Induzindo acidente vascular cerebral isquêmico por oclusão da artéria cerebral média usando um parafuso de rosca

Fonte: Tang, X. et. al., Hemorragia Pontina Maciça por Injeção Dupla de Sangue Autólogo. J. Vis. Exp. (2021)Este protocolo descreve a infusão controlada de sangue autólogo na região pontina do cérebro de um rato para modelar hemorragia pontina maciça. O objetivo é simular um sangramento cerebral localizado aumentando a pressão localizada.

Induzindo hemorragia pontina maciça em um modelo de rato por injeção de sangue autólogo

Vários modelos animais de isquemia cerebral foi desenvolvido para simular a condição humana de acidente vascular cerebral. Este protocolo descreve a endotelina-1 (ET-1) induzida por oclusão da artéria cerebral média do modelo (MCAO) para acidente vascular cerebral isquêmico em ratos. Além disso, considerações importantes, vantagens e inconvenientes deste modelo são discutidos.

Endotelina-1 Induzida Médio modelo de oclusão da artéria cerebral para AVC isquêmico com Laser Orientação Fluxometria Doppler em ratos

Este artigo descreve um método para a visualização de artérias cerebrais de rato através de uma janela craniana via craniectomia temporal, a fim de visualizar partes proximais da artéria cerebral média...

Utilizando uma janela craniana para Visualizar a artéria cerebral média Durante endotelina 1 Induzida por oclusão da artéria cerebral média

Hipertensão ocular crônica é induzida pela aplicação de uma sutura de circumlimbal em ratos e camundongos, levando à deterioração funcional e estrutural das células ganglionares da retina consistentes com glaucoma.

Um modelo de Glaucoma induzido por sutura Circumlimbal em ratos e camundongos

A hemorragia subaracnóidea continua a carregar uma alta carga de mortalidade e morbidade no homem. Para facilitar novas pesquisas sobre a condição e sua fisiopatologia, um modelo pré-quiasmático de injeção única é apresentado.

Pré-quiasmática, injeção única de sangue autólogo para induzir hemorragia subaracnóidea experimental em modelo de rato

O protocolo atual descreve um modelo de oclusão/reperfusão da artéria cerebral média em ratos que preserva a estrutura anatômica dos vasos cerebrais sem causar danos.

Um modelo de rato de oclusão/reperfusão da artéria cerebral média sem danificar a estrutura anatômica dos vasos cerebrais

Este estudo apresenta um protocolo para estabelecer um modelo reprodutível e minimamente invasivo em rato da trombose do seio sagital superior induzida por cloreto férrico, utilizando um método de sutura de seda em combinação com imagem de contraste de manchas a laser e ultrassom de alta resolução para avaliação.

Estabelecimento de uma trombose do seio sagital superior induzida por cloreto férrico modificado

Indução cirúrgica de uma lesão cerebral isquêmico no rato é um modelo amplamente utilizado para a pesquisa acidente vascular cerebral. Aqui nós demonstram a indução de isquemia cerebral focal por oclusão da artéria cerebral média. Visualização do infarto resultantes de coloração histológica e ressonância magnética também é mostrada.

Modelo de isquemia focal cerebral por oclusão Suture Endovascular da artéria cerebral média no Rat

Aprenda a estabelecer um modelo de trombose do seio sagital superior em ratos Sprague-Dawley usando embolização com fio. Este método minimiza o trauma e padroniza variáveis experimentais para estudos de CVST.

Estabelecimento de um Modelo de Rato de Oclusão Superior Sagittal-Sinus através de um Método thread-embolia

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