Name: Um método sem chamas para esterilizar C. elegans Picks, Espástulas e Bisturis (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-03-04T15:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 30 s
Description: Aprenda uma técnica asséptica sem chama para esterilizar instrumentos em pesquisas com C. elegans usando um microincinerador. Este método aumenta a segurança do laboratório e elimina riscos de incêndio.

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Os autores gostariam de reconhecer Suzanne Howard e Justin Finne. Este trabalho foi financiado pelo Departamento de Neurociências da Faculdade wellesley. Os worms N2 foram fornecidos pelo CGC, que é financiado pelo NIH Office of Research Infrastructure Programs (P40 OD010440). As taxas de publicação deste artigo foram apoiadas pelo Wellesley College Library and Technology Services Open Access Fund.

1. Prepare o micro-incinerador
<ol><li>Conecte um guia de acessório do suporte de loop ao micro-incinerador, cortando-o no barril externo.</li>
	<li>Conecte o micro-incinerador a uma tomada elétrica padrão de 120 V ou 230 V, conforme apropriado. NOTA: Isso pode ser feito em um banco ou em um capô de fluxo laminar.</li>
	<li>Gire o micro-incinerador para o ajuste alto e deixe-o aquecer por 10-20 min, dependendo das instruções do fabricante para atingir uma temperatura ótima de 800-825 oC. NOTA: Se manter o incinerador ligado por mais de 3h, a configuração de temperatura mais baixa (500 oC) pode ser usada como configuração de espera. De acordo com os manuais de usuário dos fabricantes, isso prolonga a vida útil do equipamento.</li>
</ol>2. Esterilize a picareta, espátula ou bisturi
<ol><li>Insira o instrumento na área de esterilização cilíndrica sem tocar nas laterais deslizando ao longo do guia21. NOTA: Se esterilizar um bisturi, é fundamental evitar tocar na parede cerâmica com a lâmina. Raspar a parede cerâmica pode comprometer a integridade da unidade de aquecimento.</li>
	<li>Segure o instrumento na área de esterilização para 5-7 s.</li>
	<li>Remova o instrumento sem tocar nas laterais deslizando para trás ao longo do guia.</li>
	<li>Para as picaretas, deixe o instrumento esfriar por 3-5 s antes de tocar em um verme para evitar queimá-lo. NOTA: Bisturis ou espátulas que não podem esfriar cantarão o ágar.</li>
	<li>Depois de colher vermes, reinsira a picareta na câmara para 5-7 s para incinerar quaisquer vermes na picareta.</li>
</ol>3. Método comparativo - esterilização de instrumentos usando um queimador Bunsen
<ol><li>Conecte o queimador Bunsen à linha de gás usando tubos de borracha. Certifique-se de fixar a tubulação firmemente e posicionar o queimador longe de objetos aéreos.</li>
	<li>Ligue o gás girando o botão na linha de gás.</li>
	<li>Aciime o queimador usando um atacante ou um isqueiro.</li>
	<li>Ajuste a chama usando o botão de gás e a entrada de ar até que um cone azul seja visível.</li>
	<li>Segure a picareta, espátula ou bisturi na chama até que ela brilhe vermelha.</li>
	<li>Para as escolhas, deixe o instrumento esfriar por 3-5 segundos antes de tocar em um verme para evitar queimá-lo. NOTA: Bisturis ou espátulas que não podem esfriar cantarão o ágar.</li>
	<li>Depois de colher vermes, reinsira a picareta na chama para incinerar qualquer verme na picareta.</li>
</ol>4. Experimento
<ol><li>Cultura OP50 Escherichia coli (E. coli) bactérias em Luria Caldo22 durante a noite em um shaker de 37 oC.</li>
	<li>Após a cultura da noite para o dia, diluir a cultura em água estéril a uma proporção de 1:100. NOTA: Este fator de diluição foi escolhido para garantir a separação das colônias após o revestimento.</li>
	<li>Mergulhe uma picareta de vermes esterilizada usando um queimador Bunsen na solução bacteriana, ressarem com o queimador de Bunsen e gire-o em 100 mL de água estéril.</li>
	<li>Emplaque os 100 μL de água em uma placa de ágar de 10 cm LB 22,23, espalhe a água usando um espalhador de células estéreis e incubar à temperatura ambiente por 24 h com a tampa ligada.</li>
	<li>Execute as etapas 4.3-4.4 usando uma picareta de vermes esterilizada usando um micro-incinerador.</li>
	<li>Como controle positivo, realize as etapas 4.3-4.4 sem re-esterilização.</li>
	<li>Como controle negativo, realize as etapas 4.3-4.4 utilizando água estéril no lugar da solução bacteriana.</li>
	<li>Conte as colônias manualmente após o período de incubação.</li>
</ol>

<ol><li>Attix, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wild+caught+nematode+identification+and+early+embryo+development%3A+An+accessible+undergraduate+research+experience%5BTitle%5D)+AND+%22microPublication+Biology%22%5BJournal%5D)">Wild caught nematode identification and early embryo development: An accessible undergraduate research experience.</a> microPublication Biology. 2021, (2021).</li>
<li>Rose, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Demonstrating+connections+between+neuron+signaling+and+behavior+using+C.+elegans+learning+assays+and+optogenetics+in+a+laboratory+class%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Undergraduate+Neuroscience+Education%22%5BJournal%5D)">Demonstrating connections between neuron signaling and behavior using C. elegans learning assays and optogenetics in a laboratory class.</a> Journal of Undergraduate Neuroscience Education. 16 (3), 223-231 (2018).</li>
<li>Lemons, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+inquiry-based+approach+to+study+the+synapse%3A+Student-driven+experiments+using+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Undergraduate+Neuroscience+Education%3A+JUNE%3A+A+Publication+of+FUN%2C+Faculty+for+Undergraduate+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">An inquiry-based approach to study the synapse: Student-driven experiments using C. elegans.</a> Journal of Undergraduate Neuroscience Education: JUNE: A Publication of FUN, Faculty for Undergraduate Neuroscience. 15 (1), 44-55 (2016).</li>
<li>Raley-Susman, K. M., Gray, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exploration+of+gerontogenes+in+the+nervous+system%3A+a+multi-level+neurogenomics+laboratory+module+for+an+intermediate+neuroscience+and+behavior+course%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Undergraduate+Neuroscience+Education%22%5BJournal%5D)">Exploration of gerontogenes in the nervous system: a multi-level neurogenomics laboratory module for an intermediate neuroscience and behavior course.</a> Journal of Undergraduate Neuroscience Education. 8 (2), 108-115 (2010).</li>
<li>Stiernagle, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Maintenance+of+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22WormBook%3A+The+Online+Review+of+C.+Elegans+Biology%22%5BJournal%5D)">Maintenance of C. elegans.</a> WormBook: The Online Review of C. Elegans Biology. , Pasadena, CA. 1-11 (2006).</li>
<li>Porta-de-la-Riva, M., Fontrodona, L., Villanueva, A., Cerón, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basic+Caenorhabditis+elegans+methods%3A+synchronization+and+observation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Basic Caenorhabditis elegans methods: synchronization and observation.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (64), e4019(2012).</li>
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<li>Bykowski, T., Stevenson, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aseptic+Technique%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Aseptic Technique.</a> Current Protocols in Microbiology. 56 (1), 98(2020).</li>
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<li>Fleming, D. O. Laboratory Safety Principles and Practices. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFleming%2C+DO+%22American+Society+for+Microbiology%22">American Society for Microbiology</a>. , ASM Press. Washington, D.C. (1995).</li>
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<li>Cold Spring Harbor. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((LB+%28Luria-Bertani%29+liquid+medium%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Protocols%22%5BJournal%5D)">LB (Luria-Bertani) liquid medium.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 2006 (1), (2006).</li>
<li>Cold Spring Harbor. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Media+containing+agar+or+agarose%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Protocols%22%5BJournal%5D)">Media containing agar or agarose.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 2006 (1), (2006).</li>
</ol>

Nenhum conflito de interesses foi divulgado.

C. elegans é um organismo modelo bem adequado para exercícios em laboratórios de ensino de graduação. O uso de micro-incineradores no lugar de chamas abertas proporciona benefícios tanto em laboratórios de pesquisa quanto em laboratórios de sala de aula. De fato, cursos de laboratório de graduação podem representar um risco maior de incêndios acidentais, dado o número de cientistas recém-treinados na sala. Além disso, o risco de incêndio aumenta quando o etanol é usado para esterilizar instrumentos próximos à fonte de chama, pois vapores de etanol são inflamáveis. A portabilidade também confere uma vantagem para as salas de aula onde as linhas de gás não são instaladas em cada banco. Esse método tem sido empregado em laboratórios de ensino e pesquisa em nossa instituição, resultando em não aumento de contaminação e zero acidentes de segurança laboratorial desde sua incorporação em 2016. 
Para garantir a compatibilidade com micro-incineradores, foram testadas uma série de picaretas com diferentes montagens, composições de fios e medidores de arame. A composição do fio incluiu 100% de platina, bem como 90% de platina/10% de irídio com espessura de fio de 30-32 G, e independentemente da espessura e composição, o método de aquecimento não comprometeu a integridade do fio. As montagens incluíram dois tipos diferentes de alças de picaretas disponíveis comercialmente e montagens de vidro feitas em casa de pipetas Pasteur. Note que as picaretas não brilham em vermelho-quente como fazem na chama. No entanto, a esterilização suficiente ainda é alcançada desde que o esterilizador tenha atingido a temperatura adequada. Assim, é fundamental permitir que o microcinerador aqueça por 10 ou 20 min, conforme indicado nas instruções do fabricante. Manter o instrumento na câmara por pelo menos 5 s para alcançar a esterilização também é fundamental. Deixar o instrumento na câmara com mais de 7 s não causará danos ao instrumento, mas é desnecessário. Embora este seja um procedimento relativamente simples com passos mínimos e é improvável que precise de solução de problemas, pode ser preciso alguma prática para aprender a estabilizar o instrumento no barril sem tocar nas laterais.
Para substituir uma chama aberta, um método de esterilização deve cobrir todas as aplicações utilizadas em laboratório. Além de esterilizar instrumentos, os laboratórios C. elegans também podem usar queimadores bunsen para criar um campo estéril para fazer outras tarefas, como derramar placas ou vacinar culturas13. No entanto, se isso cria um campo estéril ou atrai contaminantes ainda viáveis permanece controverso14. Embora não seja uma opção em todas as instituições, um armário de biossegurança ou capô de fluxo laminar pode ser usado para esses fins, permitindo que um laboratório funcione sem o uso de chamas abertas. Manuais de instrução para a maioria dos micro-incineradores recomendam o uso para esterilização de lâminas de bisturi porque a raspagem das paredes internas danifica o esterilizador. No entanto, se usar cuidadosamente um guia, pode-se esterilizar uma lâmina de bisturi ou espátula sem tocar nas paredes internas. Isso amplia o uso da técnica para permitir a escoamento sem o uso de uma chama e permite que um laboratório C. elegans funcione sem alternar técnicas entre esterilizar diferentes objetos.
Conforme descrito na Tabela 1, os micro-incineradores oferecem maior segurança, maior compatibilidade com capô de fluxo laminar e maior portabilidade sobre métodos baseados em chama, mas têm limitações. Eles são mais caros do que os outros métodos e requerem um tempo de aquecimento antes que as temperaturas de esterilização sejam alcançadas. Em conclusão, este método que é rotineiramente utilizado em muitos laboratórios de microbiologia, pode ser aplicável em alguns laboratórios de pesquisa e ensino de C. elegans que buscam melhorar a segurança laboratorial sem comprometer a esterilidade.

O organismo modelo C. elegans é adequado tanto para pesquisa quanto para a educação em instituições de graduação (PUIs) devido ao baixo custo, facilidade de manutenção e gama de aplicações 1,2,3,4. A fim de lidar com vermes - por exemplo, para mover um verme de uma placa para outra, os experimentadores podem usar uma picareta de vermes. Uma variedade de picaretas podem ser feitas ou compradas para uso com C. elegans. As picaretas são mais comumente feitas usando uma ponta de platina ou platina/irídio, montada em um copo, metal ou alça de madeira. As alças de vidro podem ser feitas internamente derretendo uma pipeta Pasteur em torno de um fio de platina até que o fio esteja seguro. Informações adicionais sobre a criação de C. elegans, incluindo como cultivar e manter vermes e suas fontes de alimento, podem ser encontradas no WormBook5 e outras fontes 6,7,8.
Ao trabalhar com C. elegans, técnicas assépticas são tipicamente usadas para evitar contaminação com micróbios e fungos. Exemplos de técnicas assépticas incluem esterilização de instrumentos, autoclavagem de reagentes e condução de trabalhos em campos estéreis. As picaretas de vermes são tipicamente esterilizadas usando uma chama aberta9. Além disso, a esterilização da picareta de vermes incinera vermes, evitando assim misturas acidentais de cepas ao trabalhar com múltiplas cepas de vermes. Os métodos típicos para esterilizar picaretas de vermes envolvem uma chama aberta de um queimador de Bunsen, lanterna de etanol ou isqueiro padrão (Tabela 1). Fomos motivados a buscar alternativas mais seguras aos métodos existentes em laboratório quando um estudante de graduação, sem saber, derramou etanol enquanto enchia uma lanterna de etanol e acidentalmente iniciou um pequeno incêndio ao acender a lanterna. Infelizmente, muitos acidentes foram relatados usando lanternas de etanol 10,11,12. Felizmente, métodos alternativos de esterilização foram validados para uso em microbiologia, e o objetivo deste artigo é demonstrar como utilizar este equipamento para esterilizar instrumentos para uso com C. elegans.
Nos laboratórios de microbiologia, a técnica asséptica também é crítica. Laços sorológicos e fios feitos de platina são esterilizados usando uma chama aberta13 ou um micro-incinerador 14,15,16. Outros nomes para micro-incineradores incluem micro-esterilizadores ou bacto-incineradores. As vantagens do micro-incinerador sobre os métodos tradicionais de chama incluem redução do risco de incêndio, eliminação de respingos de materiais incinerados e capacidade de trabalhar em um armário de capô de fluxo laminar/biossegurança 16,17,18. De fato, tanto a Sociedade Americana de Microbiologia quanto a Organização Mundial da Saúde recomendam o uso de micro-incineradores sobre o uso de uma chama abertade 17,19,20. Em comparação com os queimadores de Bunsen, os micro-incineradores também não exigem uma linha de gás, que alguns laboratórios podem não ter, ou podem não ter localizado em cada banco para os alunos usarem. Inspirado nessas vantagens, foi desenvolvido um protocolo para substituir o uso de chama por micro-incineradores para esterilização de instrumentos comumente usados, como picaretas, espátulas e bisturis no laboratório C. elegans. Este método pode ser apropriado para instrutores e pesquisadores que buscam aumentar a segurança e/ou flexibilidade ao trabalhar com C. elegans.

<table><tbody><tr><td>90% platina 10% fio de irídio</td><td>Tritech</td><td>PT-9010</td><td>Outras fontes e composições de fios podem ser usadas.</td></tr><tr><td>Agarose</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A6013</td><td>LB ingrediente de ágar</td></tr><tr><td>Bico de Bunsen</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-110-1225</td><td>Outros queimadores de Bunsen podem ser usados</td></tr><tr><td>Lâmpada de etanol</td><td>Carolina</td><td>706604</td><td>Incluído aqui como referência à Tabela 1</td></tr><tr><td>Isqueiro</td><td>Carolina</td><td>706636</td><td>Incluído aqui como referência à Tabela 1</td></tr><tr><td>Acessório de suporte de laço</td><td>Fisher</td><td>22-630-002</td><td>Referido no manuscrito como "guia"</td></tr><tr><td>Micro-incinerador</td><td>Thomas Scientific</td><td>1154J15</td><td>Existem muitas empresas que vendem equipamentos semelhantes. Modelos semelhantes também vendidos pela Benchmark Scientific (B1001),&nbsp; Fisher Scientific (22-630-001), Carolina (703400) e BT Lab Systems (BT1702).</td></tr><tr><td>N2 vermes</td><td>CGC</td><td>N2</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S5886</td><td>LB ingrediente</td></tr><tr><td>OP50 E. coli</td><td>CGC</td><td>OP50</td><td></td></tr><tr><td>placa de Petri</td><td>Fisher</td><td>08-772B</td><td></td></tr><tr><td>Pick handle</td><td>Tritech</td><td>TWPH1</td><td></td></tr><tr><td>Lâmina de bisturi</td><td>Fisher</td><td>12-000-161</td><td></td></tr><tr><td>Punho de bisturi</td><td>Fisher</td><td>12-000-164</td><td></td></tr><tr><td>Espátula</td><td>Fisher</td><td>14-374</td><td>Outras espátulas funcionarão</td></tr><tr><td>Espalhadores de células estéreis</td><td>VWR</td><td>76206-438</td><td>Outros espalhadores de células podem ser usados desde que sejam estéreis</td></tr><tr><td>Triptona</td><td>Sigma Aldrich</td><td>T7293</td><td>LB ingrediente</td></tr><tr><td>Extrato de levedura</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Y1625</td><td>LB ingrediente</td></tr></tbody></table>

um método sem chamas para esterilizar c. elegans picks, espástulas e bisturis

A Flame-Free Method for Sterilizing C. elegans Picks, Spatulas, and Scalpels

Caenorhabtidis elegans (C. elegans) é um organismo modelo ideal para pesquisa e educação em instituições de graduação. Os graduandos podem aprender rapidamente a técnica estéril necessária para manter as culturas C. elegans . A esterilização de picaretas de platina usadas para transferir vermes de uma placa para outra é tradicionalmente feita segurando a picareta em uma chama de um queimador de Bunsen ou lanterna de etanol. No entanto, os queimadores de Bunsen requerem uma fonte de gás, e ambos os equipamentos representam o risco de incêndio acidental associado a uma chama aberta. Demonstrado aqui é uma técnica para esterilizar picaretas de vermes, espátulas e bisturis usando um micro-incinerador de loop bacteriológico infravermelho. Este equipamento requer apenas uma tomada elétrica e minimiza possíveis riscos de incêndio. Ao reduzir os riscos e os requisitos de gás, essa técnica é adequada para pesquisa e ensino em um ambiente de graduação.

Um simples experimento (seção 4) foi concebido para demonstrar as taxas relativas de contaminação usando um micro-incinerador versus uma chama (Figura 1, Tabela 2). Embora esses resultados representem taxas de contaminação entre os métodos, não seria necessário repetir este método para usar a técnica do micro-incinerador. O experimento foi realizado em triplicado. Controle negativo era água estéril sem bactérias. O controle positivo não utilizou nenhuma técnica de esterilização: a picareta foi mergulhada na cultura OP50 diluída e depois transferida diretamente para a água estéril. Todas as réplicas e condições foram executadas em paralelo no mesmo dia. Nas três placas de controle negativas, foram contadas colônias zero. Uma contagem média de 4,7 (± 0,3 SEM) foi obtida quando o queimador de Bunsen foi usado para esterilizar picaretas. Observou-se contagem média de 3,3 (±1,2 SEM) na condição de micro-incinerador. No entanto, obteve-se uma contagem média de 298,3 (±17,9 SEM) na condição positiva de controle. Um teste t de 2 caudas assumindo igual variância comparando o queimador de Bunsen com o micro-incinerador não produziu diferença estatisticamente significativa, p = 0,35. Assim, o micro-incinerador alcançou resultados de esterilidade igualmente eficazes para o queimador Bunsen.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63578/63578fig01.jpg"> Figura 1: A contagem bacteriana entre os métodos de esterilização. As picaretas foram mergulhadas na cultura OP50 1:100 em água estéril e depois esterilizadas usando um queimador de Bunsen ou micro-incinerador. As picaretas foram então mergulhadas em água estéril, banhadas emágar LB 22,23, e incubadas por 24 h à temperatura ambiente, e colônias foram contadas manualmente. O controle positivo não tinha esterilização, e o controle negativo usava água estéril sem bactérias. n = 3 réplicas por condição. Nota: o eixo y é quebrado para permitir a separação dos pontos de dados em partes relevantes do gráfico. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63578/63578fig01large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Método de esterilização</td>
			<td>Custar</td>
			<td>Requisitos de laboratório</td>
			<td colspan="2">Vantagens</td>
			<td colspan="3">Desvantagens</td>
		</tr>
<tr>
<td>Micro-incinerador</td>
			<td>$365-530</td>
			<td>Tomada de 120 V ou 230 V</td>
			<td colspan="2">• Portátil • Sem chama aberta ou elemento de aquecimento exposto • Usável em capô de fluxo laminar e armários de segurança biológica</td>
			<td colspan="3">• Tempo de aquecimento • Custo mais alto</td>
		</tr>
<tr>
<td>Bico de Bunsen</td>
			<td>$24-169</td>
			<td>Linha de Gás</td>
			<td colspan="2">• Configuração rápida • Baixo custo</td>
			<td colspan="3">• Chama Aberta • Não recomendado para uso em capô de fluxo laminar ou gabinete de segurança biológica</td>
		</tr>
<tr>
<td>Lâmpada de Etanol</td>
			<td>11 dólares</td>
			<td>Nenhum</td>
			<td colspan="2">• Configuração rápida • Baixo custo • Recarregável</td>
			<td colspan="3">• Chama Aberta • Risco de segurança ao reabastecendo • Não recomendado para uso em capô de fluxo laminar ou gabinete de segurança biológica • Não é permitido em determinadas instituições</td>
		</tr>
<tr>
<td>Isqueiro</td>
			<td>$5-8</td>
			<td>Nenhum</td>
			<td colspan="2">• Baixo custo • Acessível • Descartável • Recarregável</td>
			<td colspan="3">• Chama Aberta • Operado à mão • Não recomendado para uso em capô de fluxo laminar ou gabinete de segurança biológica</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabela 1: Comparação de métodos para esterilização de instrumentos. Quatro métodos de esterilização de instrumentos foram comparados com base em vantagens, desvantagens, custos e requisitos laboratoriais.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td rowspan="2">Replicar</td>
			<td colspan="4">Condição</td>
		</tr>
<tr>
<td>Micro-incinerador</td>
			<td>Bico de Bunsen</td>
			<td>Controle Negativo</td>
			<td>Controle de Positve</td>
		</tr>
<tr>
<td>1</td>
			<td>1</td>
			<td>5</td>
			<td>0</td>
			<td>278</td>
		</tr>
<tr>
<td>2</td>
			<td>4</td>
			<td>4</td>
			<td>0</td>
			<td>334</td>
		</tr>
<tr>
<td>3</td>
			<td>5</td>
			<td>5</td>
			<td>0</td>
			<td>283</td>
		</tr>
<tr>
<td>Significar</td>
			<td>3.3</td>
			<td>4.7</td>
			<td>0.0</td>
			<td>298.3</td>
		</tr>
<tr>
<td>SEM</td>
			<td>1.2</td>
			<td>0.3</td>
			<td>0.0</td>
			<td>17.9</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabela 2: Dados brutos de contagens bacterianas entre métodos de esterilização. As picaretas foram mergulhadas na cultura OP50 1:100 em água estéril e depois esterilizadas usando um queimador de Bunsen ou micro-incinerador. As picaretas foram então mergulhadas em água estéril, banhadas emágar LB 22,23, e incubadas por 24 h à temperatura ambiente, e colônias foram contadas manualmente. O controle positivo não tinha esterilização, e o controle negativo usava água estéril sem bactérias. n = 3 réplicas por condição. Média e SEM relatadas abaixo das contagens individuais.

Este artigo descreve um método para esterilizar picaretas, espátulas e bisturis usando um micro-incinerador no lugar de uma chama aberta.

Um método sem chamas para esterilizar C. elegans Picks, Espástulas e Bisturis

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