Name: Coleta de sangue da veia subclávia em ratos conscientes (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-11-03T13:50:00.000+00:00
Duration: 3 min 52 s
Description: Aprenda a coletar sangue da veia subclávia em ratos conscientes sem anestesia. Este método rápido e seguro utiliza técnicas de imobilização para obter amostras de alta qualidade em pesquisas com animais.

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Este estudo foi apoiado pelo Projeto Plano Cuiying do Lanzhou University Second Hospital (Grant No. PR0121015) e Gansu Provincial Key Laboratory of Urinary System Disease Research (Processo nº 0412D2).

Este estudo seguiu as diretrizes descritas na 8ª edição do Guide for the Care and Use of Laboratory Animals13. A pesquisa recebeu aprovação do Comitê de Ética do Lanzhou University Second Hospital e foi documentada em conformidade com as diretrizes do ARRIVE 2.014. Doze ratos Wistar saudáveis (seis machos pesando 290-330 g e seis fêmeas pesando 250-280 g) com idades entre 12-16 semanas foram acomodados no Laboratório de Animais GLP da Universidade de Lanzhou por 3 dias antes do experimento real. As gaiolas utilizadas foram do tipo R5, medindo 545 mm x 395 mm x 200 mm, e equipadas com material de cama autoclavado. Todos os ratos tiveram acesso irrestrito a água e ração. O laboratório manteve umidade média de 25%, temperatura média de 24 °C e ciclo de luz alternado entre dia e noite (7h00/19h00). Na conclusão do estudo, todos os animais foram sacrificados humanamente usando uma overdose de isoflurano. Para obter informações abrangentes sobre os materiais e instrumentos empregados neste estudo, consulte a Tabela de Materiais.
1. Cálculo do tamanho da amostra e seleção dos animais
<ol><li>Escolha o método da equação do recurso15 para estimar o tamanho da amostra animal usando a equação (1). E = Número total de animais − Número total de grupos (1) Onde E é o grau de liberdade de análise de variância (ANOVA) e varia de 10 a 20. OBS: Neste estudo, 12 animais foram divididos em dois grupos A e B (três machos e três fêmeas por grupo).</li>
	<li>Definir o desfecho primário deste estudo como a taxa de sucesso e o consumo de tempo de repetidas coletas de sangue por um único indivíduo.</li>
	<li>Definir as medidas de desfecho secundário como alterações no peso corporal do rato, ingestão de alimento e água, bem como a incidência de eventos adversos (como fraturas da clavícula, hematomas subcutâneos, pneumotórax e mortalidade).</li>
	<li>Definir coleta de sangue bem-sucedida como atendendo aos seguintes critérios: i) menos de três punções para uma única coleta de sangue; ii) um tempo total (desde a contenção do rato até a conclusão da coleta de sangue) não superior a 5 min; e iii) atingir o volume sanguíneo desejado durante a obtenção de plasma claro. Considere qualquer desvio desses critérios uma falha de amostragem.</li>
</ol>2. Contenção de animais e coleta de sangue
NOTA: Amostras de sangue de ratos do grupo A e B foram coletadas por dois pesquisadores experientes, ambos com pelo menos 100 amostras de sangue. Amostras de sangue foram coletadas de ambos os grupos de ratos por um total de 96 vezes ao longo de 4 dias. Este método de coleta de sangue não requer anestesia ou dispositivos de retenção adicionais para os ratos. No entanto, necessita de técnicas de manuseio hábeis.
<ol><li>Às 8:00 da manhã do dia anterior à coleta de sangue (dia 1), atribua cada rato à sua gaiola individual enquanto sua comida e água são pesadas. Em seguida, peça a outro pesquisador, cego para as medidas, que registre o peso, o consumo de alimentos e a ingestão de água dos ratos todos os dias às 8:00 da manhã a partir do dia 1.</li>
	<li>Para seguir esse protocolo, primeiramente a coleta de sangue às 10:00 horas e depois às 22:00 horas todos os dias, coletando-se 0,15 mL de sangue alternadamente das veias subclávias de ambos os lados. NOTA: A quantidade de sangue a ser coletada foi determinada pelo volume máximo que o rato de menor peso poderia tolerar dentro de uma semana.</li>
	<li>Lave uma seringa com heparina sódica (25 U/mL) e desinfete o local da injeção com álcool.</li>
	<li>Acaricie suavemente a pele das costas do rato e aperte seu pescoço repetidamente para ajudar o rato a relaxar (Vídeo 1).</li>
	<li>Com o polegar e o indicador da mão não dominante, segure e levante firmemente a pele do pescoço do rato (Figura 1A e Vídeo 1).</li>
	<li>Com coordenação da mão dominante, utilizar os três dedos restantes e a palma da mão não dominante para fixar a pele posterior do rato e imobilizar seus membros anteriores (Figura 1B,C e Vídeo 2). NOTA: Se o rato resistir ou lutar, este procedimento pode ser repetido várias vezes para ajudar o rato a se acostumar com o manuseio. Os passos a seguir são fundamentais para o sucesso da coleta de sangue.</li>
	<li>Usando o dedo indicador da mão não dominante, empurre suavemente para baixo a pele da cabeça do rato, enquanto os outros dedos, juntamente com a palma da mão, ajudam a girar externamente a articulação do ombro. Durante esse processo, utilizar a mão dominante para estender totalmente a articulação do ombro do rato (Figura 1D-F e Vídeo 2).</li>
	<li>Segure o rato firmemente com a mão não dominante para alinhar a cabeça e o corpo do rato em linha reta (Figura 1G,H). Em seguida, utilizar a mão dominante para localizar a posição da clavícula e confirmar o local da punção (Figura 1I, Vídeo 2 e Vídeo 3). NOTA: Não é necessário raspar o rato. Na Figura 1, a tricotomia foi realizada apenas para maior extensão da clavícula e da punção. Ao conter ratos, especialmente ratos >350 g, permitir que o rato apoie seus pés em uma superfície sólida ajudará a suportar seu peso corporal. Além disso, o retentor deve monitorar a frequência respiratória de cada rato durante a coleta de sangue para garantir que a contenção não seja muito apertada, o que pode causar desconforto respiratório.</li>
	<li>Segurando a seringa paralela ao corpo do rato na mão dominante, com a ponta da agulha voltada para cima e a escala da seringa em direção ao experimentador, mantenha um ângulo de aproximadamente 15° com a linha média do corpo do rato. Inserir a agulha 0,5 cm abaixo da incisura da clavícula (na junção do terço proximal da clavícula com o esterno), garantindo que a agulha permaneça paralela ao corpo do rato (Figura 1J e Vídeo 3). NOTA: Atenção especial deve ser dada ao ângulo e profundidade da inserção da agulha para evitar perfurar o vaso sanguíneo ou causar danos inadvertidos aos vasos adjacentes.</li>
	<li>Retire suavemente a seringa ligeiramente para criar uma pressão negativa, muitas vezes acompanhada por uma sensação palpável de ruptura ao entrar no vaso sanguíneo (particularmente pronunciada durante a colheita de sangue inicial). Manter essa posição e coletar 0,1-1,0 mL de sangue em velocidade constante, conforme necessário (seguindo as diretrizes da IACUC de aproximadamente 4-5,3 mL/kg de sangue por semana1) (Figura 1K e Vídeo 3).</li>
	<li>Se não houver sangue no momento da punção, tente ajustar suavemente o ângulo e a profundidade da agulha ou gire suavemente a seringa (Vídeo 3). Se três tentativas consecutivas do mesmo lado não forem bem-sucedidas, pare todo o sangramento e, em seguida, mude para o lado oposto para a punção. NOTA: A punção rápida através da pele é aconselhável para evitar que o rato lute devido ao desconforto.</li>
	<li>Aplicar um cotonete para hemostasia e retornar o rato à sua gaiola (Vídeo 4).</li>
	<li>Processar as amostras de sangue de acordo com as exigências experimentais.</li>
</ol>3. Processamento de amostras de sangue
<ol><li>Descarte a agulha da seringa em um recipiente para materiais perfurocortantes. Transferir o sangue coletado para um tubo de microcentrífuga de 1,5 mL previamente lavado com heparina. Coloque o tubo em uma centrífuga, fixando-o a 4 °C e 1.200 x g, e centrifugue por 10 min para separar o plasma. Transfira o soro utilizando uma pipeta de Pasteur de 1,0 ml para um tubo de microcentrífuga limpo e armazene-o a -80 °C. NOTA: Para evitar hemólise devido à pressão, remova a ponta da agulha quando necessário. Durante a aspiração de plasma, evite retirar células sanguíneas do fundo do tubo. Ocasionalmente, a superfície da seringa pode coletar pelos de ratos; Tome cuidado para não permitir que nenhum pelo entre no tubo, pois pode levar à coagulação.</li>
</ol>4. Análise estatística
<ol><li>Apresentar todos os dados como média ± desvio padrão e testá-los quanto à homogeneidade da variância.</li>
	<li>Use o teste exato de Fisher para comparar as taxas de sucesso entre os grupos.</li>
	<li>Use um teste t independente para duas amostras para comparar as médias gerais entre os dois grupos.</li>
	<li>Use a análise de variância (ANOVA) para medidas contínuas, como tempo de coleta de sangue, peso corporal, ingestão alimentar e consumo de água. Considere P < 0,05 estatisticamente significante.</li>
</ol>

Método de punção da veia subclávia para coleta repetida de sangue em ratos conscientes

<ol><li>UCSF Office of Research Institutional Animal Care and Use Program. Blood collection: The rat IACUC Guideline. , https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/GUIDELINE%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf (2022).</li>
<li>Hattori, N., Takumi, A., Saito, K., Saito, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+serial+cervical+or+tail+blood+sampling+on+toxicity+and+toxicokinetic+evaluation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Toxicological+Sciences%22%5BJournal%5D)">Effects of serial cervical or tail blood sampling on toxicity and toxicokinetic evaluation in rats.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 45 (10), 599-609 (2020).</li>
<li>Liu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+blood+collection+from+tail+veins+of+non-anesthetized+mice+with+a+vacuum+blood+collection+system+and+eyeglass+magnifier%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Modified blood collection from tail veins of non-anesthetized mice with a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier.</a> Journal of Visualized Experiments. (144), e65513(2019).</li>
<li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeated+blood+collection+from+tail+vein+of+non-anesthetized+rats+with+a+vacuum+blood+collection+system%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Repeated blood collection from tail vein of non-anesthetized rats with a vacuum blood collection system.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), e55852(2017).</li>
<li>Charlès, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+tail+vein+and+penile+vein+puncture+for+blood+sampling+in+the+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Modified tail vein and penile vein puncture for blood sampling in the rat model.</a> Journal of Visualized Experiments. (196), e65513(2023).</li>
<li>Wang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repetitive+blood+sampling+from+the+subclavian+vein+of+conscious+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (180), e63439(2022).</li>
<li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subclavian+vein+puncture+as+an+alternative+method+of+blood+sample+collection+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Subclavian vein puncture as an alternative method of blood sample collection in rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (141), e58499(2018).</li>
<li>Tochitani, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+microsampling+on+toxicity+assessment+of+hematotoxic+compounds+in+a+general+toxicity+study+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Toxicological+Sciences%22%5BJournal%5D)">Effects of microsampling on toxicity assessment of hematotoxic compounds in a general toxicity study in rats.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 47 (7), 269-276 (2022).</li>
<li>Harikrishnan, V. S., Hansen, A. K., Abelson, K. S., Sørensen, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+various+methods+of+blood+sampling+in+mice+and+rats%3A+Effects+on+animal+welfare%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">A comparison of various methods of blood sampling in mice and rats: Effects on animal welfare.</a> Laboratory Animals. 52 (3), 253-264 (2018).</li>
<li>Yokoyama, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lack+of+toxicological+influences+by+microsampling+%2850+%C2%B5L%29+from+jugular+vein+of+rats+in+a+collaborative+28-day+study%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Toxicological+Sciences%22%5BJournal%5D)">Lack of toxicological influences by microsampling (50 µL) from jugular vein of rats in a collaborative 28-day study.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 45 (6), 319-325 (2020).</li>
<li>Korfmacher, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Utility+of+capillary+microsampling+for+rat+pharmacokinetic+studies%3A+Comparison+of+tail-vein+bleed+to+jugular+vein+cannula+sampling%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacological+and+Toxicological+Methods%22%5BJournal%5D)">Utility of capillary microsampling for rat pharmacokinetic studies: Comparison of tail-vein bleed to jugular vein cannula sampling.</a> Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 76, 7-14 (2015).</li>
<li>Lu, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+skills+of+establishing+permanent+jugular+vein+cannulation+in+rats+for+serial+blood+sampling+of+orally+administered+drug%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Microsurgical skills of establishing permanent jugular vein cannulation in rats for serial blood sampling of orally administered drug.</a> Journal of Visualized Experiments. (178), e63167(2021).</li>
<li>National Research Council of the National Academies, Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals%22">Guide for the Care and Use of Laboratory Animals</a>. , 8th edition, National Research Council, Washington D.C., USA. https://grants.nih.gov/grants/olaw/guide-for-the-care-and-use-of-laboratory-animals.pdf (2011).</li>
<li>Perciedu Sert, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+ARRIVE+guidelines+2.0%3A+updated+guidelines+for+reporting+animal+research%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">The ARRIVE guidelines 2.0: updated guidelines for reporting animal research.</a> The Journal of Physiology. 598 (18), 3793-3801 (2020).</li>
<li>Charan, J., Kantharia, N. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+to+calculate+sample+size+in+animal+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacology+%26+Pharmacotherapeutics%22%5BJournal%5D)">How to calculate sample size in animal studies.</a> Journal of Pharmacology & Pharmacotherapeutics. 4 (4), 303-306 (2013).</li>
<li>Turner, P. V., Pang, D. S., Lofgren, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+pain+assessment+methods+in+laboratory+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Comparative+Medicine%22%5BJournal%5D)">A review of pain assessment methods in laboratory rodents.</a> Comparative Medicine. 69 (6), 451-467 (2019).</li>
<li>Kurata, M., Misawa, K., Noguchi, N., Kasuga, Y., Matsumoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+blood+collection+imitating+toxicokinetic+study+on+rat+hematological+parameters%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Toxicological+Sciences%22%5BJournal%5D)">Effect of blood collection imitating toxicokinetic study on rat hematological parameters.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 22 (3), 231-238 (1997).</li>
<li>Zeller, W., Weber, H., Panoussis, B., Bürge, T., Bergmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Refinement+of+blood+sampling+from+the+sublingual+vein+of+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats.</a> Laboratory Animals. 32 (4), 369-376 (1998).</li>
</ol>

Os autores não têm interesses financeiros ou não financeiros relevantes a divulgar.

Embora a coleta de sangue da veia caudal seja o método mais comum para repetidas coletas de sangue em ratos, ela pode ser influenciada por drogas anestésicas e, devido ao pequeno tamanho da veia caudal, a quantidade de sangue que pode ser coletada em um único momento é limitada, levando a um maior tempo de coleta de sangue 4,5. Embora sistemas de cromatografia líquida de alta eficiência (HPLC) - espectrometria de massas em tandem (MS/MS) combinados com microamost...

<a href="https://app.jove.com/t/6595">This corrects</a> the article <a href="https://dx.doi.org/10.3791/66075">10.3791/66075</a>

An erratum was issued for: <a href="https://www.jove.com/t/66075">Subclavian Vein Blood Sampling in Conscious Rats</a>. The Discussion section was&#160;updated.

Erratum: Subclavian Vein Blood Sampling in Conscious Rats

Os ratos são um dos animais experimentais mais comuns, e existem muitas maneiras de obter amostras de sangue. Para experimentos que envolvam uma única coleta de sangue na fase final, uma quantidade suficiente de sangue pode ser obtida por punção cardíaca ou coleta de sangue da aorta abdominal1. No entanto, alguns estudos requerem repetidas coletas de sangue de ratos para análises de rotina de sangue ou bioquímicas, especialmente em estudos farmacocinéticos e toxicológicos, onde coletas repetidas de sangue são necessárias para determinar a absorção, distribuição e metabolismo de drogas2.
Atualmente, embora a coleta de sangue da veia caudal seja o método mais comum para coleta de sangue de ratos, apesar de não necessitar de anestesia, esse método pode ser desafiador para coletas repetidas, e o volume de sangue coletado é relativamente pequeno 3,4. Além disso, embora o sangue possa ser coletado das veias safena e peniana, a quantidade de sangue obtida é limitada, sendo necessária anestesia 1,5. Além disso, amostras de sangue coletadas do plexo venoso submandibular, bem como das veias sublingual, jugular e subclávia fornecem amostras de melhor qualidade, mas tipicamente requerem anestesia ou assistência de múltiplos indivíduos 1,6,7,8,9. Finalmente, a coleta de sangue do seio retro-orbital/canal não só necessita de anestesia, mas também pode potencialmente causar lesão e estresse aos ratos9.
A qualidade das amostras de sangue tipicamente obtidas das principais veias é geralmente do mais alto padrão1. Atualmente, alguns estudos constataram que a microamostragem contínua através da veia jugular é um método muito adequado para pesquisa toxicológica em ratos, embora esse método geralmente necessite de cateterização da veia jugular10,11,12. Portanto, vale a pena explorar como obter amostras de sangue de alta qualidade de acordo com o princípio 3R da pesquisa animal sem intervenção cirúrgica. O objetivo deste estudo foi apresentar um método eficiente de extração de sangue da veia subclávia em ratos. Esta técnica permite a rápida coleta de amostras satisfatórias através de um procedimento unipessoal, sem a necessidade de anestesia.

<table><tbody><tr><td>0,75% de solução salina normal</td><td>Gansu Fuzheng Pharmaceutical Technology Co., Ltd.</td><td>&mdash; &mdash;</td><td>Solução preparada de heparina sódica</td></tr><tr><td>1 mL de pipeta Pasteur</td><td>Biosharp</td><td>BS-XG-01-NS</td><td></td></tr><tr><td>Seringa de coleta de sangue de 1 mL (26 G, 0,45 mm x 12 mm)</td><td>Shinva Medical Instrument Co.,Ltd.</td><td>0.45*12RWLB</td><td>Coleta de sangue&nbsp;</td></tr><tr><td>Tubo Eppendorf de 1,5 mL</td><td>Biosharp</td><td>BS-15-M</td><td>Armazenamento e coleta de sangue</td></tr><tr><td>75% de álcool medicinal</td><td>Shandong Lircon Medical Technology Co., Ltd.</td><td>&mdash; &mdash;</td><td>Desinfecção do local de coleta de sangue de rato</td></tr><tr><td>Suporte para tubo de centrífuga</td><td>Biosharp</td><td>BS-05/15-SM60</td><td>&mdash; &mdash;</td></tr><tr><td>Balança eletrônica</td><td>Shanghai PUCHUN Measure Instrument Co., Ltd.</td><td>JE1002</td><td>Pesar</td></tr><tr><td>injeção de heparina sódica</td><td>Hebei Changshan Biochemical Pharmaceutical Co., Ltd.</td><td>&mdash; &mdash;</td><td>Enxágue a seringa e o tubo EP; dilua com solução salina normal a 25 U / mL</td></tr><tr><td>Centrífuga de baixa temperatura</td><td>HuNan Xiang Yi Centrifuge Instrument&nbsp; Co., Ltd.</td><td>&nbsp; H1750R</td><td>Separação de soro</td></tr></tbody></table>

coleta de sangue da veia subclávia em ratos conscientes

Subclavian Vein Blood Sampling in Conscious Rats

Existem vários métodos estabelecidos para a obtenção de repetidas amostras de sangue de ratos, sendo os métodos mais comumente empregados a amostragem da veia caudal lateral sem anestesia e a amostragem da veia jugular com anestesia. No entanto, a maioria desses métodos requer assistência e equipamentos anestésicos e, por vezes, apresentam dificuldades em termos de coleta de sangue ou da má qualidade das amostras de sangue. Além disso, esses métodos de coleta de sangue consomem tempo e recursos humanos significativos quando amostras repetidas de sangue são necessárias para um grande número de ratos. Este estudo apresenta uma técnica de coleta repetitiva de sangue em ratos não anestesiados por um único indivíduo proficiente . Amostras de sangue altamente satisfatórias podem ser obtidas puncionando a veia subclávia. O método demonstrou uma impressionante taxa de sucesso global de 95%, com um tempo mediano de apenas 2 min desde a contenção do rato até a conclusão da coleta de sangue. Além disso, a realização de coletas consecutivas de sangue dentro da faixa designada não causa nenhum dano aos ratos. Este método vale a pena promover para a coleta de sangue, especialmente em estudos farmacocinéticos em larga escala.

Espécimes de plasma de alta qualidade exibem uma tonalidade amarelo-pálida, clareza e transparência, desprovidos de qualquer coloração vermelha ou coagulação, como mostrado na Figura 2A. A Figura 2B mostra hemólise (lado esquerdo) ou coagulação (lado direito) como resultado de procedimentos inadequados, respectivamente. Ao longo de 96 sessões de coleta de sangue em 4 dias, os tempos médios de coleta única para os grupos A e B fo...

Apresentamos aqui uma combinação de métodos eficazes de restrição em ratos e punção da veia subclávia que permitem a coleta de sangue rápida, segura e repetida em ratos sem anestesia.

Coleta de sangue da veia subclávia em ratos conscientes

There are several established methods for obtaining repeated blood samples from rats, with the most commonly employed methods being lateral tail vein ...

O escopo de nossa pesquisa está centrado na elaboração de metodologias de infecção para coleta de amostras de sangue de ratos. Nosso objetivo é garantir procedimentos rápidos e alinhados com nosso princípio, utilizando o mínimo de mão de obra e recursos. Um dos desafios experimentais atuais é imobilizar efetivamente o rato de forma a manter simultaneamente a veia subclávia fechada proximalmente à superfície da pele para uma ótima coleta de sangue.As vantagens do nosso protocolo é que amostras de sangue de alta qualidade podem ser obtidas rapidamente por uma pessoa sem anestesiar os ratos.

subclavian-vein-blood-sampling-in-conscious-rats

Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

As amostras de sangue são úteis para avaliar biomarcadores de estados fisiológicos ou doenças in vivo. Aqui descrevemos a metodologia para coletar amostras de sangue da veia lateral da cauda no rato. Este método fornece amostras rápidas com o mínimo de dor e invasividade.

A amostragem de sangue a partir da veia lateral da cauda do rato

Aqui, descrevemos um método de amostragem de sangue de veia de cauda simples em ratos não anestesiados, usando um sistema de tubo de aspiração. Este método reduz o risco de exposição direta a sangue e simplifica a recolha de amostras múltiplas de uma única punção venosa.

Repetiu a coleta de sangue da veia da cauda de ratos não anestesiados com um sistema de coleta de sangue do vácuo

Aqui, apresentamos um protocolo para coletar amostras de sangue de rato veia subclávia.

Punção da veia subclávia como um método alternativo de coleta de amostra de sangue em ratos

Aqui, apresentamos um protocolo para tirar amostras de sangue da veia subclávia de camundongos.

Coleta de sangue por punção da veia subclávia em camundongos

Técnicas microcirúrgicas detalhadas são demonstradas para estabelecer um modelo de rato de cannulação vesícula ve jugular de longo prazo para coleta de sangue sequencial no mesmo animal. Parâmetros fisiológicos e hematológicos foram monitorados durante a fase de recuperação do rato. Este modelo foi aplicado para estudar farmacocinética de polifenól administrado oralmente sem induzir o estresse animal.

Habilidades Microcirúrgicas de Estabelecer Cannulação permanente de veia jugular em ratos para amostragem de sangue serial de droga administrada oralmente

O presente protocolo descreve um método simples e eficiente de coleta de sangue da veia subclávia em ratos. Permite uma amostragem rápida, oportuna e facilmente identificável sem anestesia e obtém sangue de alta qualidade através da coleta repetitiva de amostras.

Amostragem Repetitiva de Sangue da Veia Subclávia de Rato Consciente

O grampo hiperinsulinêmico euglicêmico-é o "padrão ouro" para a avaliação da ação da insulina. A insulina é infundida a uma taxa constante estimulando a captação de glicose. A quantidade de glicose exógena infundido para combater essa queda é um indicativo de sensibilidade à insulina. Aqui, o procedimento é realizado em um rato, consciente desenfreada.

Hiperinsulinêmico euglicêmico-Clamp in the Rat Consciente

O grampo hiperinsulinêmico euglicêmico-, ou clamp de insulina, é o padrão ouro para avaliar a ação da...

Hiperinsulinêmico euglicêmico-Clamps em Consciente, Ratos Unrestrained

Cateterização crônica dos vasos sangüíneos no rato é muitas vezes necessária para a administração de substâncias, obter amostra de sangue durante um período de tempo ou para medições de pressão direta consciente sangue. Cateterismo arterial femoral do rato e medidas correspondentes da pressão arterial em que o animal consciente será demonstrado.

Cateterismo arterial e venoso femoral para coleta de sangue, Drug Administration e Pressão Arterial Consciente e Medidas de freqüência cardíaca

Hiperplasia neointimal é a causa principal de estenose nas veias arterializado. Propomos um novo protocolo através do qual a veia jugular externa direita é enxertado por meio da técnica do manguito na artéria carótida comum de ratos Sprague Dawley. A taxa de sobrevivência foi de 100% no ponto de momento de sacrifício.

Treinar um técnica microcirúrgica sofisticado: Interposição de enxerto de veia jugular externa na artéria carótida comum em ratos

Aprenda a coletar sangue da veia subclávia em ratos conscientes sem anestesia. Este método rápido e seguro utiliza técnicas de imobilização para obter amostras de alta qualidade em pesquisas com animais.

Coleta de sangue da veia subclávia em ratos conscientes

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