Name: Protocolo de transplante cardíaco heterotópico murino modificado que atende aos padrões contemporâneos de técnica asséptica, anestesia e analgesia (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-09-28T13:20:00.000+00:00
Duration: 12 min 40 s
Description: Aprenda o protocolo de transplante cardíaco heterotópico murino modificado com técnicas assépticas, anestesia e analgesia atualizadas. Este modelo reprodutível utiliza camundongos geneticamente modificados para estudar imunidade de transplante e rejeição.

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Os autores gostariam de agradecer os esforços soberbos da equipe de cuidados com animais da Universidade da Austrália Ocidental e do Harry Perkins Institute of Medical Research, cuja dedicação e experiência contribuíram para a viabilidade e o sucesso dessas cirurgias.

<ol><li>Mann, F. C., Priestley, J. T., Markowitz, J., Yater, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+the+intact+mammalian+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Transplantation of the intact mammalian heart.</a> Archives of Surgery. 26 (2), 219-224 (1933).</li>
<li>Neptune, W. B., Cookson, B. A., Bailey, C. P., Appler, R., Rajkowski, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complete+homologous+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22A.M.A.+Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Complete homologous heart transplantation.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 66 (2), 174-178 (1953).</li>
<li>Downie, H. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Homotransplantation+of+the+dog+heart%5BTitle%5D)+AND+%22A.M.A.+Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Homotransplantation of the dog heart.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 66 (5), 624-636 (1953).</li>
<li>Blanco, G., Adam, A., Rodriguezperez, D., Fernandez, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complete+homotransplantation+of+canine+heart+and+lungs%5BTitle%5D)+AND+%22A.M.A.+Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Complete homotransplantation of canine heart and lungs.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 76 (1), 20-23 (1958).</li>
<li>Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+heart+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">A technique for heart transplantation in the rat.</a> Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).</li>
<li>Ono, K., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+technique+of+heart+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Improved technique of heart transplantation in rats.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).</li>
<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D%2C+H-2K%2C+and+non-H-2+antigens+in+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).</li>
<li>Joffre, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevention+of+acute+and+chronic+allograft+rejection+with+CD4%2BCD25%2BFoxp3%2B+regulatory+T+lymphocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Prevention of acute and chronic allograft rejection with CD4+CD25+Foxp3+ regulatory T lymphocytes.</a> Nature Medicine. 14 (1), 88-92 (2008).</li>
<li>Gregori, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulatory+T+cells+induced+by+1+alpha%2C25-dihydroxyvitamin+D3+and+mycophenolate+mofetil+treatment+mediate+transplantation+tolerance%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Immunology%22%5BJournal%5D)">Regulatory T cells induced by 1 alpha,25-dihydroxyvitamin D3 and mycophenolate mofetil treatment mediate transplantation tolerance.</a> The Journal of Immunology. 167 (4), 1945-1953 (2001).</li>
<li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice%3A+Experience+of+3000+operations+by+one+surgeon%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Heart+and+Lung+Transplantation%22%5BJournal%5D)">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).</li>
<li>Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+vascularized+murine+cardiac+transplantation+to+study+graft+arteriopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy.</a> Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).</li>
<li>Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Techniques+in+aseptic+rodent+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Techniques in aseptic rodent surgery.</a> Current Protocols in Immunology. 82, 1-14 (2008).</li>
<li>Navarro, K. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+anesthesia%3A+The+art+and+science%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+Journal%22%5BJournal%5D)">Mouse anesthesia: The art and science.</a> ILAR Journal. , (2021).</li>
<li>Adams, S., Pacharinsak, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+anesthesia+and+analgesia%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Mouse+Biology%22%5BJournal%5D)">Mouse anesthesia and analgesia.</a> Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).</li>
<li>Australian code for the care and use of animals for scientific purposes. NHMRC. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes">https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes</a> (2013).</li>
<li>Prosser, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+changes+to+tissue-resident+immunity+after+MHC-matched+and+MHC-mismatched+solid+organ+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">Dynamic changes to tissue-resident immunity after MHC-matched and MHC-mismatched solid organ transplantation.</a> Cell Reports. 35 (7), 109141(2021).</li>
</ol>

Os autores não têm conflitos de interesse a declarar.

O modelo de transplante cardíaco ortotópico murino é um modelo pré-clínico robusto usado principalmente para investigar os efeitos da incompatibilidade MHC sobre o nível e a natureza da rejeição imunológica e, mais recentemente, o efeito do transplante na retenção da imunidade residente no tecido do enxerto16. Embora inicialmente seguindo de perto o protocolo de Corry et al.7 , refinamos o protocolo para incorporar padrões de melhores práticas de técnica asséptica, analgesi...

Devemos muito de nossa compreensão de imunologia e transplante à pesquisa baseada em modelos experimentais de transplante de órgãos sólidos usando cobaias animais. Desde a primeira descrição do transplante cardíaco vascularizado emmamíferos1, tais modelos têm contribuído para o conhecimento em amplos domínios, incluindo a aplicação terapêutica da hipotermia2, os benefícios do uso de suturas especializadas3 e técnicas para homotransplantes totais de pulmão e coração4. O desenvolvimento de modelos de transplante cardíaco emratos5,6 proporcionou maior escopo para experimentação imunológica devido à disponibilidade de diferentes linhagens. A gama substancialmente maior de linhagens de camundongos endogâmicas e mutantes disponíveis levou Corry et al.7 a desenvolver uma técnica de transplante cardíaco heterotópico murino devido às consideráveis vantagens que essa faixa traz para a pesquisa em transplantes. Esse modelo tem sido amplamente utilizado e tem contribuído para um maior entendimento da rejeição do enxerto8 e da terapêutica9. Desde sua primeira descrição, entretanto, a técnica permaneceu praticamente inalterada, além de alguns pequenos detalhes técnicos, como ajustes na posição dos sítios anastomóticos10,11.
Desde a integração da técnica de Corry et al.7 em nossos experimentos, identificamos áreas promissoras para o aprimoramento do protocolo, a saber, técnicas assépticas, anestesia e analgesia. Esperava-se que as melhorias nessas áreas oferecessem um impacto positivo nos resultados experimentais e melhorassem o bem-estar animal. Isso já foi demonstrado quando a técnica asséptica é utilizada em cirurgias de pequenos animais, pois auxilia na redução de infecções pós-operatórias12, o que não só impacta na morbidade e mortalidade, mas também pode comprometer experimentos desenhados para avaliar a resposta imune após a cirurgia de transplante. Do ponto de vista anestésico e analgésico, o uso de um regime refinado ajuda a reduzir o custo para os animais e equilibrar o argumento ético desse modelo cirúrgico, atenuando a dor e o sofrimento dos sujeitos experimentais. Além disso, a anestesia e a analgesia adequadas limitam a resposta ao estresse associada à dor, melhorando a qualidade da recuperação pós-operatória e, finalmente, aumentando a taxa de sucesso cirúrgico13.
Com o objetivo de melhorar o bem-estar animal e os resultados experimentais, um protocolo foi desenvolvido com ajustes para preencher essas lacunas. Este protocolo foi adaptado daquele originalmente descrito por Corry et al.7 com consulta de um anestesista veterinário e com a devida consideração tanto dos efeitos quanto da duração dos efeitos das intervenções farmacológicas utilizadas no regime anestésico e analgésico. A abordagem baseou-se nos princípios da anestesia balanceada e da analgesia multimodal para garantir cuidados perioperatórios adequados14. Além da aplicação da técnica asséptica, o opioide buprenorfina e o anestésico local bupivacaína foram administrados preventivamente. A anestesia geral foi realizada com o anestésico inalatório isoflurano.

<table><tbody><tr><td>Cânula de irrigação Rycroft 2030 30 G</td><td>McFarlane</td><td>56005HU</td><td></td></tr><tr><td>Seda cirúrgica trançada 7-0</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Grampo de buldogue curvado - 35 mm&nbsp;</td><td>Roboz</td><td>RS-7441-5</td><td></td></tr><tr><td>Bupivacaína 0,25%&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo porta-agulha trava curva -&nbsp; 145 mm</td><td>Haag-Streit</td><td>11.62.15</td><td></td></tr><tr><td>Solução de clorexidina a 5%</td><td>Ebos</td><td>JJ61371</td><td></td></tr><tr><td>Aplicador com ponta de algodão - 7,5 cm</td><td>Dove</td><td>SN109510</td><td></td></tr><tr><td>Solução de etanol a 70%</td><td>Ebos</td><td>WH130192EE</td><td></td></tr><tr><td>Gaze 5 x 5 cm branca</td><td>Aero</td><td>AGS50</td><td></td></tr><tr><td>Gelfoam 80 mm x 125 mm&nbsp;</td><td>Máquina de cortar cabelo Pfizer</td><td>7481D</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Wahl</td><td>9860L</td><td></td></tr><tr><td>Heparina 1.000 UI em 1 mL</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Iris SuperCut tesoura reta - 11,5 cm&nbsp; &nbsp;</td><td>Inka Cirúrgica</td><td>11550.11</td><td></td></tr><tr><td>Vaporizador de isoflurano</td><td>Darvall</td><td>9176</td><td></td></tr><tr><td>Micro bulldog clamp - 3,7 cm</td><td>Greman</td><td>14119-G</td><td></td></tr><tr><td>Micro tesoura curvada 105 mm&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fita cirúrgica de papel comum Micropore - 2,5 cm de largura</td><td>Ebos</td><td>7810L</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura microcirúrgica - ponta</td><td></td><td></td><td></td>curva</tr><tr><td>Sutura de polipropileno monofilamento - 5/0</td><td>Balança de precisão Surgipro</td><td>P-205-X</td><td></td></tr><tr><td>Myweigh i101 100 g x 0,005 g</td><td>Kit Myweigh00053</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Agulha - 30 G x 0,5 polegadas</td><td>BD</td><td>BD304000</td><td></td></tr><tr><td>Porta-agulhas 15 cm curvado "super fino"</td><td>Especialistas cirúrgicos</td><td>ST-B-15-8.2</td><td></td></tr><tr><td>Nylene 10/0 x 15 cm em 3,8 mm 3/8 círculo cone de corpo redondo (diâmetro 0,07 mm) CV300</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinça de sutura de corpo redondo curvada 0,3 mm 120 mm</td><td>B. Braun</td><td>FD281R</td><td></td></tr><tr><td>Pinça de sutura de corpo redondo reta 0,3 mm 120 mm</td><td>B. Braun</td><td>FD280R</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura de mola Vannas com cabo redondo-str/12.5 cm</td><td></td><td>15400-12</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura de mola-Lâminas Cvd Sm</td><td></td><td>15001-08</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura Stevens reta sem corte 110 mm</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr>Tabela <td></td><td></td><td>de apoio cirúrgico</td><td>Papelão laminado rígido. 15 x 15 cm</td></tr><tr><td>Campos</td><td></td><td></td> cirúrgicos <td>Cortado em dois tamanhos. 25 cm x 25 cm, e 25 cm x 40 cm&nbsp;</td></tr><tr><td>Microscópio</td><td></td><td></td><td></td>cirúrgico</tr><tr><td>Seringa - 1 mL</td><td>BD</td><td>592696</td><td></td></tr><tr><td>Seringa - 3 mL</td><td>Leica</td><td>M651</td><td></td></tr><tr><td>Pinça dentada</td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>University of Wisconsin Solution</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Almofada</td><td></td><td></td> de aquecimento <td>Almofada de aquecimento infravermelho distante 20 x 25 cm</td></tr><tr><td>Tesoura de mola Westcott</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Baioneta do aplicador de clipe Yasargil</td><td>Aesculap</td><td>FE582K</td><td></td></tr><tr><td>Yasargil clipe de titânio permanente 6,6 mm</td><td>Aesculap</td><td>A19FT222T</td><td></td></tr><tr><td>Uso do mouse</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tensão/SEXO/Peso</td><td>Doador<</td><td>strong>Recipent</td><td></td></tr><tr><td>BALB/c, fêmea, 19-23 g</td><td>7</td><td>21</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6, fêmea, 17-20 g</td><td>7</td><td></td><td></td></tr><tr><td>CD45.1 BALB/c, fêmea, 17-21 g</td><td>5</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

protocolo de transplante cardíaco heterotópico murino modificado que atende aos padrões contemporâneos de técnica asséptica, anestesia e analgesia

A Modified Murine Heterotopic Heart Transplant Protocol Matching Contemporary Standards of Aseptic Technique, Anesthesia, and Analgesia

O desenvolvimento de modelos experimentais de transplante cardíaco em animais tem contribuído para muitos avanços nos campos da imunologia e do transplante de órgãos sólidos. Embora o modelo de transplante cardíaco murino vascularizado heterotópico tenha sido inicialmente utilizado em estudos de rejeição de enxertos usando combinações de linhagens de camundongos incompatíveis, o acesso a cepas geneticamente modificadas e modalidades terapêuticas pode fornecer novos e poderosos insights pré-clínicos. Fundamentalmente, a metodologia cirúrgica dessa técnica não mudou desde o seu desenvolvimento, especialmente no que diz respeito a fatores importantes como técnica asséptica, anestesia e analgesia, que causam impactos materiais na morbimortalidade pós-cirúrgica. Além disso, espera-se que melhorias no manejo perioperatório proporcionem melhorias tanto no bem-estar animal quanto nos resultados experimentais. Este artigo relata um protocolo desenvolvido em colaboração com um especialista no assunto em anestesia veterinária e descreve a técnica cirúrgica com ênfase no manejo perioperatório. Além disso, discutimos as implicações desses refinamentos e fornecemos detalhes sobre a solução de problemas de etapas cirúrgicas críticas para esse procedimento.

Para determinar a eficácia da técnica cirúrgica em promover bons resultados de cicatrização de feridas e recuperação de camundongos, experimentos iniciais em laboratório determinaram as características de sobrevida de uma variedade de enxertos cardíacos de imunogenicidade variável ao receptor. Estes incluíram enxertos congênicos (n = 5) e singênicos (n = 5), que compartilham os mesmos marcadores do complexo principal de histocompatibilidade (MHC) do receptor, e enxertos de grande mismatch (n = 9), nos quais o enxerto e o...

O presente artigo descreve uma técnica modificada para transplante cardíaco vascularizado heterotópico com técnica asséptica atualizada, analgesia e anestesia.

Protocolo de transplante cardíaco heterotópico murino modificado que atende aos padrões contemporâneos de técnica asséptica, anestesia e analgesia

The development of experimental models of cardiac transplantation in animals has contributed to many advances in the fields of immunology and solid organ ...

Trata-se de um modelo econômico e reprodutível de transplante cardíaco. Ele pode ser usado tanto para melhorar as habilidades microcirúrgicas quanto para permitir o uso de linhagens de camundongos geneticamente modificados como doadores ou receptores. A técnica inclui amplamente todo o tratamento da dor e complexidade anestésica da cirurgia humana normal para limitar a morbidade após a cirurgia.Esse modelo é crítico para estudar a imunidade induzida cirurgicamente, o efeito do descompasso na rejeição do transplante e a longevidade do transplante. As abordagens cirúrgicas gerais deste modelo podem ser aplicadas de forma modificada a outros transplantes de órgãos sólidos de camundongos. A escala microscópica e as restrições de tempo associadas deixam uma pequena margem de erro.A chave para o sucesso é a prática regular com supervisão profissional, fornecendo feedback específico sobre as áreas de dificuldade. Quem demonstrará o procedimento será a Sra. Liu Liu, assistente de pesquisa do meu laboratório. Auxiliando os procedimentos cirúrgicos estarão o Dr. Wen Hua Huang, a Sra. Jas Kaur e a Sra. Xiao Zhang.Depois de anestesiar e remover o camundongo da câmara de indução, remova os pelos raspando bem o abdome ventral usando cortadores. No caso do doador, raspar a área que se estende da genitália até a margem superior do tórax ventral. Certifique-se de que a área raspada atinja lateralmente a linha axilar média.Monitore a temperatura inserindo uma sonda retal lubrificada limpa no reto do animal e, em seguida, prendendo-a à prancha cirúrgica usando fita adesiva de micropore. Avaliar a profundidade anestésica observando as respostas à estimulação da pata ou cauda a partir da pressão aplicada por pinça traumática, reflexo palpebral e tônus muscular. Medir a frequência respiratória observando o movimento da parede torácica enquanto observa o esforço respiratório para avaliar o volume corrente e, em seguida, calcular a frequência respiratória conforme descrito no manuscrito.Uma vez desinfetado o sítio cirúrgico com aplicadores estéreis com ponta de algodão, aplicar clorexidina em movimento circular do centro cirúrgico até as bordas três vezes, seguido de uma combinação de clorexidina e etanol no mesmo padrão. Prepare o campo cirúrgico colocando campos cirúrgicos estéreis em ambos os lados da placa cirúrgica como o local para colocar instrumentos estéreis. Depois de fazer uma pequena abertura oval no drape, coloque o drape fenestrado no local da incisão proposta.Após o preparo do animal, conforme demonstrado anteriormente, aplique lubrificante ocular. Usando uma seringa de insulina de calibre 29 ao longo do local planejado da incisão, injete subcutaneamente uma dose de bupivacaína com base no peso no abdome ventral e procure uma linha reta de sangramento visível que cubra a extensão da incisão planejada. Em seguida, utilizar lâmina cirúrgica estéril de bisturi para incisão ventral na linha média da pele sob aumento de oito vezes.Certifique-se de que a laparotomia se estenda do abdome inferior até o rebordo costal. E inserir um afastador para maximizar o campo cirúrgico. Umedeça o segmento de gaze estéril com solução de cloreto de sódio a 0,9% aquecida e posicione-o na face superior do sítio cirúrgico.Agora, use cotonetes estéreis umedecidos para eviscerar suavemente os intestinos. Posicione-os em cima dessa gaze e envolva a gaze ao redor do órgão. Usando uma combinação de aplicadores com ponta de algodão e pinça de sutura de corpo redondo, libere e mobilize a aorta abdominal e a veia cava inferior dos tecidos circundantes com uma técnica de dissecção romba.Certifique-se de que a área de depuração esteja entre o aspecto infrarrenal dos vasos e acima da bifurcação da aorta. Após a identificação dos vasos abdominais posteriores, puxe suavemente a aorta em direção para longe da coluna vertebral com pinças. Faça um canal em ambos os lados desses vasos cefalocraticamente, passando a pinça curva posterior aos vasos abdominais.Ligate cada vaso identificado e mobilizado na zona anastomótica planejada usando comprimentos de náilon 10-O amarrados com instrumentos nos nós do cirurgião com um lançamento adicional. Isole o local da anastomose da circulação instalando uma pinça cirúrgica na cabeça e nas extremidades do vaso abdominal. Certifique-se de que as pinças atravessam ambos os vasos em um grau suficiente para garantir a oclusão completa.Use pinça na mão não dominante para fixar a aorta. Realizar aortotomia com agulha calibre 30 na face anterior da aorta. Estender a aortotomia com tesoura microcirúrgica de ponta reta.Para a realização da adenotomia, utilizar pinça reta e aplicar suave tração anterior à veia cava inferior no ponto alinhado com o meio da aortotomia. Utilizar tesoura microcirúrgica curva com o lado côncavo voltado anteriormente para remover um segmento de veia cava inferior de comprimento igual ao da aortotomia. Lave o interior dos vasos abertos do sangue restante com solução de cloreto de sódio heparinizada.Coloque o coração doador no abdome e certifique-se de que a aorta ascendente esteja diretamente ao lado da aortotomia abdominal e o coração seja rotacionado, para que a artéria pulmonar possa ser puxada para a segunda anastomose. Com o uso de náilon 10-O, colocar um ponto de permanência entre a posição 12:00 da aortotomia e a extremidade correspondente da luz da aorta ascendente. Usando pinça de ponta reta em um porta-agulha microcirúrgico, amarre-a com três lances subsequentes do nó de um cirurgião e corte as extremidades para deixar aproximadamente dois milímetros de sutura.Colocar um segundo ponto de permanência entre a posição 6:00 da aortotomia e o aspecto correspondente da aorta ascendente. Como essa sutura também servirá como base para suturas subsequentes, deixe pelo menos 10 milímetros da cauda para a amarração final. Coloque uma sutura contínua contínua de náilon 10-O de forma ascendente para contrapor a borda anatômica direita da aortotomia e a borda livre correspondente da aorta ascendente.Execute este procedimento com cuidado e use aproximadamente quatro arremessos para esta linha. Passar a extremidade livre da sutura ao redor da sutura de permanência distal antes de colocar uma segunda sutura contínua e contínua descendo pelo lado esquerdo anatômico para afetar a aposição com a borda livre remanescente da aortotomia. Amarre a sutura à cauda usando um nó do cirurgião com dois arremessos adicionais.Coloque uma sutura de permanência entre a posição 12:00 da veia cava inferior, a venotomia e a extremidade correspondente da luz da artéria pulmonar. A partir desse ponto de ancoragem, colocar uma sutura contínua e contínua entre a borda anatômica esquerda da artéria pulmonar e a borda correspondente da venotomia. Passar a agulha através da posição 6:00 da venotomia e da extremidade correspondente da luz da artéria pulmonar.De forma ascendente, passar a agulha pela borda livre remanescente da artéria pulmonar e anatômica direita da venotomia. Use uma média de quatro arremessos para essa linha e, em seguida, desenhe as bordas livres finais da artéria pulmonar e da venotomia juntas. Amarre a extremidade livre da sutura à âncora e, usando um instrumento, amarre o nó do cirurgião com dois lances adicionais e corte o fio extra.Verifique se os vasos estão torcidos, o que interferiria no fluxo sanguíneo. Posicione a espuma de gel sobre a linha de sutura. Coloque dois pedaços de espuma de gel de aproximadamente dois milímetros ao redor deles e molde de modo que todas as linhas de sutura visíveis sejam cobertas.Solte as pinças vasculares começando com a pinça de coddle e, em seguida, a pinça cefálica. Como uma pequena quantidade de hemorragia é esperada, posicione preventivamente aplicadores com ponta de algodão sobre os locais da anastomose para fornecer pressão. Depois de corrigir os vazamentos visíveis, verifique se há pulsação no coração.Se estiver ausente, verifique se os vasos cardíacos estão torcendo, reposicione os intestinos sobre e ao redor do coração e umedeça a cavidade peritoneal com solução de cloreto de sódio aquecida se parecer seca. Utilizando a técnica contínua e ininterrupta, fechar a cavidade abdominal com monofilamento de prolene 6-O inabsorvível, suturando-se primeiro a camada muscular, seguida da pele. Uma vez retirado da prancha cirúrgica e fora do anestésico, administrar um mililitro de soro fisiológico aquecido por via subcutânea e colocá-lo em uma gaiola preparada com aquecimento para observação conforme protocolos de recuperação pós-operatória.Recuperação total e aceitação foram observadas no caso de transplantes cardíacos murinos heterotópicos singênicos e congênicos por 100 dias pós-operatórios. No entanto, a rejeição rápida foi observada logo sete dias após a cirurgia em caso de grandes transplantes cardíacos heterotópicos heterotópicos. Durante as anastomoses, você deve manter a consciência de onde sua sutura está dentro do campo cirúrgico.Não fazer isso pode levar a danos críticos nas estruturas ou emaranhamento da sutura. Essas técnicas microcirúrgicas de dissecção e anastomose são altamente aplicáveis a outros modelos cirúrgicos de pequenos mamíferos, incluindo o transplante renal heterotópico e o transplante ortotópico de fígado, permitindo aos pesquisadores estudar a rejeição do enxerto.

a-modified-murine-heterotopic-heart-transplant-protocol-matching

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Imunologia e Infecção

O rato modelo de transplante cardíaco heterotópico tem sido comprovada por muitos pesquisadores de ser um método importante para o estudo dos mecanismos de rejeição e de resposta imune. No entanto, as técnicas envolvidas são ainda um desafio. Ao modificar as técnicas padrão que temos tido sucesso com mais de 1.000 transplantes.

Transplante cardíaco heterotópico em ratos

O modelo de transplante de coração de murídeo cervical é bem adequado para imunológico, bem como estudos de lesão de reperfusão de isquemia. Nós modificamos o procedimento usando uma técnica cuff não sutura e realizou mais de 1.000 transplantes de sucesso com essa abordagem.  Aqui, nós fornecemos mais detalhes desta técnica para complementar o vídeo.

Murino Cervical Modelo de coração Transplante usando uma técnica Cuff Modificado

Uma técnica é demonstrada para o procedimento microcirúrgico para transplante heterotópico de corações em camundongos, incluindo métodos simplificados para coleta de doadores e anastomose de vasos receptores.

Um método modificado para heterotópico Rato coração transplante

O manuscrito descreve as etapas necessárias para realizar o transplante cardíaco heterotópico no mouse.

Técnica de transplante heterotópico Murino Coração

A técnica do manguito encurta e facilita o modelo de transplante cardíaco cervical heterotópico em camundongos, evitando anastomoses de sutura tecnicamente desafiadoras de pequenos vasos. Os detalhes técnicos mostrados neste vídeo devem permitir que as pesquisas estabeleçam esse modelo em seus laboratórios.

Heterotopic Cervical Transplante Cardíaco em Ratos

Descrevemos um modelo de transplante de coração abdominal heterotópico em ratos, implicando modificações nas estratégias atuais, que levam a uma abordagem cirúrgica simplificada. Além disso, descrevemos um novo modelo de rejeição pela injeção in-ear de células musculares cardíacas vitais, permitindo novas análises imunológicas de transplante em ratos.

Um modelo imunológico para transplante heterotópico de células cardíacas e cardíacas em ratos

Introduzimos uma abordagem interna do tubo da técnica de manguito para transplante de coração heterotópico cervical do rato para ajudar a everter o vaso sobre a braçadeira. Descobrimos que a cooperação entre dois cirurgiões experientes diminui significativamente o tempo de operação.

Otimização da Técnica de Manguito para Transplante de Coração de Murine

Apresentamos um protocolo para a utilização de um sistema de perfusão normal ex vivo sanguinous para a entrega de terapêutica a um aoentrato cardíaco inteiro em um modelo de transplante de coração heterotópico porcina.

Um Protocolo de Transplante de Coração Heterotópico Porcino para Entrega de Terapêutica a um Aoenxerto Cardíaco

No presente protocolo, um modelo de transplante cardíaco em camundongos é utilizado para investigar o mecanismo de rejeição do enxerto cardíaco. Neste modelo heterotópico de transplante cardíaco, a eficiência da operação é melhorada, e a sobrevida dos enxertos cardíacos é garantida por uma anastomose cervical término-terminal do implante cardíaco usando uma técnica de Cuff modificada.

Técnica de Cuff Modificada para Modelo de Transplante Cardíaco Heterotópico Cervical:

Modelos de transplante cardíaco de camundongos representam valiosas ferramentas de pesquisa para o estudo da imunologia do transplante. O presente protocolo detalha o transplante cardíaco cervical heterotópico de camundongos que envolve a colocação de manguitos na artéria carótida comum do receptor e no tronco da artéria pulmonar do doador para permitir o fluxo sanguíneo laminar.

Transplante cardíaco cervical heterotópico de camundongo utilizando manguitos vasculares

Este protocolo apresenta uma técnica simplificada de anastomose de sutura ponta a ponta para transplante cardíaco cervical murino, fornecendo um modelo robusto e reprodutível para o estudo da imunologia de transplantes.

Transplante cardíaco de camundongo heterópico cervical usando a técnica de anastomose ponta a lateral para estudar imunologia de transplante

Aprenda o protocolo de transplante cardíaco heterotópico murino modificado com técnicas assépticas, anestesia e analgesia atualizadas. Este modelo reprodutível utiliza camundongos geneticamente modificados para estudar imunidade de transplante e rejeição.

Protocolo de transplante cardíaco heterotópico murino modificado que atende aos padrões contemporâneos de técnica asséptica, anestesia e analgesia (Vídeo) | JoVE Journal

Protocolo de transplante cardíaco heterotópico murino modificado que atende aos padrões contemporâneos de técnica asséptica, anestesia e analgesia

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