Name: Implantes de Cabeça para Neuroimagem de Ratos Acordados e Fixados na Cabeça (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-09-07T13:40:00.000+00:00
Duration: 7 min 1 s
Description: Aprenda a realizar neuroimagem funcional em ratos acordados e fixados na cabeça usando implantes leves de CAD. Este método elimina variáveis confundidoras da anestesia e permite estudos crônicos de longo prazo.

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Agradecemos a Clara Jones, James Stirwalt, Linh Hoang, Young Joon Ha e Amirsoheil Zareh por sua ajuda durante o treinamento dos ratos e preparação dos slings. O financiamento foi fornecido pelo National Institutes of Health (NIH, Grant Number: NS119852) e Leducq Foundation (Grant Number:15CVD02).

Todos os procedimentos estavam em conformidade com as diretrizes do National Institute of Health e aprovados pelo Comitê de Cuidados e Uso de Animais da Universidade da Califórnia, Irvine. Sete ratos machos e uma fêmea (Sprague-Dawley, peso: 185-350 g) foram utilizados neste estudo. Após a conclusão do estudo, os ratos foram sacrificados usando overdose de dióxido de carbono.
1. Projeto de diferentes componentes
<ol><li>Projeto do implante de cabeça:<ol><li>Realizar o implante cefálico utilizando software CAD (Figura 1C) e projetá-lo para obter imagens da área posterior ao bregma e adjacente à linha média, centrada no córtex somatossensorial. Certifique-se de que o implante de cabeça cubra uma área de 0,9 mm a 1,9 mm no crânio longe da área de imagem.</li>
		<li>Use apenas três parafusos para ancorar o implante de cabeça no crânio do rato. Projete todos os orifícios do parafuso de modo que permaneçam no lado oposto da linha média no hemisfério contralateral do hemisfério imageado.</li>
		<li>Coloque uma barra, vazada por dentro, na parte superior do implante de cabeça para permitir que os fios fixem a tampa da cabeça ao implante de cabeça, como mostra a Figura 1D.</li>
	</ol></li>
	<li>Design da touca da cabeça:<ol><li>Certifique-se de que a calota cubra completamente a área de imagem e a proteja de qualquer tipo de trauma, como mostrado na Figura 1A, B. Adicione uma curvatura à touca para que ela se alinhe ao formato da cabeça sem causar dificuldade às atividades diárias do animal nas gaiolas enriquecidas padrão.</li>
		<li>Corte a parte interna da tampa da cabeça em uma forma retangular mais larga para que a parte superior do implante de cabeça possa se encaixar nela, como mostrado na Figura 1E. Perpendicularmente a esse retângulo, corte duas outras regiões retangulares para ancorar a calota craniana ao implante cefálico.</li>
		<li>Passar um fio através da barra oca superior do implante de cabeça para fixação da touca na cabeça do rato como mostrado na Figura 1E-G. Passe o segundo fio da mesma forma. OBS: Estes fios podem ser facilmente removidos utilizando alicates ou pinças. Os arquivos de impressão 3D são fornecidos (formato de arquivo: STL) como Arquivo Suplementar 1 e Arquivo Suplementar 2.</li>
	</ol></li>
	<li>Projeto da estrutura da cabeça:<ol><li>Projete a estrutura da cabeça de forma que uma parte cortada possa se mover através da barra superior do implante de cabeça e seja fixada usando uma braçadeira.</li>
		<li>Incline a outra parte do corte para fornecer força extra para manter a cabeça do rato fixa para tornar o lado contralateral completamente acessível para aquisição de imagens. Para fins deste estudo, corte a chapa de aço com snips de estanho para produzir a armação da cabeça (Figura 1H, I). NOTA: Esta parte também pode ser impressa em 3D.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Treinamento inicial de ratos
<ol><li>Permitir que os ratos se aclimatem ao ambiente do biotério em suas gaiolas por 2-3 dias.</li>
	<li>Comece a manusear o rato em uma sala tranquila. Abra a gaiola e peça ao experimentador que coloque a mão dentro da gaiola perto do rato por 15-20 minutos para deixar o rato se habituar.</li>
	<li>Uma vez que o rato mostre calma por não se assustar ou fugir das mãos do experimentador, pegue suavemente o rato para manuseio. Manuseie o rato por 30-45 min todos os dias antes do treino de tipoia.</li>
</ol>3. Treinamento de Sling
<ol><li>Treine os ratos por pelo menos 2-3 dias nas tipoias antes da implantação cirúrgica do implante de cabeça e da touca de cabeça.</li>
	<li>Organize a configuração da tipoia conforme mostrado na Figura 2A. Limpe a configuração da tipoia usando lenços umedecidos a etanol. NOTA: Todas as tipoias são costuradas à mão e feitas de um material de rede na parte inferior ou em ambos os lados, como mostrado na Figura 2A, B.</li>
	<li>Para o treinamento da tipoia, anestesiar os ratos utilizando isoflurano a 4% para indução e 1% para manutenção até que não haja reflexo de pinça da pata traseira.</li>
	<li>Sob anestesia com isoflurano, colocar os ratos sobre uma folha plástica flexível medindo 20 cm x 8 cm (comprimento x largura), onde 10 cm x 8 cm da folha plástica é totalmente coberta com a parte mais macia da Velcro. NOTA: Anestesiar os ratos para treinamento de tipoia é uma etapa opcional, usada principalmente para reduzir o estresse e a ansiedade.</li>
	<li>Nos primeiros 2 dias do treinamento, coloque o rato aconchegante em uma meia de bebê (tamanho 0-3 meses) com a cabeça para fora através de um pequeno orifício incisado no final da meia.</li>
	<li>Enrole um pequeno pedaço de absorvente ao redor da parte inferior do corpo para manter o rato seco e coletar excrementos.</li>
	<li>Embrulhe o rato em um pano de algodão respirável (tamanho: 25 cm x 25 cm). Coloque o rato em uma folha de plástico que tenha Velcro tiras coladas nele.</li>
	<li>Fixe ainda mais o rato à folha de plástico usando tiras de Velcro de 0,5 cm de largura a uma distância de 3-6 mm uma da outra.</li>
	<li>Segure o rato na tipoia. Remova a anestesia gasosa. Permita que o rato se recupere da anestesia com gás na tipoia.</li>
	<li>Quando o rato começar a bater, ofereça algumas gotas de solução de sacarose a 10% como recompensa a cada 10-15 min.</li>
	<li>Apresente aleatoriamente ao rato os estímulos sensoriais que serão utilizados durante a aquisição de imagens (aqui estimulação com bigode, a cada 15-25 min) para acostumá-lo aos estímulos sensoriais. Estimule manualmente os bigodes em intervalos aleatórios.</li>
	<li>Treine o rato na tipoia por 1 h no dia 1, 2 h no dia 2 e 3 h no dia 3, como mostrado na Figura 2C.</li>
</ol>4. Preparo pré-cirúrgico
<ol><li>Imprima o implante de cabeça e a tampa da cabeça usando a impressora 3D (Figura 1).</li>
	<li>Esterilizar todos os instrumentos cirúrgicos e cabeçotes (implantes e tampas) imergindo o equipamento no germicida Metricide28 por 10 horas. Enxágue bem as ferramentas com água estéril pouco antes da cirurgia.</li>
	<li>Expor o rato a 4% de isoflurano e, em seguida, manter a 1%-2% de isoflurano até que não haja reflexo de pinça da pata traseira. Essa cirurgia pode ser realizada sob vários tipos de anestesia, como isoflurano, pentobarbital sódico e quetamina-xilazina.</li>
	<li>Injetar atropina (0,05 mg/kg) por via intramuscular para reduzir as secreções mucosas para ajudar na respiração.</li>
	<li>Faça a barba da cabeça do rato 5 mm centrada em torno da linha média usando um aparador de cabelo começando entre os olhos até a parte de trás das orelhas.</li>
	<li>Monitore a saturação parcial de oxigênio e a frequência cardíaca através de um oxímetro de pulso e sonda do monitor de frequência cardíaca fixada na pata traseira do rato.</li>
	<li>Limpe a cabeça do rato e a área circundante três vezes com rodadas alternadas de betadina e lenços com álcool a 70%.</li>
	<li>Fixe o rato em um sistema estereotáxico.</li>
	<li>Inserir uma sonda retal lubrificada com vaselina para medir a temperatura corporal do rato e mantê-la através do sistema de feedback da manta de aquecimento para evitar hipotermia após a administração do anestésico.</li>
	<li>Administrar anestésico local cloridrato de lidocaína na concentração de 20 mg/ml, 0,07 mg/kg +/-0,2 de peso corporal por via subcutânea no sítio cirúrgico.</li>
	<li>Aplique pomada oftálmica em ambos os olhos para evitar o ressecamento.</li>
	<li>Administrar anestésico local a 2% por via subcutânea sobre o sítio cirúrgico.</li>
	<li>Injetar 3 mL de solução de ringer com lactato à temperatura ambiente por via subcutânea para evitar a desidratação e fornecer nutrição durante a cirurgia.</li>
</ol>5. Cirurgia
<ol><li>Remova a parte da pele sobre o sítio cirúrgico (4 mm de diâmetro centrado em torno da linha média e centro da cabeça) usando tesoura cirúrgica afiada. Dissecar e remover parte da pele (~2 mm de diâmetro, sobre o córtex somatossensorial esquerdo) entre a orelha e o olho na parte temporal da cabeça.</li>
	<li>Remover, usando um bisturi, o tecido subjacente da pele (pericrânio) para expor o crânio. Limpe o crânio com gaze de algodão esterilizada.</li>
	<li>Retrair/ressecção do músculo temporal para expor o tamanho desejado para a área de imagem [7,5 mm por 7,5 mm para este estudo].</li>
	<li>Expor o crânio no hemisfério contralateral para o implante de cabeça. Coloque o implante de cabeça no crânio para verificar a localização dos parafusos de ancoragem para o implante, como mostra a Figura 2D-F.</li>
	<li>Marque o crânio para furar os parafusos usando tinta indiana com broca 1. Faça os furos da broca para os parafusos usando broca dental broca 3. Rosqueie o implante de cabeça no lugar.</li>
	<li>Secar o crânio com gaze estéril. Aplique uma fina camada de adesivo de tecido ao redor e abaixo do implante de cabeça para colá-lo ao crânio. Aplique uma camada de cimento dental para apoiar ainda mais o implante da cabeça no lugar e deixe o cimento secar por 2-3 min. OBS: O uso de adesivo tecidual em adição ao cimento dental garante uma forte fixação8.</li>
	<li>Usando broca odontológica broca 3, fina uma área de 7,5 mm x 7,5 mm no lado esquerdo do crânio logo posterior ao bregma e lateral à linha média. Afinar o crânio até ~50 μm como mostrado na Figura 3A.</li>
	<li>Aplique pomada antibiótica tópica sobre o local cirúrgico e, em seguida, cubra-o com uma fina camada de borracha de silicone para proteger o crânio afinado, como mostrado na Figura 3B. Cobrir o sítio cirúrgico com a touca cefálica, conforme demonstrado na Figura 3C. Fixe-o no lugar com os dois pequenos pedaços de fios que atravessam o implante da cabeça e a tampa da cabeça, como mostrado na Figura 3D, E. Aplique borracha de silicone para cobrir a cabeça e o crânio para estabilizar a cabeça ainda mais na cabeça do rato, como mostrado na Figura 3F. NOTA: A borracha de silicone fornece proteção adicional ao crânio afinado.</li>
	<li>Injetar flunixina meglumina (2,5 mg/kg) no rato por via subcutânea para controlar a dor e a inflamação. Para prevenir a infecção, injetar o antibiótico Enrosite enrofloxacina (22,7mg/ml, 10mg/kg +/-.01), por via intraperitoneal.</li>
	<li>Mova o rato para a câmara de recuperação para ajudar a manter sua temperatura corporal com uma manta de aquecimento e uma lâmpada de calor. Monitorar o rato continuamente até que ele recupere a consciência e possa manter a decúbito esternal.</li>
	<li>Devolva o rato à sua gaiola separada assim que se recuperar totalmente.</li>
	<li>Nos próximos 3 dias, administrar flunixina e buprenorfina para aliviar a inflamação e dor e enrosita para prevenir a infecção duas vezes ao dia.</li>
</ol>6. Imagem acordada
<ol><li>Anestesiar o rato com isoflurano a 4% para indução e 1% para manutenção quando não houver reflexo de pinça da pata traseira. Injetar acepromazina (0,3-0,5 mg/kg) por via subcutânea. NOTA: Esta concentração de acepromazina está abaixo dos níveis de sedação suaves e só ajuda a manter os ratos calmos durante todo o processo de imagem.</li>
	<li>Usando tiras de Velcro personalizadas, fixe o rato na folha plástica usada durante os procedimentos de treinamento. Envolva a parte inferior do corpo usando uma almofada de absorção e coloque o rato confortavelmente na tipoia.</li>
	<li>Remova a borracha de silicone. Remova a tampa da cabeça removendo os fios de fixação. Fixe a estrutura da cabeça no implante de cabeça como mostrado na Figura 2G.</li>
	<li>Trave a moldura da cabeça em grampos como mostrado na Figura 2H, I.</li>
	<li>Remova a anestesia com gás. Lave a área de imagem com soro fisiológico 3x e limpe com gaze molhada. Seque a área de imagem e faça um poço, usando vaselina, ao redor da área de imagem. Preencher o poço com soro fisiológico esterilizado e cobrir com uma lâmina de vidro (Figura 2E).</li>
	<li>Referem-se aos procedimentos de aquisição de imagem óptica de sinal intrínseco, ao protocolo de estimulação com whisker, análise e apresentação dos dados, que foram discutidos em detalhes anteriormente 6,7.</li>
	<li>Durante todo o experimento, monitore os ratos em busca de sinais de agitação e inquietação, que podem ser ainda mais reduzidos cobrindo os olhos dos ratos com um pano macio ou gaze (opcional).</li>
</ol>

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</ol>

Os autores não têm conflitos de interesse a declarar.

O uso de imagens de ratos acordados e com a cabeça fixa oferece muitas vantagens em termos de facilidade e personalização. As tipoias personalizadas permitem que os ratos sejam envolvidos através de material de rede respirável, eliminando a necessidade de envolver os animais em câmaras de retenção plásticas fechadas por longos períodos de tempo10,11. Os ratos são mantidos calmos e livres de estresse durante as longas durações de sucessivas sessões de imagem usand...

A maioria das investigações básicas, pré-clínicas e translacionais de neuroimagem científica é adquirida de animais anestesiados 1,2. Os anestésicos facilitam a experimentação, mas influenciam continuamente o metabolismo do cérebro e do corpo, a pressão arterial e a frequência cardíaca3. O tipo de anestésico, a duração e a via de administração adicionam variáveis de confusão à interpretação dos dados que podem contribuir para a reprodutibilidade e falhas translacionais4. Um grande gargalo dos estudos de neuroimagem em ratos acordados e fixados na cabeça é a necessidade de manter o rato estacionário e calmo durante todo o processo de preparação e aquisição de dados. Pequenos movimentos produzem artefatos de movimento injustificados, o que pode afetar negativamente a análise e a interpretação dos dados.
Um novo modelo de neuroimagem de ratos acordados e fixados na cabeça usando tipoias personalizadas, implantes de cabeça impressos em tridimensional (3D), toucas de cabeça e uma estrutura de cabeça foi desenvolvido que oferece várias vantagens para fácil experimentação. O implante de cabeça 3D é leve e cobre uma pequena porção do crânio necessária para a transfixação. Os implantes e tampas de cabeça impressos em 3D são projetados usando software CAD (computer-aided design). Os protocolos de estimulação com whisker, aquisição de dados, análise de dados e resultados de ratos anestesiados foram descritos em detalhes em trabalhos anteriores 5,6,7.

<table><tbody><tr><td>Ratos</td><td>Charles River</td><td>Sprague Dawley</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Pivetal</td><td>21295098</td><td>Anestésico geral</td></tr><tr><td>Lidocaína HCl 2% injeção</td><td>Phoenix</td><td>L-2000-04</td><td>Anestésico local</td></tr><tr><td>Injeção de sulfato de atropina</td><td>Vedco</td><td>5098907512</td><td>Ajuda na respiração</td></tr><tr><td>Solução injetável de Lactato</td><td>Ringer Vedco</td><td></td><td></td>50989088317</tr><tr><td>Injeção de flunixina</td><td>Vedco</td><td>6064408670</td><td>Controle da dor</td></tr><tr><td>Injeção de enroseta (Enrofloxacina 2,27%)</td><td>VetOne</td><td>501084</td><td>Evitar infecção</td></tr><tr><td>Injeção de PromAce (maleato de acepromazina)</td><td>Beohringer Ingelheim</td><td>136059</td><td></td></tr><tr><td>Pomada Animax</td><td>Dechra Produtos Veterinários</td><td>122-75</td><td>ingredientes ativos de nistatina 1000 unidades por grama, sulfato de neomicina 2,5 mg por grama, tiostreptônio 2500 unidades por grama e acetonido de triancinolona 1 mg por grama</td></tr><tr><td>Pomada oftálmica Puralube</td><td>Dechra Veterinary Products</td><td>211-38</td><td></td></tr><tr><td>Almofadas de preparação de PVP com iodo-povidona</td><td>Medline</td><td>MDS093917</td><td>Betadine genérico</td></tr><tr><td>Cotonetes de álcool isopropílico</td><td>Tecido BD</td><td>326895</td><td></td></tr><tr><td>Vetbond adesivo</td><td>3M</td><td>1469SB</td><td></td></tr><tr><td>Broca (broca), carboneto cirúrgico padrão</td><td>SS Branco Burs</td><td>14829</td><td>#3 bur</td></tr><tr><td>Parafusos, 00-90 x 1/8 cabeça chata aço inoxidável</td><td>J.I. Morris</td><td>F0090CE125</td><td>Parafusos de ancoragem</td></tr><tr><td>Sistema estereotáxico</td><td>Kopf Instruments</td><td>1430</td><td></td></tr><tr><td>Manta de aquecimento homeotérmica</td><td>Harvard Apparatus</td><td>50-7220-F</td><td></td></tr><tr><td>Oxímetro de pulso e monitor de frequência cardíaca</td><td>Kent Scientific</td><td>MouseStat Jr.</td><td></td></tr><tr><td>Vaselina</td><td>Fisher Scientific</td><td>P66-1LB</td> <td>Petrolatum</td></tr><tr><td>Fio genérico, cobre nu</td><td>Fisher Scientific</td><td>15-545-2C</td><td>20</td></tr><tr><td>gauge Teets Cold Cure powder</td><td>Pearson Dental</td><td>C73-0054&nbsp;</td><td>ingrediente ativo: Metacrilato de metila</td></tr><tr><td>Teets Cold Cure líquido</td><td>Pearson Dental</td><td>C73-0078&nbsp;</td><td>ingrediente ativo: Metacrilato de metila</td></tr><tr><td>Borracha para molde de silicone</td><td>Smooth-On</td><td>Body Double Fast</td><td>polímero de silício</td></tr><tr><td>Metricide 28 (Germicida)</td><td>Metrex</td><td>Oct-05</td><td></td></tr><tr><td>Tinta da Índia, preto</td><td>Pelikan</td><td>301051</td><td></td></tr><tr><td>Broca dentária</td><td>NSK Dental</td><td>Ultimate XL-F</td><td></td></tr><tr><td>Impressora 3D</td><td>Prusa Research</td><td>i3 MK3S+</td><td></td></tr><tr><td>Costurar fixadores</td><td>Velcro</td><td>90030</td><td></td></tr><tr><td>Tela utilitária de triagem para animais de estimação</td><td>Joann</td><td>10173334</td><td>Material de rede</td></tr><tr><td>Broca (broca), carboneto cirúrgico padrão</td><td>SS White Burs</td><td>14829</td><td>#1 bur</td></tr></tbody></table>

implantes de cabeça para neuroimagem de ratos acordados e fixados na cabeça

Head Implants for the Neuroimaging of Awake, Head-Fixed Rats

Os anestésicos, comumente usados em pesquisas pré-clínicas e científicas fundamentais, têm uma influência depressiva nas funções metabólicas, neuronais e vasculares do cérebro e podem influenciar negativamente os resultados neurofisiológicos. O uso de animais acordados para estudos de pesquisa é vantajoso, mas representa o grande desafio de manter os animais calmos e estacionários para minimizar artefatos de movimento ao longo da aquisição de dados. Imagens acordadas em roedores de tamanho menor (por exemplo, camundongos) são muito comuns, mas permanecem escassas em ratos, pois os ratos são maiores, mais fortes e têm uma maior tendência a se opor às restrições de movimento e fixação da cabeça durante as longas durações necessárias para a aquisição de imagens. Um novo modelo de neuroimagem de ratos acordados e fixados na cabeça usando tipoias personalizadas costuradas à mão, implantes de cabeça impressos em 3D, toucas de cabeça e uma estrutura de cabeça é descrito. Os resultados obtidos após uma única tentativa de estimulação com bigode único sugerem um aumento na intensidade da resposta funcional evocada. A aquisição da resposta funcional evocada de ratos acordados com a cabeça fixada é mais rápida do que a de ratos anestesiados, confiável, reprodutível e pode ser usada para estudos longitudinais repetidos.

Os sinais representativos de imagem óptica de um único ensaio de um rato anestesiado e a resposta somada (de 40 tentativas coletadas) de um rato acordado são mostrados (Figura 4). A intensidade de sinal para estimulação com um único bigode de um rato acordado pode ser visualizada em um limiar mais alto do que para o rato anestesiado, mostrando um sinal mais forte do animal acordado. Os bigodes C2 de ratos são estimulados a 5 Hz por 1 s, e a resposta funcional é apresentada como uma mudança f...

Um novo procedimento detalhado para imagens funcionais de ratos acordados com a cabeça fixada é descrito.

Implantes de Cabeça para Neuroimagem de Ratos Acordados e Fixados na Cabeça

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular ...

A maioria dos trabalhos básicos e translacionais vem de animais anestesiados. Os anestésicos podem adicionar variáveis de confusão à análise e interpretação dos dados. Este trabalho permite que imagens acordadas em ratos contornem esse problema.Este design é bastante simples. Todo o conjunto é leve, para não prejudicar a vida normal do animal. Isso significa que ele também pode ser usado para imagens crônicas de longo prazo.Quem ajudará a demonstrar esse procedimento será o Dr. Mehwish Bhatti, pós-doutor sênior do nosso laboratório. Comece fazendo o implante de cabeça usando um software CAD para obter imagens da área posterior ao bregma e adjacente à linha média centrada no córtex somatossensorial. Certifique-se de que o implante de cabeça cubra uma área de 0,9 a 1,9 milímetros no crânio longe da área de imagem.Use apenas três parafusos para ancorar o implante de cabeça no crânio do rato. Projete todos os orifícios do parafuso no lado oposto da linha média na parte contralateral do hemisfério da imagem. Para permitir que os fios fixem a tampa da cabeça ao implante de cabeça, coloque uma barra oca na parte superior do implante de cabeça.Em seguida, projete a tampa, garantindo que ela cubra totalmente a área de imagem e a proteja de qualquer trauma. Adicione uma curvatura à touca para que ela se alinhe ao formato da cabeça sem causar dificuldade às atividades diárias do animal nas gaiolas enriquecidas padrão. Corte o lado interno da tampa da cabeça em uma forma retangular mais larga para que a parte superior do implante de cabeça possa se encaixar nela.Perpendicularmente a esse retângulo, corte duas outras regiões retangulares para ancorar a calota craniana ao implante cefálico. Para fixar a tampa da cabeça na cabeça do rato, passe os fios através da barra oca superior do implante de cabeça. Projete a estrutura da cabeça de modo que uma parte cortada possa se mover através da barra superior do implante de cabeça e seja fixada usando uma braçadeira.Para tornar o lado contralateral acessível para aquisição de imagens, incline a outra parte do corte para fornecer força extra para manter a cabeça do rato fixa. Imprima o implante de cabeça e a tampa da cabeça usando a impressora 3D. Medir o peso do animal para calcular a quantidade de anestésico a ser administrado.Anestesiar o animal injetando pentobarbital sódico por via intraperitoneal. Várias alternativas anestésicas podem ser utilizadas nessa cirurgia, como isoflurano, cetamina ou xilazina. Injete atropina por via intramuscular para reduzir as secreções de muco durante a respiração.Usando um aparador de cabelo, raspe a cabeça do rato começando entre os olhos até a parte de trás das orelhas cinco milímetros centrados em torno da linha média. Em seguida, monitore a saturação parcial de oxigênio e a frequência cardíaca usando um oxímetro de pulso e uma sonda do monitor de frequência cardíaca fixada na pata traseira do rato. Limpe a cabeça do rato e a área circundante três vezes com Betadine e lenços umedecidos com álcool a 70% alternativamente.Fixe o rato em um sistema estereotáxico. Em seguida, insira uma sonda retal lubrificada com vaselina para medir a temperatura corporal do rato e mantê-la através do sistema de feedback da manta térmica para evitar hipotermia após a administração do anestésico. Aplique pomada oftálmica em ambos os olhos para evitar o ressecamento.Administrar anestésico local a 2% por via subcutânea sobre o sítio cirúrgico e três milímetros de solução de Ringer com lactato em temperatura ambiente por via subcutânea para evitar desidratação e fornecer nutrição durante a cirurgia. Usando tesouras cirúrgicas afiadas, remova a parte da pele sobre o local cirúrgico. Dissecção e remover parte da pele entre a orelha e o olho na parte temporal da cabeça.Usando um bisturi, remova o tecido cutâneo subjacente para expor o crânio. Em seguida, limpe o crânio com gaze de algodão esterilizada. Cortar o músculo temporal e expor a área do crânio no hemisfério contralateral para o implante cefálico.Coloque o implante de cabeça no crânio para verificar a localização dos parafusos de ancoragem para o implante. Agora marque o crânio usando tinta da Índia para perfurar os parafusos com a broca um. Faça os furos da rebarba para os parafusos usando broca dental broca três e rosqueie o implante de cabeça no lugar.Seque o crânio usando gaze estéril e aplique uma fina camada de adesivo de tecido ao redor e abaixo do implante da cabeça para colá-lo ao crânio. Use cimento dental para apoiar o implante da cabeça no lugar e deixe o cimento secar por dois a três minutos. Além disso, use broca dentária broca três para diminuir a espessura de uma área de 7,5 milímetros por 7,5 milímetros no lado esquerdo do crânio logo posterior ao bregma e lateral à linha média para 50 micrômetros.Aplique pomada antibiótica tópica sobre o local cirúrgico e, em seguida, cubra-o com uma fina camada de borracha de silicone para proteger o crânio fino. Em seguida, cubra o local cirúrgico usando a touca e fixe-a no lugar com os dois pequenos pedaços de fios que atravessam o implante da cabeça e a touca. Aplique borracha de silicone para cobrir a cabeça e o crânio para estabilizar ainda mais a cabeça do rato.Administrar buprenorfina e antibióticos por via intraperitoneal para controlar a dor e inflamação e prevenir a infecção, respectivamente. Os sinais de imagem óptica da resposta somada de um rato acordado e uma única tentativa de um rato anestesiado são mostrados. A resposta funcional do rato com cabeça fixa acordado é 140 vezes mais forte do que a do rato anestesiado.Tenha cuidado para não adicionar muito cimento sobre a placa principal. Pode impedir que a tampa seja fixada corretamente. Este método pode ser amplamente aplicado para neuroimagem de crânio fino fixo da cabeça do acordado.Com craniotomias, pode ser estendido a outros protocolos de neuroimagem, incluindo ultrassom funcional, imagem de cálcio e imagem de fluorescência. A imagem em vigília permitirá um novo corpo de trabalho sem as variáveis de confusão introduzidas com os anestésicos.

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

O vídeo demonstra um procedimento para implantar uma unidade de eletrodo multicanal bidirecional sem fio em um cérebro de rato para gravar e estimular redes neurais multicanal.

Implantando um sistema de microeletrodo bidirecional sem fio em um cérebro de rato

Este vídeo demonstra o método de implantação de um sistema de eletrodos na cabeça em um rato anestesiado para detecção de convulsões em tempo real. O procedimento inclui a colocação de eletrodos de estimulação e gravação, prendendo-os com cimento dental e conectando-os a um amplificador montado na cabeça.

Implantando um sistema de eletrodo na cabeça em um modelo de rato para detecção de convulsões em tempo real

Este protocolo descreve um método padrão para simultânea ressonância magnética funcional e estimulação cerebral profunda no roedor. O uso combinado dessas ferramentas experimentais permite a exploração de actividade a jusante global em resposta à estimulação elétrica em praticamente qualquer alvo cérebro.

Estimulação Cerebral Profunda com fMRI simultâneo em Roedores

Este protocolo descreve o projeto e a implantação cirúrgica de um mecanismo de restrição da cabeça para monitorar a atividade neuronal em estruturas cerebrais subcorticais em ratos alertas.  Ele delineia procedimentos para isolar neurônios individuais na configuração justacelular e identificar com eficiência suas localizações anatômicas.

Monitoramento Juxtacellular e Localização de solteiro Neurônios dentro Estruturas Cerebrais Sub-corticais de alerta, conteve-Cabeça Rats

Mostramos procedimentos de implantação e de gravação cirúrgicos para medir sinais eletrofisiológicos visuais do olho (eletrorretinograma) eo cérebro (potencial evocado visual) em ratos conscientes, que é mais análogo à condição humana, onde as gravações são realizadas sem confunde anestesia.

Implantação e Gravação do Wireless Eletrorretinograma e Visual Potencial Evocado em ratos conscientes

Uma rede sem fio, sistema bidirecional para multi-canal neurais gravações e estimulação em livremente se comportando ratos é introduzido. O sistema é leve e compacto, tendo assim um impacto mínimo sobre o repertório comportamental de animal´s. Além disso, este sistema bidirecional fornece uma ferramenta sofisticada para avaliar relações causais entre os padrões de ativação do cérebro e comportamento.

Uma rede sem fio, Interface bidirecional para gravação na Vivo e estimulação da atividade Neural em livremente, comportando-se ratos

Descrevemos um método experimental pré-clínico para avaliar a neuromodulação metabólica induzida por estimulação cerebral profunda aguda com FDG-PET in vivo. Este manuscrito inclui todas as etapas experimentais, desde a cirurgia estereotáxica até a aplicação do tratamento de estimulação e a aquisição, processamento e análise de imagens PET.

In vivo Tomografia por emissão de pósitrons para revelar padrões de atividade induzidos pela estimulação cerebral profunda em ratos

Aqui, apresentamos um implante exclusivo e imprimível em 3D para ratos, denominado TD Drive, capaz de gravações bilaterais simétricas de eletrodos de fio, atualmente em até dez áreas cerebrais distribuídas simultaneamente.

O TD Drive: um implante paramétrico de código aberto para registros eletrofisiológicos de várias áreas em ratos que se comportam e dormem

Aqui, apresentamos um sistema de implante de sonda leve e econômico para eletrofisiologia crônica em roedores otimizado para facilidade de uso, recuperação de sonda, versatilidade experimental e compatibilidade com o comportamento.

O implante DREAM: um sistema de implante leve, modular e econômico para eletrofisiologia crônica em camundongos com cabeça fixa e comportamento livre

Este protocolo apresenta uma caixa comportamental baseada em microcontrolador para avaliar a inibição pré-pulso (PPI) coletando dados de aceleração de um sensor abaixo da caixa. Esses dados avaliam déficits sensoriais em ratos socialmente isolados, com um método adicional para sincronizar dados com a atividade neuronal para avançar em estudos de neurofisiologia sobre distúrbios comportamentais.

Desenvolvendo uma caixa comportamental para avaliar a inibição pré-pulso e a atividade neural em modelos animais psiquiátricos

Aprenda a realizar neuroimagem funcional em ratos acordados e fixados na cabeça usando implantes leves de CAD. Este método elimina variáveis confundidoras da anestesia e permite estudos crônicos de longo prazo.

Implantes de Cabeça para Neuroimagem de Ratos Acordados e Fixados na Cabeça

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