Name: Otimização dos Parâmetros de Classificação por Citometria de Fluxo para Isolamento de Alto Rendimento e Purificação de Pequenas Vesículas Extracelulares (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-01-20T14:50:00.000+00:00
Duration: 10 min 16 s
Description: Aprenda a otimizar parâmetros de citometria de fluxo para isolar e purificar pequenas vesículas extracelulares com alto rendimento. Este método permite obter populações representativas de vesículas de 50 a 200 nanômetros.

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Este trabalho foi apoiado pelo Fundo de Pesquisa Científica da Universidade de Medicina Chinesa de Zhejiang (2020ZG29), pelo Projeto de Pesquisa de Bem-Estar Público Básico da Província de Zhejiang (LGF19H150006, LTGY23B070001), pelo Projeto do Departamento de Educação da Província de Zhejiang (Y202147028) e pelo Projeto de Tecnologia Experimental do Departamento de Laboratório da Universidade de Zhejiang (SJS201712, SYB202130).

1. Cultura celular
<ol><li>Preparar um meio de cultura de Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) suplementado com 10% de soro fetal bovino (SFB). Cultura de célula humana de câncer de pâncreas, PANC-1, em frasco de 75cm2 a uma densidade de 1 x 106 células/mL. Incubar a cultura a 37 °C com 5% de CO2.</li>
	<li>Subcultivar as células quando a densidade celular atingir 75%-80% sob observação microscópica. Retire o meio e lave 2x com 3-5 mL de solução salina tampão fosfato (PBS; 0,01 M, pH 7,2-7,4).</li>
	<li>Descarte a solução, adicione 1-2 mL de solução de tripsina-EDTA e deixe as células se destacarem até ficarem arredondadas e suspensas no meio ao microscópio. Adicionar meio fresco, aspirar e dispersar em frascos de cultura de 75 cm2 com 15 mL de meio de cultura. Use uma proporção de subcultivo de 1:2 a 1:4 (recomendado). OBS: Todas as operações são realizadas em gabinete de biossegurança para evitar contaminação celular.</li>
</ol>2. Coleção de meios de cultura
<ol><li>Incubar as células durante 48 h a 37 °C com 5% de CO2. Coletar sobrenadante celular (90 mL) em dois tubos de centrífuga de 50 mL e centrifugar a 300 x g por 10 min a 4 °C.</li>
	<li>Transferir o sobrenadante para novos tubos estéreis e centrifugar sucessivamente a 2.000 x g por 20 min, 10.000 x g por 30 min e 12.000 x g por 70 min a 4 °C.</li>
	<li>Retire o sobrenadante e lave o pellet com 10 mL de PBS pipetando suavemente. Centrifugar a 12.000 x g por 70 min a 4 °C novamente e ressuspender o pellet em 10 mL de tampão PBS para obter uma mistura de EVs.</li>
	<li>Realizar análise de rastreamento de nanopartículas (NTA) para quantificar e dimensionar a mistura de EV. Realizar a análise da NTA de acordo com o manual de referência de operação do instrumento e referência21.</li>
</ol>3. Classificação de células
<ol><li>Execute o procedimento de inicialização padrão do classificador de células de fluxo. Ligue a máquina pressionando o botão Iniciar . Clique no botão Laser Power no painel de controle do laser. Pressione o botão Change Tanks no submenu do amostrador inteligente para pressurizar os fluidics. NOTA: Certifique-se de que o tanque de resíduos está vazio e o tanque de bainha está cheio antes de iniciar.</li>
	<li>Use um bico de jato de ar de 50 μm limpo ultrassonicamente e instale-o no conjunto do bico. Ajuste a pressão para 80 psi para o fluido da bainha e 80,3 psi para o fluxo da amostra no console de pressão.</li>
	<li>Pressione o botão Start Sheath Flow para iniciar o fluxo da bainha. Clique no botão Bolha no submenu do amostrador inteligente para desborbulhar automaticamente por 10 minutos e, em seguida, desativá-lo. NOTA: Para a classificação de células, diferentes tamanhos de bicos de pulverização de ar requerem diferentes pressões de fluido de bainha para manter a estabilidade do fluxo de líquido. Neste método, um bocal de 50 μm foi usado, e apenas uma pressão do fluido da bainha maior ou igual a 80 psi poderia gerar fluxos laterais estáveis. A diferença de pressão entre o fluxo da amostra e o fluido da bainha determina a velocidade de carregamento da triagem. Sob a condição de ajuste do método (a diferença de pressão entre o fluxo da amostra e o fluido da bainha é de 0,3-0,6 psi), o fluxo de líquido foi relativamente estável, e a velocidade de carregamento permitiu que a eficiência de classificação aumentasse de 50% para 80% para diferença de pressão menor que 0,3-0,6 psi.</li>
	<li>Alinhe o fluxo e determine o ponto do laser. Ligue a luz da câmara de iluminação para visualizar o fluxo sobre os orifícios. Ajuste os micrômetros para cima e para baixo, esquerda e direita e frente e verso para centralizar o fluxo no orifício e focalizar o fluxo.</li>
	<li>Selecione a guia Laser e Interceptação de fluxo . Pressione o botão Seta Verde continuamente conforme solicitado para concluir o processo de calibração da interceptação a laser e do alinhamento do bico.</li>
	<li>Acesse a tela de alinhamento a laser fino. Selecione o canal 640-722/44 (H) como o parâmetro do eixo X e o canal 405-448/59 (H) como o parâmetro do eixo Y. Pressione o Seletor de parâmetros de gatilho e escolha o parâmetro SSC do laser de 488 nm. Abra todas as persianas a laser. NOTA: Os parâmetros dos eixos X e Y escolhidos dependem da configuração a laser do sistema. Outros parâmetros são permitidos se o sistema não tiver um laser de 640 nm ou 405 nm. Para obter melhores resultados, selecione lasers com a maior separação espacial na tira pinhole (não incluindo o laser de 355 nm).</li>
	<li>Diluir as partículas fluorescentes arco-íris adicionando uma gota em 1 mL de água bidestilada para uma concentração final de 1 x 106 esferas por mL. Abra a porta da câmara de amostra e carregue um tubo com as partículas fluorescentes do arco-íris preparadas.</li>
	<li>Pressione o botão Start Sample (Iniciar exemplo ). Ajuste os micrômetros para cima e para baixo para otimizar a intensidade da fluorescência, tornando cada sinal o mais intenso possível. Pressione o botão Start Quality Control (QC) no painel de controle da tela sensível ao toque para executar o QC automaticamente.</li>
	<li>Execute o atraso de queda. Acesse a tela de configuração de classificação e selecione o botão de atraso de queda. Pressione o botão IntelliSort Initialization (Inicialização do IntelliSort ). O instrumento ajusta automaticamente a frequência e a amplitude de oscilação da gota para obter o atraso de queda de 25 ± 5 e ser capaz de visualizar o ponto de ruptura da queda claramente. Pressione o botão Manter .</li>
	<li>Selecione tubo como o tipo de saída de classificação. Coloque um suporte de tubo de 15 mL na câmara de classificação. Ligue a tensão da placa e ajuste a tensão da placa para aproximadamente 4000 V.</li>
	<li>Ative o padrão de teste selecionando o botão Configuração de fluxo . Ajuste o controle deslizante da fase de carga e o controle deslizante de deflexão para garantir que a imagem do fluxo esteja alinhada com o tubo de coleta. Selecione o botão Marca de seleção .</li>
	<li>Faça login na estação de trabalho do Summit no computador. Crie um novo protocolo no menu principal Arquivo. Crie um gráfico de pontos selecionando a guia Histograma no painel de controle do software Summit.</li>
	<li>Clique com o botão direito do mouse nos eixos do novo gráfico de pontos no espaço de trabalho e escolha FSC como o parâmetro do eixo X e SSC como o parâmetro do eixo Y. Apresentar o FSC e o SSC de forma logarítmica.</li>
	<li>Selecione a guia Aquisição e localize o painel de parâmetros de aquisição. Habilite todos os sinais no submenu de parâmetros de ativação. Escolha FSC como o parâmetro de gatilho e defina o limite de 0,01. Ajuste a tensão e o ganho de FSC e SSC em 250 e 0,6 para garantir que os eventos dentro do gráfico FSC vs. SSC e as populações sejam separados. NOTA: A definição de limiar é equivalente à definição do tamanho da partícula que pode ser detectada por citometria de fluxo. Quanto maior for o limiar, maiores serão as partículas detectadas, e as pequenas partículas serão cortadas pelo limiar e não poderão ser detectadas. Neste método, o limiar é definido como 0,01, para que todas as partículas maiores que o ruído eletrônico possam ser detectadas.</li>
</ol>4. Isolamento de sEV
<ol><li>Diluir as microesferas de poliestireno fluorescente para suspensões de 100 nm, 200 nm e 300 nm. Adicionar 1 μL de microesferas a 1 mL de água bidestilada.</li>
	<li>Carregue a suspensão da microesfera sucessivamente. Selecione Iniciar no menu de aquisição do software de cúpula e registre 20.000 eventos. Observação : o número de eventos é opcional. Nada menos que 5.000 eventos são recomendados para atingir a significância estatística.</li>
	<li>Clique com o botão direito do mouse no gráfico de pontos FSC vs. SSC para criar retângulos e arraste para redimensionar e reposicionar as regiões de ruído eletrônico e população de microesferas de 100 nm. Clique com o botão direito do mouse nas regiões para renomeá-las como R7 e R4, respectivamente. Repita os passos acima para enquadrar as microesferas de 200 nm e 300 nm com retângulos sucessivamente e renomeá-las como R5 e R6, respectivamente.</li>
	<li>Finalmente, determinar a região de classificação de 50-200 nm com base no ruído eletrônico e na posição das partículas de 200 nm definidas como R8. NOTA: O limite inferior de detecção de 50 nm é colocado logo acima do ruído eletrônico do classificador de células de fluxo. A região entre o ruído e a população da microesfera de 200 nm pode, portanto, ser definida entre 50-200 nm.</li>
	<li>Edite as decisões de classificação no painel de lógica de classificação e estatísticas. Clique duas vezes no campo em branco do fluxo esquerdo (L1). Selecione a região chamada R8 para criar a lógica de classificação. Escolha o modo de pureza Abortar e selecione um envelope de gota de 1 gota para o fluxo L1.</li>
	<li>Carregar 500 μL de amostra da mistura de EVs da etapa 2.3. Pressione o botão Iniciar no menu de aquisição no Summit para adquirir dados e pressione Iniciar no menu de classificação para coletar sEV de 50-200 nm em um tubo centrífugo de 15 mL. NOTA: Um ambiente estéril é necessário para minimizar a contaminação durante qualquer procedimento.</li>
	<li>Observar a presença de sEV por microscopia eletrônica de transmissão (MET) e verificar o tamanho de partícula de sEV utilizando NTA. Realizar análise de western blot (WB) para confirmar ainda mais a expressão dos marcadores CD9, CD63 e CD8118.</li>
</ol>

<ol><li>Raposo, G., Stoorvogel, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+vesicles%3A+exosomes%2C+microvesicles%2C+and+friends%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Extracellular vesicles: exosomes, microvesicles, and friends.</a> Journal of Cell Biology. 200 (4), 373-383 (2013).</li>
<li>Meldolesi, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exosomes+and+ectosomes+in+intercellular+communication%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Exosomes and ectosomes in intercellular communication.</a> Current Biology. 28 (8), 435-444 (2018).</li>
<li>Andaloussi, S. E. L., Mäger, I., Breakefield, X. O., Wood, M. J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+vesicles%3A+biology+and+emerging+therapeutic+opportunities%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews%3A+Drug+Discovery%22%5BJournal%5D)">Extracellular vesicles: biology and emerging therapeutic opportunities.</a> Nature Reviews: Drug Discovery. 12 (5), 347-357 (2013).</li>
<li>Smith, Z. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+exosome+study+reveals+subpopulations+distributed+among+cell+lines+with+variability+related+to+membrane+content%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Extracellular+Vesicles%22%5BJournal%5D)">Single exosome study reveals subpopulations distributed among cell lines with variability related to membrane content.</a> Journal of Extracellular Vesicles. 4, 28533(2015).</li>
<li>Kalluri, R., LeBleu, V. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+biology%2C+function%2C+and+biomedical+applications+of+exosomes%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">The biology, function, and biomedical applications of exosomes.</a> Science. 367 (6478), (2020).</li>
<li>Doyle, L. M., Wang, M. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overview+of+extracellular+vesicles%2C+their+origin%2C+composition%2C+purpose%2C+and+methods+for+exosome+isolation+and+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Cells%22%5BJournal%5D)">Overview of extracellular vesicles, their origin, composition, purpose, and methods for exosome isolation and analysis.</a> Cells. 8 (7), 727(2019).</li>
<li>Cvjetkovic, A., Lötvall, J., Lässer, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+rotor+type+and+centrifugation+time+on+the+yield+and+purity+of+extracellular+vesicles%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Extracellular+Vesicles%22%5BJournal%5D)">The influence of rotor type and centrifugation time on the yield and purity of extracellular vesicles.</a> Journal of Extracellular Vesicles. 3, 23111(2014).</li>
<li>Zeringer, E., Barta, T., Li, M., Vlassov, A. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strategies+for+isolation+of+exosomes%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Protocols%22%5BJournal%5D)">Strategies for isolation of exosomes.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 2015 (4), 319-323 (2015).</li>
<li>Muller, L., Hong, C. S., Stolz, D. B., Watkins, S. C., Whiteside, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+biologically-active+exosomes+from+human+plasma%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Immunological+Methods%22%5BJournal%5D)">Isolation of biologically-active exosomes from human plasma.</a> Journal of Immunological Methods. 411, 55-65 (2014).</li>
<li>Taylor, D. D., Shah, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+of+isolating+extracellular+vesicles+impact+down-stream+analyses+of+their+cargoes%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Methods of isolating extracellular vesicles impact down-stream analyses of their cargoes.</a> Methods. 87, 3-10 (2015).</li>
<li>Coughlan, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exosome+isolation+by+ultracentrifugation+and+precipitation+and+techniques+for+downstream+analyses%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Exosome isolation by ultracentrifugation and precipitation and techniques for downstream analyses.</a> Current Protocols in Cell Biology. 88 (1), 110(2020).</li>
<li>Yang, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((and+perspective+on+exosome+isolation+-+efforts+for+efficient+exosome-based+theranostics%5BTitle%5D)+AND+%22Theranostics%22%5BJournal%5D)">and perspective on exosome isolation - efforts for efficient exosome-based theranostics.</a> Theranostics. 10 (8), 3684-3707 (2020).</li>
<li>Shao, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chip-based+analysis+of+exosomal+mRNA+mediating+drug+resistance+in+glioblastoma%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Chip-based analysis of exosomal mRNA mediating drug resistance in glioblastoma.</a> Nature Communications. 6, 6999(2015).</li>
<li>Zarovni, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integrated+isolation+and+quantitative+analysis+of+exosome+shuttled+proteins+and+nucleic+acids+using+immunocapture+approaches%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Integrated isolation and quantitative analysis of exosome shuttled proteins and nucleic acids using immunocapture approaches.</a> Methods. 87, 46-58 (2015).</li>
<li>Sidhom, K., Obi, P. O., Saleem, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Review+of+exosomal+isolation+methods%3A+is+size+exclusion+chromatography+the+best+option%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Molecular+Sciences%22%5BJournal%5D)">Review of exosomal isolation methods: is size exclusion chromatography the best option.</a> International Journal of Molecular Sciences. 21 (18), 6466(2020).</li>
<li>Konoshenko, M. Y., Lekchnov, E. A., Vlassov, A. V., Laktionov, P. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+extracellular+vesicles%3A+general+methodologies+and+latest+trends%5BTitle%5D)+AND+%22BioMed+Research+International%22%5BJournal%5D)">Isolation of extracellular vesicles: general methodologies and latest trends.</a> BioMed Research International. 2018, 8545347(2018).</li>
<li>McKinnon, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flow+cytometry%3A+an+overview%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Flow cytometry: an overview.</a> Current Protocols in Immunology. 120, 1-11 (2018).</li>
<li>Theodoraki, M. N., Hong, C. S., Donnenberg, V. S., Donnenberg, A. D., Whiteside, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+exosome+proteins+by+on-bead+flow+cytometry%5BTitle%5D)+AND+%22Cytometry+A%22%5BJournal%5D)">Evaluation of exosome proteins by on-bead flow cytometry.</a> Cytometry A. 99 (4), 372-381 (2021).</li>
<li>Nolan, J. P., Duggan, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+individual+extracellular+vesicles+by+flow+cytometry%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Analysis of individual extracellular vesicles by flow cytometry.</a> Methods in Molecular Biology. 1678, 79-92 (2018).</li>
<li>Nolan, J. P., Jones, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+platelet+vesicles+by+flow+cytometry%5BTitle%5D)+AND+%22Platelets%22%5BJournal%5D)">Detection of platelet vesicles by flow cytometry.</a> Platelets. 28 (3), 256-262 (2017).</li>
<li>Dragovic, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sizing+and+phenotyping+of+cellular+vesicles+using+Nanoparticle+Tracking+Analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nanomedicine%22%5BJournal%5D)">Sizing and phenotyping of cellular vesicles using Nanoparticle Tracking Analysis.</a> Nanomedicine. 7 (6), 780-788 (2011).</li>
<li>Ramirez, M. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Technical+challenges+of+working+with+extracellular+vesicles%5BTitle%5D)+AND+%22Nanoscale%22%5BJournal%5D)">Technical challenges of working with extracellular vesicles.</a> Nanoscale. 10 (3), 881-906 (2018).</li>
<li>Song, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+strategy+for+jet-in-air+cell+sorting+with+high+purity%2C+yield%2C+viability%2C+and+genome+stability%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+Open+Bio%22%5BJournal%5D)">Improved strategy for jet-in-air cell sorting with high purity, yield, viability, and genome stability.</a> FEBS Open Bio. 11 (9), 2453-2467 (2021).</li>
<li>Zucker, R. M., Elstein, K. H., Gershey, E. L., Massaro, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increasing+sensitivity+of+the+Ortho+analytical+cytofluorograph+by+modifying+the+fluid+system%5BTitle%5D)+AND+%22Cytometry%22%5BJournal%5D)">Increasing sensitivity of the Ortho analytical cytofluorograph by modifying the fluid system.</a> Cytometry. 11 (7), 848-851 (1990).</li>
</ol>

Os autores declaram não haver conflitos de interesse.

Este protocolo descreve um método otimizado para isolar e purificar sEV com o tamanho de partícula especificado de 50-200 nm usando um classificador de células de fluxo, que foi validado por NTA. O método resolveu o problema do gargalo de obtenção de sEV com granulometria uniforme e alta pureza, evitando a interferência de moléculas biológicas não relacionadas envoltas em EVs de grande porte22. Análises rápidas e de alto rendimento são possíveis com a citometria de fluxo, que pode capturar 100.000...

Uma célula libera vesículas extracelulares (EVs) de tamanhos variados que resultam em moléculas sinalizadoras e inclusões de membrana, que são importantes para a comunicação intercelular1. EVs de diferentes tamanhos também desempenham diferentes papéis biológicos, com 50-200 nm sEV sendo capaz de distribuir precisamente RNA, DNA e proteínas para o local extracelular correto. A EV também ajuda a determinar seus mecanismos de secreção, envolvendo não apenas a regulação de processos fisiológicos normais, como vigilância imunológica, manutenção de células-tronco, coagulação sanguínea e reparo tecidual, mas também a patologia subjacente a várias doenças, como progressão tumoral e metástase2,3. O isolamento e a análise eficazes de sEV são críticos para identificar biomarcadores e projetar futuras intervenções medicamentosas.
Com pesquisas contínuas sobre a aplicação clínica de sEV, os métodos de isolamento de sEV apresentaram requisitos mais elevados. Devido à heterogeneidade dos EVs em tamanho, fonte e conteúdo, bem como sua semelhança com outros EVs em propriedades físico-químicas e bioquímicas, não existe um método padrão para o isolamento de EVs 4,5. Atualmente, ultracentrifugação, cromatografia de exclusão de tamanho (SEC), precipitação de polímero e captura de imunoafinidade são os métodos mais comuns de isolamento de sEV6. A ultracentrifugação ainda é o padrão ouro para o isolamento de sEV em pesquisas, apesar de ser demorada, resultando em baixa pureza com uma ampla distribuição de tamanho de 40-500 nm e danos mecânicos significativos ao sEV após centrifugação de longa duração 7,8,9. A precipitação polimérica, que geralmente utiliza polietilenoglicol (PEG), sofre de pureza inaceitável para posterior análise funcional com precipitação concomitante de agregados proteicos extracelulares e contaminação do polímero10,11. Métodos baseados em captura de imunoafinidade requerem anticorpos de alto custo com especificidade variável, além de apresentarem problemas com baixo volume de processamento e rendimento12,13,14. O tamanho das partículas é um dos principais indicadores para avaliar a pureza do sEV isolado. Embora a pureza do sEV continue sendo uma meta inatingível, o SEC remove uma quantidade considerável de componentes médios, e as partículas de sEV extraídas pelo método SEC estão principalmente na faixa de 50-200 nm15. As técnicas existentes apresentam algumas desvantagens, incluindo, mas não se limitando a, serem demoradas, de baixa pureza, baixo rendimento, baixa reprodutibilidade, baixo rendimento das amostras e dano potencial de sEV, o que a torna incompatível com o uso clínico16. Assim, um método de isolamento de sEV rápido, barato e com tamanho especificado aplicável a diversos biofluidos é uma necessidade essencial em várias situações clínicas e de pesquisa.
Na citometria de fluxo, partículas isoladas são analisadas de forma multiparamétrica de alto rendimento e os subconjuntos são separados17. Devido à heterogeneidade dos EVs, seria ideal uma medida por citometria de fluxo de partícula única, que tem sido utilizada para investigar EVs seguindo os paradigmas da análise celular, sendo utilizados marcadores de dispersão de luz e fluorescência para identificar características relacionadas à fisiologia e componentes proteicos18,19,20. No entanto, a citometria de fluxo convencional é desafiada pelo pequeno tamanho do sEV e baixa abundância de biomarcadores de superfície. A sensibilidade da citometria de fluxo pode ser melhorada otimizando-se os parâmetros de detecção para distinguir ruído de fundo e sEV, independentemente do uso do parâmetro de dispersão direta (FSC), dispersão lateral (SSC) ou limiar de fluorescência19.
Com o presente protocolo, os ajustes de classificação por citometria de fluxo de alta resolução foram otimizados usando esferas fluorescentes como padrão. Ao selecionar o tamanho adequado do bico, a pressão do fluido da bainha, o parâmetro de disparo do limiar e as tensões que controlam as intensidades de luz espalhada, conseguimos isolar um subconjunto específico de sEV de uma mistura complexa.

<table><tbody><tr><td>Tubo de centrífuga</td><td>Beckman Coulter</td><td>344058</td><td></td></tr><tr><td>Frascos de cultura</td><td>Corning&nbsp;</td><td></td><td></td>430641</tr><tr><td>Dulbecco' s modified eagle medium</td><td>Corning Cellgro</td><td>10-013-CV</td><td></td></tr><tr><td>Soro bovino fetal</td><td>SUER</td><td>SUER050QY</td><td></td></tr><tr><td>Classificador de células Flow</td><td>Beckman Coulter</td><td>Moflo Astrios EQ</td><td></td></tr><tr><td>Célula de câncer pancreático humano, PANC-1</td><td>NA</td><td>NA AS</td><td>células PANC-1 foram doadas pelo Professor Weijun Yang, Faculdade de Ciências da Vida, Universidade de Zhejiang</td></tr><tr><td>Tamanho de partícula a laser e potencial zeta analisador&nbsp;</td><td>Malvern</td><td>Zetasizer Nano ZS 90</td><td></td></tr><tr><td>Tampão fosfato salino Gibco</td><td></td><td>C20012500BT</td><td></td></tr><tr><td>Microesferas fluorescentes de poliestireno Microscopia</td> eletrônica de transmissão <td>Beckman Coulter</td><td>6602336</td><td></td></tr><tr><td></td><td>JEOL</td><td>JEM-1200EX</td><td></td></tr><tr><td>Solução de tripsina-EDTA</td><td>Gibco</td><td>1713949</td><td></td></tr><tr><td>Ultra partículas fluorescentes arco-íris</td><td>Beckman Coulter</td><td>B28479</td><td></td></tr><tr><td>Ultracentrífuga</td><td>Beckman Coulter</td><td>Optima-L80XP</td><td></td></tr><tr><td>Rotor de ultracentrífuga</td><td>Beckman Coulter</td><td>SW32TI</td><td></td></tr></tbody></table>

otimização dos parâmetros de classificação por citometria de fluxo para isolamento de alto rendimento e purificação de pequenas vesículas extracelulares

Optimization of Flow Cytometric Sorting Parameters for High-Throughput Isolation and Purification of Small Extracellular Vesicles

Pequenas vesículas extracelulares (sEV) podem ser liberadas de todos os tipos celulares e transportar proteínas, DNA e RNA. As moléculas sinalizadoras servem como indicadores do estado fisiológico e patológico de uma célula. No entanto, não há um método padrão para o isolamento de sEV, o que impede a identificação de biomarcadores a jusante e estudos de intervenção medicamentosa. Neste artigo, fornecemos um protocolo detalhado para o isolamento e purificação de sEV de 50-200 nm por um classificador de células de fluxo. Para isso, um bocal de 50 μm e uma pressão de fluido de bainha de 80 psi foram selecionados para obter uma boa taxa de classificação e fluxo lateral estável. Microesferas de poliestireno de tamanho padrão foram usadas para localizar populações de partículas de 100, 200 e 300 nm. Com a otimização adicional do limiar de disparo de tensão, ganho e dispersão direta (FSC), o sinal sEV pode ser separado do ruído de fundo. Essas otimizações fornecem um painel de configurações de classificação crítica que permite obter uma população representativa de sEV usando FSC vs. dispersão lateral (SSC) somente. O método de isolamento baseado em citometria de fluxo não só permite a análise de alto rendimento, mas também permite a classificação síncrona ou análise de proteoma de sEV com base na expressão de biomarcadores, abrindo inúmeras aplicações de pesquisa a jusante.

O fluxograma do protocolo experimental é mostrado na Figura 1. Neste método, microesferas de poliestireno de tamanho padrão foram usadas como padrões de referência para distribuição de tamanho de partículas. Sob a condição de parâmetro instrumental específico, o sinal de partícula pode ser claramente distinguido do ruído de fundo no gráfico FSC vs. SSC usando a forma logarítmica. As estratégias de gating são mostradas na Figura 2. R4, R5 e R6 referem-se às posiç...

Este protocolo fornece um método de isolamento rápido e específico para pequenas vesículas extracelulares, otimizando o tamanho do bico de pulverização de ar, a pressão do fluido da bainha, a pressão do fluxo da amostra, a tensão, o ganho e os parâmetros do limiar de disparo.

Otimização dos Parâmetros de Classificação por Citometria de Fluxo para Isolamento de Alto Rendimento e Purificação de Pequenas Vesículas Extracelulares

Small extracellular vesicles (sEV) can be released from all cell types and carry protein, DNA, and RNA. Signaling molecules serve as indicators of the ...

Este protocolo fornece um método de solução rápida e de tamanho específico para pequenas vesículas extracelulares, otimizando os parâmetros de classificação por citometria de fluxo. Essas otimizações fornecem um painel de configurações de classificação crítica que permite obter populações representativas de pequenas vesículas extracelulares usando apenas dispersão direta versus dispersão de tamanho. Comece executando o procedimento de inicialização padrão do classificador de células de fluxo.Ligue a máquina pressionando o botão de inicialização e clique no botão liga/desliga do laser no painel de controle do laser. Pressione o botão de troca de tanques no submenu Smart Sampler para pressurizar os fluidos. Use um jato e um bico de ar de 50 micrômetros limpos ultrassonicamente e instale-o até o conjunto do bico.Ajuste a pressão para 80 SI para o fluido da bainha e 80,3 SI para o fluxo da amostra no console de pressão. Pressione o botão de fluxo da bainha inicial para iniciar o fluxo da bainha. Clique no botão de bolha no submenu Smart Sampler para desborbulhar automaticamente por 10 minutos e, em seguida, desativá-lo.Para alinhar o fluxo e determinar o ponto laser, ligue a luz da câmara de iluminação para visualizar o fluxo sobre os orifícios. Ajuste os micrômetros para cima e para baixo, esquerdo e direito, e dianteiro e traseiro para centralizar o fluxo no orifício e focalizar o fluxo. Abra todos os obturadores a laser, selecione a guia de interceptação de laser e fluxo e, em seguida, pressione o botão de seta verde continuamente conforme solicitado para concluir o processo de calibração de interceptação a laser e alinhamento do bico.Acesse a tela de alinhamento a laser fino. Selecione o laser de 640 nanômetros e o canal passa-banda 772 bar 44 como parâmetro do eixo x e o laser de 405 nanômetros e o canal passa-banda de 448 bar 59 como parâmetro do eixo y. Pressione o seletor de parâmetros de gatilho e escolha o parâmetro de dispersão direta do laser de 488 nanômetros.Em seguida, dilua as partículas fluorescentes do arco-íris adicionando uma gota em um mililitro de água destilada dupla para uma concentração final de uma vez 10 até o sexto grânulo por mililitro. Abra a porta da câmara de amostra e carregue um tubo de partículas fluorescentes do arco-íris preparadas. Pressione o botão de início da amostra e ajuste os micrômetros para cima e para baixo para otimizar a intensidade da fluorescência, tornando cada sinal o mais intenso possível.Pressione o botão Start Quality Control ou QC no painel de controle touchscreen para executar o QC automaticamente. Em seguida, pressione o botão de inicialização IntelliSort. O instrumento ajusta automaticamente a frequência e a amplitude de oscilação da gota para obter o atraso da queda de aproximadamente 25 e ser capaz de visualizar o ponto de ruptura da queda claramente.Em seguida, pressione o botão drop delay e o botão manter. Selecione tubo como o tipo de saída de classificação. Coloque um suporte de tubo de 15 mililitros na câmara de classificação.Ligue a tensão da placa e ajuste a tensão da placa para aproximadamente 4.000 volts. Em seguida, ative o padrão de teste selecionando o botão de configuração de fluxo. Ajuste o controle deslizante da fase de carga e o controle deslizante de deflexão para garantir que a imagem do fluxo esteja alinhada com o tubo de coleta.Em seguida, selecione o botão de marca de seleção. Faça login na estação de trabalho do Summit no computador. Crie um novo protocolo no menu principal do arquivo.Em seguida, crie um gráfico de pontos selecionando a guia histograma no painel de controle do Summit Software. Escolha a dispersão para frente como o parâmetro do eixo x e a dispersão lateral como o parâmetro do eixo y. Em seguida, clique com o botão direito do mouse no eixo do novo gráfico de pontos na área de trabalho e apresente a dispersão direta e lateral na forma logarítmica.Selecione a guia de aquisição e localize o painel de parâmetros de aquisição. Habilite todos os sinais no submenu de parâmetros de ativação. Escolha a dispersão direta como o parâmetro de gatilho e defina o limite de 0,01.Ajuste a tensão e o ganho de dispersão direta e dispersão lateral em 250 e 0,6 para garantir que os eventos dentro do gráfico de dispersão direta versus dispersão lateral e as populações sejam separados. Diluir as microesferas de poliestireno fluorescente em suspensões de 100, 200 e 300 nanômetros adicionando um microlitro de microesferas a um mililitro de água destilada dupla. Em seguida, carregue a suspensão da microesfera sucessivamente.Selecione Iniciar no menu de aquisição do Summit Software para gravar 20.000 eventos e clique em Parar após gravar os eventos. Clique com o botão direito do mouse no gráfico de pontos de dispersão frontal versus dispersão lateral para criar retângulos e arraste para redimensionar. Reposicione as regiões de ruído eletrônico e população de microesferas de 100 nanômetros clicando com o botão direito do mouse nas regiões para renomeá-las como R7 e R4, respectivamente.Repita os passos para enquadrar as microesferas de 200 e 300 nanômetros com retângulos sucessivamente e renomeie-as como R5 e R6, respectivamente. Finalmente, determine a região de classificação de 50 a 200 nanômetros com base no ruído eletrônico e na posição das partículas de 200 nanômetros para defini-la como R8. Edite as decisões de classificação no painel de lógica de classificação e estatísticas clicando duas vezes no campo em branco do fluxo esquerdo ou L1 e selecionando a região chamada R8 para criar a lógica de classificação. Escolha o modo de interrupção de pureza e selecione um envelope de gota acima de uma gota para o fluxo L1.Carregar amostra de 500 microlitros de vesículas extracelulares previamente preparadas ou mistura de EVs. Pressione o botão Iniciar no menu de aquisição no Summit para adquirir os dados e clique em Parar. Em seguida, pressione Iniciar no menu de classificação para coletar pequenas vesículas extracelulares de 50 a 200 nanômetros ou sEV em um tubo centrífugo de 15 mililitros.A análise por citometria de fluxo de microesferas de poliestireno de tamanho padrão para localizar a faixa de tamanho de 50 a 200 nanômetros no gráfico de dispersão direta versus dispersão lateral revelou sinais de partículas distinguíveis. R4, R5 e R6 referem-se às posições de partículas de 100, 200 e 300 nanômetros, respectivamente. R7 é o ruído eletrônico como limite de detecção para partículas de 50 nanômetros e R8 representa a faixa de posição de partículas de 50 a 200 nanômetros.A distribuição granulométrica da mistura de EVs derivada de células pancreáticas por nanopartículas, ou NTA, estava na ampla faixa de 40 a 400 nanômetros após ultracentrifugação. A classificação por citometria de fluxo foi realizada para isolar e purificar o sEV de 50 a 200 nanômetros dentro da região R8. A qualidade do isolamento foi verificada por NTA e verificou-se que a faixa de tamanho de partícula de sEV após a classificação estava entre 50 e 200 nanômetros.A presença de sEV foi ainda observada por TEM e os sEVs isolados foram confirmados como contendo marcadores de CD6, CD63 e CD81 pela Análise de Western Blot. Este método permite a separação de pequenas vesículas extracelulares e a classificação ou análise da expressão genética de pequenas vesículas extracelulares, abrindo inúmeras aplicações de investigação a jusante.

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Research

JoVE Journal

Biochemistry

Bioquímica

Este vídeo demonstra o método de purificação baseado em ultracentrifugação com gradiente de densidade para isolar subpopulações de vesículas extracelulares adequadas para estudos de caracterização.

Purificação de subpopulações de vesículas extracelulares: uma técnica para purificar subpopulações de vesículas extracelulares usando ultracentrifugação com gradiente de densidade

Neste vídeo, descrevemos um protocolo para a classificação baseada em citometria de fluxo de subpopulações de células B virgens, células B de memória e plasmablastos de plasmablastos de células B do sangue periférico humano. As diferentes subpopulações de células B podem ser distinguidas com base na ligação de anticorpos baseados em fluoróforo aos receptores CD19, CD27 e CD38 expressos nas superfícies das células B, seguida de classificação celular.

Classificação de células baseada em citometria de fluxo para diferentes populações de células B circulatórias

Existem muitos métodos diferentes para a medição de vesículas extracelulares (SVE) utilizando citometria de fluxo (FCM). Vários aspectos devem ser considerados para determinar o método mais adequado para usar. Dois protocolos de VE de medição são apresentadas, usando detecção individual ou uma abordagem baseada no talão.

Técnicas de Análise de vesículas extracelulares utilizando citometria de fluxo

O protocolo descreve um método reprodutível, projetado para uso com sobrenadantes de cultura celular para detectar epítopos superficiais em pequenas vesículas extracelulares (EV). Ele utiliza a imunoprecipitação de EV específica usando grânulos juntamente com anticorpos que reconhecem o antígeno de superfície CD9, CD63 e CD81. O método é otimizado para análise de citometria de fluxo a jusante.

Fluxo Cytometric análise das vesículas extracelulares de célula-condicionado Media

Este protocolo isola vesículas extracelulares (EVs) longe de virions com alta eficiência e rendimento através da incorporação de precipitação EV, ultracentlee gradiente de densidade, e captura de partículas para permitir um fluxo de trabalho simplificado e uma redução de partida requisitos de volume, resultando em preparações reprodutíveis para uso em todas as pesquisas EV.

Purificação de preparações de vesículas extracelulares de alto rendimento longe do vírus

O protocolo aqui demonstra que as vesículas extracelulares podem ser adequadamente separadas de meios de cultura celular condicionados usando cromatografia de exclusão de tamanho.

Cromatografia de Exclusão de Tamanho para Separação de Vesículas Extracelulares de Meios de Cultura Celular Condicionada

As vesículas extracelulares são imensamente promissoras para aplicações biomédicas, mas os métodos de isolamento atuais são demorados e impraticáveis para uso clínico. Neste estudo, apresentamos um dispositivo microfluídico que permite o isolamento direto de vesículas extracelulares de grandes volumes de biofluidos de forma contínua com passos mínimos.

Isolamento em Etapa Única de Vesículas Extracelulares de Amostras de Grande Volume com Dispositivo Microfluídico A4F Bifurcado

Este protocolo fornece uma descrição detalhada da classificação de vesículas extracelulares (EVs) liberadas por células estromais mesenquimais. Em particular, ele se concentra na configuração do instrumento e na otimização das condições de classificação. O objetivo é classificar as vesículas extracelulares, preservando suas características.

Configurando uma classificação bem-sucedida para isolamento de vesículas extracelulares

Aqui, demonstramos o método de caracterização de vesículas extracelulares (EVs) coletadas de fluidos biológicos, como lágrimas e saliva, de seres humanos. O scanner usado neste método é capaz de detectar o fenótipo, tamanho e contagem total de partículas de EVs a partir de 1 μL da amostra.

Caracterização de Vesículas Extracelulares a partir de Fluidos Biológicos

Um protocolo para a produção, purificação e uso de vesículas de membrana externa (OMV) empacotadas com enzimas, proporcionando maior estabilidade enzimática para implementação em diversas aplicações, é apresentado.

Dirigido Embalagem Proteína da Membrana Externa no interior de vesículas<em&gt; Escherichia coli</em&gt;: Concepção, produção e purificação

Aprenda a otimizar parâmetros de citometria de fluxo para isolar e purificar pequenas vesículas extracelulares com alto rendimento. Este método permite obter populações representativas de vesículas de 50 a 200 nanômetros.

Otimização dos Parâmetros de Classificação por Citometria de Fluxo para Isolamento de Alto Rendimento e Purificação de Pequenas Vesículas Extracelulares (Vídeo) | JoVE Journal

Otimização dos Parâmetros de Classificação por Citometria de Fluxo para Isolamento de Alto Rendimento e Purificação de Pequenas Vesículas Extracelulares

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