Name: Fabricação robusta de tecidos para cultura de longo prazo de organoides cerebrais derivados de iPSC para pesquisa de envelhecimento (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-05-12T12:20:00.000+00:00
Duration: 8 min 20 s
Description: Aprenda a fabricar tecidos para cultura de longo prazo de organoides cerebrais derivados de iPSC. Este método permite estudar envelhecimento cerebral e doenças neurodegenerativas sem equipamentos especializados.

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Este trabalho foi apoiado pela Netherlands Organ-on-Chip Initiative, um projeto NWO Gravitation (024.003.001) financiado pelo Ministério da Educação, Cultura e Ciência do governo dos Países Baixos. D.C.B. agradece o apoio financeiro do Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACyT) na forma de uma bolsa de doutorado.

Os estudos dos pacientes foram aprovados pelo Comitê de Ética em Pesquisa da instituição. Todos os participantes assinaram o termo de consentimento livre e esclarecido e o consentimento do repositório para permitir que seus dados e bioespécimes fossem reaproveitados. As linhas iPSC foram geradas seguindo o CEP e as diretrizes institucionais. A Figura 1 ilustra uma visão geral esquemática do fluxo de trabalho desse protocolo.
1. Reprogramação e manutenção do iPSC
<ol><li>Coletar 8 mL de sangue do indivíduo (paciente idoso ou doente; com 65 anos ou mais) em tubos de preparação celular (CPT) com citrato de sódio ou em tubos EDTA ou heparinizados.</li>
	<li>Centrifugar a 1.800 x g por 30 min à temperatura ambiente (TR) para coletar pastilha contendo apenas sangue periférico e sem soro15.</li>
	<li>Utilizar vetores de reprogramação especializados de acordo com o protocolo do fabricante (ver Tabela de Materiais) para obter iPSCs16.</li>
	<li>Culturas iPSCs em placas de cultura de 6 poços revestidas em meio Essential 8 (E8) em meio Essential 8 (E8) (ver Tabela de Materiais) a 37 °C em atmosfera umidificada com 5% de CO2.</li>
	<li>Manter iPSCs em meios E8 por 3-4 dias, a fim de evitar superlotação ou diferenciação espontânea.</li>
	<li>Validar a pluripotência das linhagens iPSC utilizando marcadores imunofluorescentes (passo 2) e testar para micoplasma (passo 3).</li>
</ol>2. Coloração de pluripotência
<ol><li>Para conservar soluções e anticorpos, semeie as células em placas de cultura de 24 poços revestidas (etapa 1.4) 3-4 dias antes da análise. Aspirar o meio com pipeta e fixar as células com formaldeído a 4% em solução salina tamponada com fosfato (1x PBS) por 15-20 minutos em TR.</li>
	<li>Lavar as células 3x com 1x PBS e permeabilizar com Triton-X 100 a 0,1% em albumina de soro bovino (BSA) a 1% em PBS por pelo menos 15 min, mas não mais do que 1 h em TR.</li>
	<li>Lavar 3x com 1x PBS e bloquear com 5% BSA em PBS por 30 min no TR.</li>
	<li>Lave novamente 3x com 1x PBS e adicione os anticorpos Sox2 e Oct3/4 (diluição de 1:100; ver Tabela de Materiais), e a coloração nucleica DAPI em BSA a 1% (diluição de 1:4.000) durante a noite a 4 °C . Embrulhe em papel alumínio para proteger da luz.</li>
	<li>Lave 3x com 1x PBS e deixe as células em PBS. Imagem com microscópio de fluorescência em aumento de 10-20x. Garantir que os marcadores de pluripotência Sox2 e Oct3/4 estejam localizados nos núcleos das células17,18.</li>
</ol>3. Teste de micoplasma
NOTA: Consulte o protocolo do kit de detecção (consulte a Tabela de Materiais) para obter etapas detalhadas de execução e análise do ensaio. O kit de detecção fornece o reagente, o substrato e o tampão de ensaio para o teste de micoplasma.
<ol><li>Antes de passar células ou meio refrescante, colete 2-3 mL de meio de cultura celular em um tubo de centrífuga e pastilha quaisquer células ou detritos a 200 x g por 5 min em RT. Armazenar o sobrenadante a 4 °C por ≤5 dias. Incubar as células com o meio por pelo menos 24 h para garantir um sinal detectável.</li>
	<li>Adicionar 100 μL de sobrenadante celular a um tubo fresco ou poço de uma placa de 96 poços de paredes brancas (fundo opaco recomendado, ver Tabela de Materiais). Reconstituir o reagente e substrato no tampão de ensaio e equilibrar por 15 min em TR.</li>
	<li>Adicionar 100 μL do reagente à amostra e incubar por 5 min no TR. Meça a luminescência com um luminômetro (medida #1).</li>
	<li>Adicionar 100 μL do substrato à amostra e incubar por 10 min em RT. Meça a luminescência (medida #2).</li>
	<li>Determinar a contaminação por micoplasma pela razão de medição #2 para #1. Consulte o manual do kit para interpretação dos resultados.</li>
</ol>4. Preparação de microfilamentos
<ol><li>Comece a preparação dos microfilamentos de poli (ácido lático-co-glicólico) (PLGA, ver Tabela de Materiais) desfiando o fio de sutura com a extremidade romba de um bisturi. Esterilize levemente a fibra desfiada com etanol 70%.</li>
	<li>Sob o microscópio e usando uma régua, comece a cortar a fibra de PLGA em fragmentos de fios de 500 μm a 1 mm de comprimento. Corte cerca de 25 mm da fibra no total. Manter os filamentos em um tubo de 15 mL com 1 mL de solução antibiótico-antimicótica.<ol><li>No exaustor, diluir a solução de fibras com 10 mL de DMEM/F-12 (Tabela 1). Vórtice bem para misturar a solução. NOTA: Trabalhar em uma capela de fluxo de cultura celular em um ambiente estéril.</li>
	</ol></li>
	<li>Adicionar 20 μL da solução de fibra a três corpos embrionários (BE) formando poços de uma placa de 96 poços. Sob microscopia de campo claro, conte e faça a média das fibras por poço. Diluir ou concentrar até uma média de 5-10 microfilamentos de PLGA por poço. Prepare cada poço dessa maneira.</li>
	<li>Os poços agora estão prontos para serem semeados com células. Conservar o prato à temperatura ambiente até ser necessário ou a 4 °C no dia seguinte.</li>
</ol>5. Formação do Corpo Embrionário (BE)
NOTA: Todos os suportes e soluções devem ser aquecidos para RT.
<ol><li>Uma vez que as iPSCs tenham atingido 70%-80% de confluência (Figura 2A), elas estão prontas para serem passadas e usadas para a formação do BE. Verifique as células com um microscópio em aumento de 10x-20x. Certifique-se de que as colônias apresentem áreas mínimas (<10%) de diferenciação espontânea.</li>
	<li>Aspirar o meio com uma pipeta e lavar as células uma vez com DPBS. Dissociar as colónias adicionando 500 μL de solução de descolamento celular (ver Tabela de Materiais) ou 0,5 mM de ácido etilenodiaminotetracético (EDTA) e incubar durante 3-5 minutos a 37 °C. NOTA: Trabalhar em uma capela de fluxo de cultura celular em um ambiente estéril.</li>
	<li>Recolher as células libertadas adicionando 1 ml de meio E8 fresco a cada poço e pipetar suavemente até que todas as células estejam separadas.</li>
	<li>Transfira 1,5 mL de suspensão celular para um tubo de 15 mL e adicione mais 1 mL de meio E8 fresco para atingir um volume total de 2,5 mL.</li>
	<li>Centrifugar a 290 x g por 3 min em RT.</li>
	<li>Aspirar o sobrenadante com uma pipeta, ressuspender o pellet de células em 1 mL de meio Essential 6 (E6, ver Tabela de Materiais) suplementado com inibidor de ROCK de 50 μM e contar as células usando um hemocitômetro19.</li>
	<li>Preparar uma suspensão celular de 60.000-90.000 células/mL, dependendo da densidade de semeadura desejada, em meio E6 suplementado com 50 μM de inibidor de ROCK (ver Tabela de Materiais).</li>
	<li>Adicionar 150 μL da suspensão celular em cada poço de uma placa ULA de 96 poços (ou uma placa côncava preparada20). Semear 9.000-11.000 células por poço.</li>
	<li>Centrifugar a placa para forçar a agregação das células a 290 x g por 1 min no TR. Coloque a placa na incubadora a 37 °C em atmosfera umidificada com 5% de CO2.</li>
</ol>6. Indução neuroepitelial
<ol><li>Após 24 h, aspirar cuidadosamente 120 μL do meio com uma pipeta. Certifique-se de não aspirar o EB baixando a ponta da pipeta muito para dentro do poço.</li>
	<li>Adicionar 150 μL de meio E6 (em RT) suplementado com 2 μM de XAV939 e os inibidores SMAD: 10 μM de SB431542 e 500 nM de LDN 193189 por poço (ver Tabela de Materiais).</li>
	<li>Troque o meio diariamente com meios E6 recém-preparados suplementados com 2 μM de XAV939, 10 μM de SB431542 e 500 nM de LDN 193189. NOTA: Até o dia 6 (DIV6), os EBs devem ter um diâmetro de 550-600 μm e estar prontos para maior diferenciação.</li>
</ol>7. Diferenciação e maturação organoide
NOTA: Todas as mídias precisam ser aquecidas para RT.
<ol><li>Em aproximadamente DIV7, verificar se todos os EBs atingiram um diâmetro de 550-600 μm e apresentam uma borda lisa e clara (Figura 2B); nesta fase, estão prontos para serem incorporados em uma matriz extracelular (MEC). NOTA: Trabalhar em um ambiente estéril.</li>
	<li>Prepare folhas de embutir onduladas a partir do filme de vedação termoplástico (consulte Tabela de Materiais) colocando uma folha de filme (cerca de 4 pol.) em uma caixa P200 vazia. Usando um tubo cônico de 15 mL ou um tubo de microcentrífuga de 500 μL, pressione suavemente a folha de filme nos orifícios para fazer 12 covinhas. Borrife a folha de filme com etanol 70% e deixe secar dentro da capela de fluxo com a luz UV acesa por pelo menos 30 min.</li>
	<li>Descongelar uma quantidade suficiente de matriz de membrana basal (Matrigel, ver Tabela de Materiais) no gelo e colocá-la dentro da capela de fluxo. NOTA: Por EB, são necessários aproximadamente 30 μL de matriz de membrana não diluída. Mantenha sempre a matriz de membrana abaixo de 4 °C para evitar que gelifique. Ponteiras de pipeta pré-resfriadas também são recomendadas, pois desaceleram a matriz da polimerização na ponta durante a pipetagem, reduzindo assim a perda de material.</li>
	<li>Usando uma ponta P200 de furo largo, transfira um EB para cada escurecimento e remova o máximo de mídia possível com uma ponta de pipeta normal. Fique atento para não deixar os EBs secarem. Usando uma ponta P200 regular, adicione ~30 μL de matriz de membrana não diluída a cada organoide, garantindo que o EB esteja no centro da gota.</li>
	<li>Uma vez que todos os EBs estejam embutidos na matriz, coloque a folha de filme contendo os EBs em uma placa de Petri estéril. NOTA: Opcionalmente, uma pequena placa de Petri cheia de água estéril pode ser colocada na placa de Petri maior ao lado da folha de filme para evitar a evaporação.<ol><li>Transfira a placa para uma incubadora e incube a 37 °C em atmosfera umidificada com 5% de CO2 por aproximadamente 10 min para deixar a matriz de membrana se solidificar.</li>
	</ol></li>
	<li>Para cada conjunto de 12 organoides incorporados, preparar 5 mL de meio de diferenciação com B27 sem vitamina A (Tabela 1) em um poço de uma placa ULA de 6 poços. Pré-aqueça a placa a 37 °C em uma incubadora.</li>
	<li>Uma vez terminado o tempo de incubação, transfira os EBs embutidos para a placa ULA de 6 poços pegando a folha de filme e empurrando as covinhas da parte de trás da folha. Se necessário, retire 1 mL do poço e pipete-o para a folha para ajudar as gotículas a se desprenderem do filme. NOTA: Alterações morfológicas importantes podem ser observadas 1 dia após a incorporação; As EBs deixam de ter bordas lisas para protuberâncias protuberantes formando gemas (Figura 2C).</li>
	<li>Após 2 dias (DIV9), realizar uma troca de meio meio. Tenha cuidado para não aspirar ou danificar as gotículas da matriz de membrana no processo.</li>
	<li>Após mais 2 dias (DIV11), realizar uma troca completa de mídia, complementando a mídia com 3 μM de CHIR99021 (ver Tabela de Materiais).</li>
	<li>Na DIV14, trocar o meio para meio de diferenciação com B27 com vitamina A (Tabela 1) para um aumento gradual do tamanho do organoide.</li>
	<li>No DIV16, coloque a placa de poço em um agitador orbital a 90 rpm dentro de uma incubadora. Troque a mídia a cada 2 dias.</li>
	<li>A cada 40 DIV, diluir 500 μL da matriz de membrana para cada 50 mL de meio para obter nutrientes adicionais no meio.</li>
</ol>

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</ol>

Os autores não têm nada a revelar.

A formação padronizada de EBs é uma etapa crítica na conversão reprodutível de células-tronco pluripotentes em organoides cerebrais. A agregação de força de células-tronco em tecidos singulares pode variar dependendo da geometria dos poços côncavos, densidade de semeadura e tratamento do poço. Embora o método atual cite uma faixa de diâmetro de 500-600 μm após 6 dias, esses diâmetros não excluem outros diâmetros de formação organoide adequada, como muitos outros diâmetros têm se mostrado bem-sucedidos. No entanto, diâmetros variados têm demonstrado influenciar as taxas de diferenciação e osucesso29. Para fins de reprodutibilidade, variações de diâmetro abaixo de 50 μm são altamenterecomendadas20. Além disso, o número de dias de indução neural pode ser estendido de 6 a 10 dias para permitir que as EBs cresçam em diâmetro, uma vez que o uso de inibidores da SMAD demonstrou produzir e manter eficientemente a formação de neuroepitélios após apenas 5 dias de exposição30. Na ausência de inibidores da SMAD, a indução neural pode produzir resultados inconsistentes, exigindo períodos de indução mais longos. Os inibidores de SMAD citados neste trabalho são os mais eficazes, mas outras moléculas pequenas de dorsomorfina e TGF-β podem ser usadas em sua concentração efetiva.
A matriz da membrana basal fornece um excelente substrato para o crescimento e pode ser administrada de forma diferente. Os primeiros usos da matriz incluíram a membrana basal como revestimentode poços 31. Entretanto, o uso da matriz para inclusão tecidual mostrou melhorar a diferenciação e maturação desses tecidos32. Para organoides, o uso da matriz demonstrou melhorar a diferenciação da EB em organoides, promover a maturação e prolongar os períodos de cultura33. Embora os organoides ainda possam ser formados sem a matriz, já que muitos grupos têm se esforçado para realizar uma cultura de tecidos livre de matriz34,35, estudos descobriram que os organoides embutidos na matriz têm maior chance de tempos de cultura prolongados e requerem menos manutenção 36. O método de incorporação de covas proporciona cobertura igual da superfície organoide, garantindo difusão semelhante, acesso a nutrientes e diferenciação reprodutível. Alternativamente, a incorporação de cúpula pode ser empregada para encapsular totalmente os organoides37.
A transferência das EBs para as covinhas da matriz de membrana é uma etapa crítica. Embora uma ponta de pipeta de 1 mL tenha uma abertura larga o suficiente para transferir as EBs, uma ponta de 200 μL é preferida para facilitar a transferência. As pontas de 200 μL precisam ser cortadas para criar uma abertura grande o suficiente, garantindo uma borda lisa para reduzir a tensão de cisalhamento durante a pipetagem. Alternativamente, existem pontas de 200 μL de furo largo para facilitar a transferência. A pipetagem precisa ser feita lentamente, pois a pipetagem rápida pode interromper a periferia organoide e dificultar o crescimento adequado. Atenção especial deve ser tomada para garantir que o meio suficiente seja transferido para fornecer nutrientes. Muito pouco meio corre o risco de ressecar o organoide, causando necrose. A transferência do EB com muito meio de cultura pode fazer com que a matriz fique muito diluída e não consiga encapsular o organoide com segurança. O ideal é que a matriz não seja diluída em mais de 50% para garantir sua polimerização e funcionar como MEC para os EBs. Se a incorporação não for bem-sucedida, o EB poderá ser recuperado e reencapsulado. O reencapsulamento na matriz fresca pode ser feito a qualquer momento para fornecer suporte adicional ao organoide.
Semelhante à incorporação de matriz para andaimes, as fibras PLGA fornecem suporte adicional para o crescimento tridimensional. Originalmente incorporada para produzir organoides alongados e aumentar a área superficial38, a incorporação de fibras de PLGA tem sido progressivamente identificada como uma ferramenta adicional para melhorar a diferenciação e maturação dos organoides39. À medida que mais laboratórios procuram reduzir o uso da matriz ou aboli-la completamente, as propriedades auto-organizáveis dos organoides suportados pelas fibras incorporadas fornecem arcabouços suficientes para a criação e diferenciação de tecidos tridimensionais39. Aqui, ambos os métodos foram combinados para aumentar as chances de cultura a longo prazo38,39. A incorporação de fibras durante a agregação inicial é fundamental, pois estas podem não ser introduzidas posteriormente. Após a centrifugação, verificar se algumas fibras estão entre as células agregadas garantirá que uma fibra seja incorporada ao BE. Se não for bem-sucedida, uma aspiração suave do poço e a recentrifugação devem garantir a mistura.
Outro passo crítico na manutenção dos organoides é a introdução de um agitador orbital para melhor perfusão dos meios. Nas primeiras iterações dos protocolos organoides, um biorreator giratório foi usado para criar agitação11. Um agitador orbital a 90 rpm fornece agitação suficiente sem destruir a gotícula da matriz ou danificar a morfologia organoide. Alguns grupos evitam o uso do arcabouço matricial, mas mantêm a agitação do agitador para proporcionar um ambiente adequado34. Como em todos os protocolos, a velocidade das rotações deve ser ajustada dependendo do agitador para reduzir a quantidade de tensão de cisalhamento. Se uma incorporação de cúpula fosse escolhida, um agitador inclinado poderia ser empregado para reduzir a quantidade de tensão de cisalhamento11,34.
Em conjunto, a integração de várias técnicas selecionadas fornece um método robusto de formação de organoides derivados de iPSC. Existem várias maneiras de criar e manter organoides, mas muitas delas se concentram em trajetórias de diferenciação precoce. Neste trabalho, múltiplas técnicas diferentes foram combinadas para cultivar organoides por longos períodos de tempo, após a fase de diferenciação e em um período de maturação onde os fenótipos de envelhecimento podem começar a se desenvolver. A incorporação dessas técnicas permite uma maturação prolongada sem a necessidade de fatores biológicos exógenos para a manutenção das culturas, mantendo a auto-organização e a progressão natural do envelhecimento.

Os modelos de doenças do envelhecimento têm se tornado cada vez mais relevantes à medida que a expectativa de vida humana continua a aumentar. Estudos genômicos em larga escala têm revelado populações idosas com desregulação de processos moleculares e alterações genéticas que afetam a qualidade de vida1. O processo de envelhecimento é caracterizado por uma perda geral da funcionalidade do organismo, incluindo perda da função cognitiva, aumento do risco de doenças neurodegenerativas e uma série de doenças crônicas2.
As técnicas atuais de cultura de células não representam adequadamente a natureza multifatorial do envelhecimento, uma vez que essas disfunções não podem ser adequadamente replicadas com o uso de mutações, toxinas ouinfecções3. Modelos animais que exploram o processo de envelhecimento são frequentemente associados a longos tempos experimentais e altos custos, mas também trazem consigo considerações éticas. O uso de células-tronco pluripotentes induzidas (iPSCs) de pacientes pode elucidar os mecanismos moleculares subjacentes à progressão da doença, uma vez que as iPSCs permitem o desenvolvimento natural de células em tecido maduro3. As iPSCs tornaram-se o cavalo de batalha de muitos laboratórios que investigam doenças neurodegenerativas, uma vez que a reprogramação celular das células colhidas não parece apagar as marcas da doença ou do envelhecimento dos doadores4. Essas impressões recapitulam fenótipos celulares que têm sido demonstrados em modelos humanos e animais, tornando as iPSCs adequadas para examinar a deterioração celular individual do tecido cerebral altamente denso 5,6. Os organoides derivados do IPSC tornaram-se o modelo proeminente para a cultura tridimensional de tecidos, permitindo interações célula-célula mais complexas e uma melhor recapitulação do desenvolvimento. Embora usados principalmente para dados de desenvolvimento, os organoides têm sido cada vez mais aplicados na modelagem de doenças, especificamente modelos para inflamação, neurodegeneração e envelhecimento7. Com base em estudos anteriores de iPSC, os organoides retêm fenótipos de doença e fenótipos celulares dentro do contexto fisiológico de conexões de redes semelhantes a tecidos 8,9. No entanto, cultivar tecidos tridimensionais de certas dimensões pode ser um desafio, especialmente por longos períodos de tempo.
Este trabalho apresenta um método detalhado para a geração reprodutível de organoides cerebrais que permite que o tecido amadureça substancialmente em tamanho por períodos mais longos. A criação de organoides cerebrais tem permanecido relativamente padronizada, adotando-se métodos de vários protocolosproeminentes10,11. No entanto, várias modificações têm sido sugeridas para melhorar a diferenciação e manutenção. Esses métodos alternativos incluem o uso de fatores neurogênicos para aumentar a diferenciação neural12, scaffolds adicionais para melhorar a troca de nutrientes promovendo longevidade celular 13 e agitação de baixo estresse para cultura e crescimento prolongados14. Essas melhorias foram incorporadas a este método para desenvolver organoides maduros capazes de expressar fenótipos neurodegenerativos e de envelhecimento.

<table><tbody><tr><td>2-&beta;-Mercaptoetanol</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>31350010</td><td></td></tr><tr><td>4&prime;,6-Diamidino-2-fenilindodicloridrato (DAPI)</td><td>Invitrogen</td><td>D1306</td><td>1:4000</td></tr><tr><td>Placa Multipoços de Cultura de Células CELLSTAR de Fundo Plano Transparente de 6 poços&nbsp;</td><td>Greiner Bio-One</td><td>657185</td><td></td></tr><tr><td>6-well Clear Flat Bottom Ultra-Low Attachment Well Plate</td><td>Corning</td><td>3471</td><td></td></tr><tr><td>96-well Clear Round Bottom Ultra-Low Attachment Microplate</td><td>Corning</td><td>7007</td><td></td></tr><tr><td>96-Well, Nunclon Delta-Treated, Flat-Bottom Microplate</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>136101</td><td></td></tr><tr><td>Accutase</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>46964</td><td>Solução de descolamento de células&nbsp;</td></tr><tr><td>Antibiótico-Antimicótico (100x)</td><td>Suplemento Gibco</td><td>15240062</td><td></td></tr><tr><td>B27 (com Vitamina A) (50x)</td><td>Suplemento Gibco</td><td>17504044</td><td></td></tr><tr><td>B27 (menos Vitamina A) (50x)</td><td>Suplemento</td><td>12587010</td><td></td></tr><tr><td>BD&nbsp; Vacutainer&trade; Tubos de Preparação de Células Mononucleares de Vidro (CPT)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>02-685-125</td><td></td></tr><tr><td>Albumina de Soro Bovino&nbsp;</td><td>Centrífuga Sigma-Aldrich</td><td>A9418</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Eppendorf</td><td>5810 R</td><td>Com suportes de placa</td></tr><tr><td>CHIR99021</td><td>Selleck Chemicals</td><td>S2924</td><td></td></tr><tr><td>CytoTune Sendai Reprogramming Vector</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>A1378001</td><td></td></tr><tr><td>ddPCR primers | humano | MAPT</td><td>Bio-Rad</td><td>dHsaCPE192234</td><td></td></tr><tr><td>primários para ddPCR | humano | RBFOX3 (NeuN)&nbsp;</td><td>Bio-Rad</td><td>dHsaCPE5052108</td><td></td></tr><tr><td>DMEM/F12</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>11320074</td><td></td></tr><tr><td>Doublecortin (DCX)</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>SC-8066</td><td>1:500</td></tr><tr><td>Dulbecco' s solução salina tamponada com fosfato (DPBS)</td> <td>Thermo Fisher Scientific</td><td>14190144</td><td>sem cálcio, sem magnésio</td></tr><tr><td>Copos Eppendorf, 1,5 mL&nbsp;</td><td>Eppendorf</td><td>0030 125.215</td><td></td></tr><tr><td>Essential 6</td><td>Gibco</td><td>A1516401</td><td></td></tr><tr><td>Essential 8</td><td>Gibco</td><td>A1517001</td><td></td></tr><tr><td>Ácido etilenodiaminotetracético (EDTA)&nbsp;</td><td>Tubos Invitrogen</td><td>15575020</td><td></td></tr><tr><td>Falcon, 15 mL, cônicos</td><td>Greiner Bio-One</td><td>188271-N</td><td></td></tr><tr><td>Formaldeído&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>252549</td><td>solução estoque a 37%, diluída a 4% em PBS</td></tr><tr><td>Geltrex LDEV-Free Fator de Crescimento Reduzido Matriz de Membrana Basal</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>A1413202</td><td></td></tr><tr><td>GlutaMax (100x)</td><td>Contador</td> de células de hemacitômetro <td>Gibco 35050038</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Hausser scientific</td><td>1490</td><td></td></tr><tr><td>HEPES Buffer</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>15-630-080</td><td></td></tr><tr><td>Insulina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I9278</td><td></td></tr><tr><td>LDN 193189</td><td>StemCell Technologies</td><td>72147</td><td></td></tr><tr><td>MAP2</td><td>Abcam</td><td>ab32454</td><td>1:200</td></tr><tr><td>Matriz de Membrana Inferior ao Fator de Crescimento Reduzido (TFG),</td><td>Matriz de Membrana Basal</td><td>Corning</td><td>356230</td> livre de LDEV</tr> Solução <tr><td>de Aminoácidos Não Essenciais MEM-MEM-NEAA (MEM-NEAA; 100x)</td> <td>Thermo Fisher Scientific</td><td>11140050</td><td></td></tr><tr><td>Contador Multilabel Victor 3 Plate Reader</td><td>Perkin Elmer&nbsp;</td>Kit de Detecção de Mycoplasma <td>1420</td><td>luminometer</td></tr><tr><td>MycoAlert</td><td>Lonza</td><td>LT07-318</td><td></td></tr><tr><td>N-2 Suplemento (100x)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>17502-048</td><td></td></tr><tr><td>NeuN</td><td>Millipore</td><td>MAB377</td><td>1:500</td></tr><tr><td>Meio Neurobasal</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>21103049</td><td></td></tr><tr><td>Oct-3/4 Anticorpo (C-10) Alexa Fluor 647</td><td>Santa Cruz Biotecnologia</td><td>sc-5279 AF647</td><td>1:100</td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Bemis</td><td>PM-996 folha de</td><td>filme termoplástico</td></tr><tr><td>PAX6</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>42-6600</td><td>1:200</td></tr><tr><td>Penicilina/Estreptomicina</td><td>Gibco</td><td>15070063</td><td></td></tr><tr><td>Poli(ácido lático-co-glicólico) (PLGA) microfilamentos</td><td>Ethicon</td><td>J463</td><td></td></tr><tr><td>QX200 Sistema de PCR digital de gotículas</td><td>Inibidor de</td> ROCK <td>1864001</td><td></td>Bio-Rad</tr><tr><td>(Y27632)</td><td>Selleck Chemicals</td><td>S1049</td><td></td></tr><tr><td>SB431542&nbsp;</td><td>R& D Systems</td><td>1614/50</td><td></td></tr><tr><td>SOX2 Anticorpo Monoclonal (Btjce), Alexa Fluor 488, eBioscience</td><td>Invitrogen</td><td>53-9811-80</td><td>1:100</td></tr><tr><td>Sinapsina I (SYN)</td><td>Calbiochem</td><td>574777</td><td>1:200</td></tr><tr><td>Triton-X 100&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T8787</td><td></td></tr><tr><td>TUJ1</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>sc-80005</td><td>Beta-3-tubulina; 1:500</td></tr><tr><td>XAV939</td><td>Tocris Bioscience</td><td>3748</td><td></td></tr></tbody></table>

fabricação robusta de tecidos para cultura de longo prazo de organoides cerebrais derivados de ipsc para pesquisa de envelhecimento

Robust Tissue Fabrication for Long-Term Culture of iPSC-Derived Brain Organoids for Aging Research

Os modelos animais e celulares atualmente disponíveis não recapitulam totalmente a complexidade das mudanças que ocorrem no cérebro humano envelhecido. Um desenvolvimento recente de procedimentos que descrevem a geração de organoides cerebrais humanos, derivados de células-tronco pluripotentes induzidas humanas (iPSCs), tem o potencial de transformar fundamentalmente a capacidade de modelar e entender o envelhecimento do cérebro humano e processos patogênicos relacionados. Aqui, um protocolo otimizado para gerar, manter, envelhecer e caracterizar organoides cerebrais humanos derivados de iPSC é apresentado. Este protocolo pode ser implementado para gerar organoides cerebrais de forma reprodutível e serve como um guia passo-a-passo, incorporando as mais recentes técnicas que resultam em melhor maturação organoide e envelhecimento em cultura. Questões específicas relacionadas à maturação organoide, necrose, variabilidade e efeitos em lote estão sendo abordadas. Em conjunto, esses avanços tecnológicos permitirão a modelagem do envelhecimento cerebral em organoides derivados de uma variedade de doadores humanos jovens e idosos, bem como de indivíduos acometidos por distúrbios cerebrais relacionados à idade, permitindo a identificação de mecanismos fisiológicos e patogênicos do envelhecimento cerebral humano.

A integração de fibras de PLGA, incorporação de covas e agitação leva a uma geração robusta de organoides cerebrais que permite que culturas derivadas de iPSC sejam mantidas por longos períodos de tempo (Figura 1).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64586/64586fig01.jpg"> Figura 1: Ilustração esquemática do fluxo de trabalho e da linha do tempo desse método. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64586/64586fig01large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
O período inicial de indução neural é comparável aos procedimentos previamentepublicados11. Os corpos embrionários (BE) iniciam-se como agregados circulares (Figura 2B) com bordas brancas ou transparentes. À medida que a EB é alterada de meio de indução neural para meio de manutenção neural na DIV7, surgem saliências e brotamentos dentro de 24 h do tecido circular (Figura 2C). Além disso, à medida que o organoide continua a crescer, a área de superfície da fibra de PLGA ajuda o organoide a alongar-se (Figura 2D). Durante a maturação, as bordas do organoide precisam permanecer intactas, pois é um bom sinal de células saudáveis e desenvolvimento; caso contrário, nutrientes adicionais devem ser fornecidos13 (Figura 2E). O crescimento dos organoides é ainda facilitado pela agitação da cultura organoide, pois melhora a perfusão com nutrientes.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64586/64586fig02.jpg"> Figura 2: Diferenciação e maturação dos organoides cerebrais . (A) Imagem representativa de uma cultura iPSC com 70%-80% de confluência. (B) Corpos embrionários (BEs) foram gerados e a formação de neuroepiteliais foi induzida até a DIV7. As EBs foram então incluídas na matriz de membrana e posteriormente diferenciadas em organoides cerebrais. (C) Organoides em DIV10 exibindo formações de brotamento distintas. Os organoides podem ser amadurecidos na matriz de membrana usando (D) covinha ou (E) incorporação sanduíche, aqui mostrada em DIV30. (F) A cultura de longa duração mostra organoides cerebrais crescendo até tamanhos significativos (DIV70). Barra de escala = 500 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64586/64586fig02large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
As dimensões e morfologia externa do organoide são complementadas por uma arquitetura complexa dentro do organoide. Após a fixação do tecido na DIV7 após o primeiro estágio de diferenciação, as células da EB expressam SOX2, um fator de transcrição HMG box que atua como marcador para células-tronco neuraismultipotentes21, bem como a proteína pareada caixa Pax-6, indicando células progenitoras neurais (Figura 3). Neurônios imaturos marcados por TuJ1 (classe III β-tubulina)22 já podem ser vistos espalhados por todo o tecido.
Nesta fase, torna-se evidente um exemplo da auto-organização pela qual estes organoides passam. A organização das estruturas radiais, chamadas rosetas, é análoga ao tubo neural, com células SOX2+ no centro da roseta21 e PAX6 em direção à periferia da roseta. Essas rosetas dão origem a neurônios à medida que migram para fora. Essas células irradiantes são inicialmente duplamente positivas para o marcador de células-tronco neurais/progenitoras Nestin23 e proteína glial fibrilar ácida (GFAP), semelhante à glia radial encontrada em áreas neurogênicas do cérebro in vivo . À medida que esses neurônios migratórios amadurecem, os marcadores citoesqueléticos refletem essa alteração22. O marcador de diferenciação neural em estágio inicial TuJ1 22 é visível no círculo interno da roseta e se desloca para a proteína 2 associada aos microtúbulos (MAP2 )24, um marcador de maturação neurônio-específico na periferia.
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64586/64586fig03.jpg"> Figura 3: Os corpos embrionários na DIV7 mostram organização estrutural e caracterização imatura. Imagem imunohistoquímica de montagem inteira de uma EB na DIV7. (A) Imagem composta do EB exibindo (B) rosetas neurais SOX2+, (C) neurônios imaturos (TUJ1) espalhados pelo EB, (D) células progenitoras neurais (PAX6) e (E) núcleos visualizados pelo DAPI. Barra de escala = 100 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64586/64586fig03large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
À medida que os organoides envelhecem, a organização e os marcadores dos neurônios em desenvolvimento começam a replicar condições fisiológicas. Na DIV30, muitas rosetas que dão origem a regiões neurogênicas equivalentes ao cérebro em desenvolvimento podem ser observadas25. Na DIV60, essas regiões neurogênicas SOX2+ são inexistentes e são substituídas por MAP2 maduras e NeuN26, um marcador de diferenciação de neurônios, e neurônios positivos (Figura 4 e Figura 5). 
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64586/64586fig04.jpg"> Figura 4: Os organoides na DIV120 mostram caracterização neuronal madura. Imagem imunoistoquímica de um corte organoide no DIV 120. (A) Imagem composta da seção mostrando marcadores neuronais maduros de (B) MAP2 (roxo) e (C) NeuN (verde). (D) Os núcleos foram visualizados pelo DAPI. Barra de escala = 20 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64586/64586fig04large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64586/64586fig05.jpg"> Figura 5: PCR digital de gotículas de organoides DIV120. Gráficos digitais de PCR em gotículas mostrando o valor absoluto de expressão de (A) MAP2 (superior, azul) e (B) NeuN (inferior, verde). Linhas amarelas cortadas separam diferentes linhas iPSC (A, B, C, etc.), e organoides foram agrupados. N = 5. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64586/64586fig05large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
Esses marcadores citoesqueléticos podem ser usados em conjunto com outros marcadores pós-mitóticos (como doublecortin27 e synapsin28) para sondar a plasticidade sináptica e outros declínios relacionados à idade (Figura 6), bem como tecido cerebral adicional como astrócitos e glia (Figura 7).
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64586/64586fig06.jpg"> Figura 6: Exemplo de análise terminal sináptica. Imagem imunoistoquímica de um corte do organoide no DIV 120. (A) Imagem composta da seção corada para (B) MAP2, (C) doublecortin (DCX) e (D) synapsin I (SYN). (E) Os núcleos foram visualizados pelo DAPI. Barra de escala = 200 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64586/64586fig06large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64586/64586fig07.jpg"> Figura 7: Evidência de desenvolvimento glial. Imagem imunoistoquímica de um corte do organoide no DIV 120. (A) Imagem composta da seção corada para (B) molécula adaptadora de ligação de cálcio ionizada 1 (Iba1) e (C) NeuN. (D) Os núcleos foram visualizados pelo DAPI. Barra de escala = 100 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64586/64586fig07large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Reagente</td>
			<td>Concentração Final</td>
			<td>Volume (50 mL total)</td>
		</tr><tr><td>DMEM-F12</td>
			<td>50%</td>
			<td>25 mL</td>
		</tr><tr><td>Meio Neurobasal</td>
			<td>50%</td>
			<td>25 mL</td>
		</tr><tr><td>Suplemento N2 (100x)</td>
			<td>1x</td>
			<td>0,25 mL</td>
		</tr><tr><td>Suplemento B27 -/+ Vitamina A (50x)</td>
			<td>0,5x</td>
			<td>0,5 mL</td>
		</tr><tr><td>Insulina</td>
			<td>0.25%</td>
			<td>12,5 μL</td>
		</tr><tr><td>GlutaMAX (100x)</td>
			<td>1x</td>
			<td>0,5 mL</td>
		</tr><tr><td>MEM-NEAA (100x)</td>
			<td>0,5x</td>
			<td>0,25 mL</td>
		</tr><tr><td>HEPES (1 M)</td>
			<td>10 mM</td>
			<td>0,5 mL</td>
		</tr><tr><td>Antibiótico/Antimicótico (100x)</td>
			<td>1x</td>
			<td>0,5 mL</td>
		</tr><tr><td>2-β-mercaptoetanol</td>
			<td>50 μM</td>
			<td>17,5 μL</td>
		</tr><tr><td colspan="3">*NOTA: alguns DMEM-F12 já contém GlutaMAX, não há necessidade de adicionar adicionais.</td>
		</tr></tbody></table>Tabela 1: Composição dos meios de diferenciação utilizados no presente estudo.

O presente protocolo fornece um procedimento passo a passo para a geração, manutenção e envelhecimento reprodutíveis de organoides cerebrais derivados de células-tronco pluripotentes induzidas por humanos (iPSCs). Este método permite cultivar e amadurecer organoides cerebrais por longos períodos, o que facilita a modelagem dos processos envolvidos no envelhecimento cerebral e na patogênese relacionada à idade.

Fabricação robusta de tecidos para cultura de longo prazo de organoides cerebrais derivados de iPSC para pesquisa de envelhecimento

The currently available animal and cellular models do not fully recapitulate the complexity of changes that take place in the aging human brain. A recent ...

Nosso protocolo combinou várias técnicas que se mostraram eficazes para a manutenção de organoides a longo prazo. Isso é útil para estudar o envelhecimento em doenças relacionadas à idade em que as manifestações clínicas estão fora do período de desenvolvimento. A principal vantagem desta técnica é que não requer nenhum equipamento especializado ou reagentes.É fortemente baseado em materiais comumente encontrados no laboratório. O envelhecimento e as doenças neurodegenerativas tornaram-se um ponto de interesse particular, uma vez que nossos métodos de modelagem atuais se concentram principalmente em fenótipos de doenças estabelecidas, em vez das fases iniciais do desenvolvimento. As células-tronco embrionárias e as iPSCs são células muito delicadas.Usuários de primeira viagem devem ser gentis e ter paciência. Como são culturas de longa duração, deve-se ter paciência desde o início Para começar, borrife etanol a 70% em um fio de sutura e prepare microfilamentos de PLGA desfiando o fio de sutura com a extremidade romba do bisturi. Coloque a fibra sob um microscópio.E usando uma régua, comece a cortar a fibra em fragmentos de fios de 500 micrômetros a um milímetro de comprimento. Corte cerca de 25 milímetros da fibra no total e adicione os filamentos em um tubo de 15 mililitros contendo um mililitro de solução antibiótico-antimicótica. Em seguida, no capô, dilua a solução de fibra com 10 mililitros de DMEM/F-12 e vórtice para misturar bem.Em seguida, adicione 20 microlitros da solução de fibra a três poços de uma placa de 96 poços. Usando um microscópio de campo claro, conte e faça a média das fibras por poço. Diluir ou concentrar os poços com a solução de fibra até uma média de 5 a 10 microfilamentos por poço.Uma vez que as células-tronco pluripotentes induzidas previamente cultivadas tenham atingido 70 a 80% de confluência, verifique as células ao microscópio em aumento de 10 ou 20x. Certifique-se de que as colônias apresentem menos de 10% de área de diferenciação espontânea. Aspirar o meio com uma pipeta e lavar as células uma vez com DPBS.Em seguida, adicione 500 microlitros de solução de descolamento celular ou EDTA 0,5 milimolar para dissociar as colônias e incube a 37 graus Celsius por três a cinco minutos. Em seguida, adicione um mililitro de mídia E8 fresca a cada poço e pipete suavemente para separar todas as células. Transfira toda a suspensão da célula para um tubo de centrífuga de 15 mililitros e adicione mais um mililitro de meio E8 fresco.Em seguida, gire as células a 290 g por três minutos à temperatura ambiente. Após o descarte do sobrenadante, ressuspender o pellet celular em um mililitro do meio E6 suplementado com 50 inibidor de ROCK micromolar e contar as células com hemocitômetro. Preparar uma suspensão celular da densidade de assentos desejada em meio E6 suplementado com o inibidor ROCK.Em seguida, adicione 150 microlitros da suspensão celular em cada poço de uma placa de fixação ultrabaixa de 96 poços. Em seguida, centrifugar a placa a 290 g por três minutos à temperatura ambiente para forçar a agregação das células. Em seguida, incubar a placa a 37 graus Celsius em uma atmosfera umidificada com 5% de dióxido de carbono para a formação do corpo embrionário.Após 24 horas de incubação, transfira a placa para a coifa e aspirar cuidadosamente 120 microlitros do meio usando uma pipeta, tomando cuidado para não aspirar o corpo embrióide baixando a ponta da pipeta muito para dentro do poço. Em seguida, adicione 150 microlitros de meio E6 fresco suplementado com dois micromolares XAV939 e os inibidores SMAD a cada poço. Transfira a placa de volta para a incubadora e substitua o meio diariamente por E6 recém-preparado suplementado com os inibidores.No sétimo dia de incubação, verifique se todos os corpos embrionários atingiram um diâmetro de 550 a 600 micrômetros e exibem uma borda lisa e clara. Nesta fase, eles estão prontos para serem incorporados em uma matriz extracelular. Para incorporar os organoides, prepare folhas de incorporação onduladas colocando uma folha de filme de teto termoplástico de quatro polegadas em uma caixa P200 vazia.Em seguida, use um tubo cônico de 15 mililitros ou um tubo de microcentrífuga de 500 microlitros e pressione suavemente a folha de filme nos orifícios para fazer 12 ou o número desejado de covinhas. Em seguida, borrife etanol 70% sobre a folha de filme e deixe secar dentro da coifa com a luz UV acesa por pelo menos 30 minutos. Enquanto isso, descongele uma quantidade suficiente de matriz de membrana basal no gelo.Em seguida, usando uma ponta P200 de furo largo, transfira um corpo embrióide da placa de 96 poços para cada fossa. Retire o máximo de meio possível com uma ponta de pipeta normal, mas não deixe o corpo embrionário secar. Em seguida, com uma ponta P200 pré-resfriada regular, adicione aproximadamente 30 microlitros de matriz de membrana não diluída a cada organoide, garantindo que o corpo do embrião esteja o mais próximo possível do centro da gota.Uma vez que todos os corpos embrionários estejam embutidos na matriz, coloque a folha de filme em uma placa de Petri estéril. Em seguida, incubar a placa de Petri a 37 graus Celsius por 10 minutos em uma atmosfera umidificada com 5% de dióxido de carbono para permitir que a matriz da membrana se solidifique. Para a diferenciação organoide, adicione cinco mililitros do meio de diferenciação preparado com B-27 sem vitamina A a um poço de uma placa de 6 poços de fixação ultrabaixa.Pré-aqueça a placa a 37 graus Celsius em uma incubadora. Uma vez que a matriz de membrana tenha se solidificado, transfira os corpos embrionários embutidos para a placa de 6 poços, empurrando as covinhas da parte de trás da folha de filme. Se necessário, use um mililitro de mídia do poço e coloque-o na folha para desprender as gotículas da folha de filme.Os corpos embrionários embutidos na matriz de membrana diferenciaram-se de organoides cerebrais exibindo formações brotantes distintas de dia in vitro 10. No dia in vitro 30, os organoides são amadurecidos usando a incorporação de covinha ou sanduíche. A cultura a longo prazo mostra organoides cerebrais crescidos a tamanhos significativos.No sétimo dia, os corpos embrionários exibem rosetas neurais positivas para SOX2, neurônios imaturos dispersos e células progenitoras neurais. Enquanto que de dia in vitro 120, eles exibem marcadores neuronais maduros como MAP2 e NeuN. Esses marcadores citoesqueléticos podem ser usados em conjunto com outros marcadores pós-mitóticos, como doublecortin e synapsin para sondar a plasticidade sináptica e outros declínios relacionados à idade, bem como tecido cerebral adicional como astrócitos e glia.Garantir que as bordas do tecido permaneçam intactas é fundamental. Para minimizar a força de cisalhamento prejudicial, a tubulação deve ser feita lentamente, por exemplo, durante a troca de meios e incorporação de organoides. O crescimento organoide retardado nos permite estudar a evolução da doença nas manifestações celulares precoces.A criação de organoides abre caminho para a detecção precoce no tratamento de muitas doenças.

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Neuroscience

Neurociência

Este vídeo demonstra um ensaio para gerar organoides cerebrais a partir de células-tronco pluripotentes induzidas (iPSCs). As iPSCs humanas são induzidas a formar corpos embrióides (EBs). Os EBs são cultivados sobre um andaime de polímero usando um meio de indução, promovendo a diferenciação em células-tronco neurais, células progenitoras e neurônios imaturos. Finalmente, os EBs são embutidos em uma matriz e transferidos para um meio de manutenção para a formação de organoides cerebrais.

Geração de Organoides Cerebrais Derivados de Células-Tronco Pluripotentes Induzidas

Organoids cerebrais representam um novo sistema de modelo para investigar mais cedo cérebro humano desenvolvimento em vitro. Este artigo fornece a metodologia detalhada para gerar eficientemente organoids dorsal homogênea do prosencéfalo-tipo de células-tronco pluripotentes induzidas humano incluindo passos críticos de caracterização e validação.

Geração de padronizada e reprodutível Forebrain-tipo Organoids Cerebral de humanos induzida por células-tronco pluripotentes

Esse protocolo foi gerado como um meio de produzir organoides cerebrais de forma simplificada e de baixo custo sem fatores de crescimento exógenos ou matriz de membrana do porão, mantendo a diversidade de tipos de células cerebrais e muitas características da organização celular.

Um método estática auto-direcionado para gerar organoides cerebrais a partir de células-tronco embrionárias humanas

Descrevemos um protocolo detalhado para a geração de organoides cerebrais pluripotentes induzidos por células-tronco induzidos pelo homem e seu uso na modelagem de doenças mitocondriais.

Geração de Organoides cerebrais humanos para modelagem de doenças mitocondriais

Aqui descrevemos um protocolo para a geração de organoides cerebrais a partir de células-tronco pluripotentes induzidas por humanos (iPSCs). Para obter organoides cerebrais em grandes quantidades e de alta qualidade, usamos mini bioreatores caseiros.

Geração organoide cerebral a partir de células-tronco pluripotentes induzidas em mini-bioreatores caseiros

Neste estudo, fornecemos uma técnica detalhada para um sistema de cultura organoide cortical simples, mas robusto, usando culturas hPSC padrão sem alimentador. Este é um protocolo rápido, eficiente e reprodutível para gerar organoides que modelam aspectos da senescência cerebral in vitro.

Geração robusta e altamente reprodutível de organoides cerebrais corticais para modelar senescência neuronal cerebral in vitro

Este protocolo descreve culturas organotípicas de longo prazo do córtex humano adulto combinadas com transplante intracortical ex vivo de progenitores corticais derivados de células-tronco pluripotentes induzidas, que apresentam uma nova metodologia para testar ainda mais terapias baseadas em células-tronco para distúrbios neurodegenerativos humanos.

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Neste artigo, fornecemos um método reprodutível para gerar e manter fatias organotípicas da medula espinhal de longo prazo transplantadas com células-tronco neurais como um modelo ex vivo para testar terapias de reposição celular.

Cultura de fatias organotípicas da medula espinhal de camundongo de longo prazo como plataforma para validação de transplante de células em lesão medular

Apresentamos um protocolo para gerar um organoide cerebral humano com microglia residente, incorporando células progenitoras hematopoiéticas (HPCs) derivadas de células-tronco pluripotentes induzidas (iPSC) no desenvolvimento de organoides.

Derivação de um organoide do cérebro humano com desenvolvimento de microglia

Aqui, descrevemos um protocolo abrangente para gerar e utilizar organoides de glioblastoma projetados em laboratório (LEGO) para investigar dependências genótipo-fenótipo e rastrear possíveis medicamentos para tratamento de glioblastoma.

Cultura de organoide de glioblastoma projetada em laboratório e triagem de drogas

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Fabricação robusta de tecidos para cultura de longo prazo de organoides cerebrais derivados de iPSC para pesquisa de envelhecimento (Vídeo) | JoVE Journal

Fabricação robusta de tecidos para cultura de longo prazo de organoides cerebrais derivados de iPSC para pesquisa de envelhecimento

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