Name: Um método simples de flutuação fecal para o diagnóstico de nematoides zoonóticos em condições de campo e laboratório (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-12-15T14:30:00.000+00:00
Duration: 3 min 46 s
Description: Aprenda um método de flutuação fecal para diagnosticar nematoides zoonóticos em cães usando amostras de campo. Esta técnica facilita a identificação de Toxocara canis e Ancylostoma spp. em áreas sem infraestrutura laboratorial.

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Os autores agradecem à Dirección General de Asuntos del Personal Académico da Universidad Nacional Autónoma de México por fornecer os recursos financeiros através da subvenção PAPIIT IN218720 e à Dra. Claudia Mendoza pela concessão da extensão solicitada. Este trabalho é dedicado à minha querida Nicole, que faleceu em 2019. Você sempre viverá em Meu coração.

O uso e cuidado de cães foi aprovado pela Universidade Nacional e Autônoma do México.
1. Coleta de amostras fecais
OBS: Manuseie o cão com a ajuda de um veterinário ou do dono do animal.
<ol><li>No caso de cães selvagens (Figura 1A) ou animais nervosos, coletar amostras do solo logo após a defecação ou no máximo 10 minutos depois.</li>
	<li>Lubrifique luvas cirúrgicas ou bolsas de polietileno de paredes finas com água ou vaselina. Para coletar amostras fecais do reto, use luvas cirúrgicas ou bolsas de polietileno de paredes finas.</li>
	<li>Coletar pelo menos 2 g de fezes de cada cão (Figura 1B).</li>
	<li>Identifique amostras fecais individuais da seguinte forma: data, local (coordenadas do Sistema de Posicionamento Global [GPS] usando o Google Maps), atribua um número de identificação para cada animal, idade aproximada do cão, sexo do cão, raça, cão interno ou externo (feral).</li>
	<li>Feche os sacos contendo a amostra fecal com um nó apertado. Manter os sacos refrigerados (4-8 °C) se as amostras de fezes não forem analisadas dentro de 3-4 h após a coleta.</li>
</ol>2. Preparação de uma solução salina saturada para diagnóstico de campo
NOTA: Se o acesso a uma balança, material de medição, fogões ou gás para ferver água estiver ausente ou limitado, a solução salina saturada pode ser facilmente preparada usando água, sal de cozinha comum, um copo plástico de 12 oz (355 mL) e uma garrafa vazia de plástico de refrigerante de 1 L.
<ol><li>Lave bem uma garrafa vazia de refrigerante de 1 L. Encha a garrafa com 1 L de água.</li>
	<li>Encha um copo plástico de 12 oz com sal de cozinha comum.</li>
	<li>Transfira o sal para a garrafa de refrigerante.</li>
	<li>Feche bem o frasco de refrigerante com a tampa de rosca. Agite a solução vigorosamente até que o sal já não se dissolva. NOTA: Agitar a solução no frasco de refrigerante até a dissolução completa do sal pode levar até 90 min.</li>
</ol>3. Preparação de uma solução salina saturada para diagnóstico laboratorial
<ol><li>Pesar 420 g de sal de cozinha comum.</li>
	<li>Dissolva 420 g de sal em 1 L de água.</li>
	<li>Ferva a solução até que não se dissolva mais sal.</li>
	<li>Filtrar a solução para eliminar o sal não dissolvido.</li>
	<li>Verifique a concentração da solução usando um hidrômetro de fluido pesado ou densitômetro. OBS: A concentração ideal tem SpG de 1,20 para obtenção de melhores resultados (Figura 2A). A capacidade de flutuação de um ovo é influenciada pela sua interação com a solução, contribuindo para a capacidade variável dos ovos de flutuar em soluções com a mesma gravidade específica. Assim, para alcançar a recuperação ótima dos ovos, é essencial considerar a faixa superior de gravidade específica na solução de flotação, garantindo que ela supere a dos elementos parasitas alvo6.</li>
</ol>4. Método de flotação
NOTA: Se as amostras fecais estiverem muito secas ou duras, macerá-las em uma argamassa.
<ol><li>Usando uma colher, coloque aproximadamente 3 g de fezes em um copo plástico (~8,5 cm de altura e ~5,5 cm de diâmetro).</li>
	<li>Adicionar 1 mL da solução salina saturada até obter uma pasta.</li>
	<li>Mexa por 1 min e adicione 100 mL de solução saturada de sal.</li>
	<li>Passe esta suspensão através de um filtro de plástico para um segundo copo plástico para evitar partículas grosseiras (Figura 2B).</li>
	<li>Deixe a suspensão descansar por 15-20 min.</li>
	<li>Coloque uma alça de inoculação em uma chama por 1 s para garantir que ela esteja livre de ovos, cistos ou oocistos (Figura 2C).</li>
	<li>Aguarde 5 s para que a alça de inoculação esfrie (Figura 2D).</li>
	<li>Tire três gotas da superfície da suspensão com o ciclo de inoculação. Coloque cada uma das três gotas separadamente em uma lâmina de vidro (Figura 2E-G) NOTA: Certifique-se de que as gotas não estejam em contato umas com as outras (Figura 2H).</li>
	<li>Observar ao microscópio com objetiva de 10x (Figura 2I). Coloque uma lamínula se a ampliação for aumentada para 40x.</li>
	<li>Quando um resultado positivo for observado na gota, atribuir uma cruz (+) no diário de bordo do laboratório para registrar a presença de parasitas no período de patente em locais aleatórios da superfície de suspensão fecal.</li>
</ol>5. Interpretação do método de flotação
NOTA: Os resultados negativos são inconclusivos.
<ol><li>Realizar uma série de três testes com amostras de 3 dias consecutivos para aumentar a sensibilidade do teste. NOTA: Resultados positivos indicam a presença de parasitas no período de patente.</li>
</ol>

Reconhecimento de lombrigas zoonóticas por uma técnica de flutuação fecal

<ol><li>Duncan, K. T., Koons, N. R., Litherland, M. A., Little, S. E., Nagamori, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevalence+of+intestinal+parasites+in+fecal+samples+and+estimation+of+parasite+contamination+from+dog+parks+in+central+Oklahoma%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Parasitology+Regional+Studies+and+Reports%22%5BJournal%5D)">Prevalence of intestinal parasites in fecal samples and estimation of parasite contamination from dog parks in central Oklahoma.</a> Veterinary Parasitology Regional Studies and Reports. 19, 100362(2020).</li>
<li>Kisiel, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Owned+dog+ecology+and+demography+in+Villa+de+Tezontepec%2C+Hidalgo%2C+Mexico%5BTitle%5D)+AND+%22Preventive+Veterinary+Medicine%22%5BJournal%5D)">Owned dog ecology and demography in Villa de Tezontepec, Hidalgo, Mexico.</a> Preventive Veterinary Medicine. 135, 37-46 (2016).</li>
<li>Lyons, M. A., Malhotra, R., Thompson, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigating+the+free-roaming+dog+population+and+gastrointestinal+parasite+diversity+in+Tul%C3%BAm%2C+M%C3%A9xico%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Investigating the free-roaming dog population and gastrointestinal parasite diversity in Tulúm, México.</a> PLoS One. 17 (10), e0276880(2022).</li>
<li>Dantas-Torres, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TROCCAP+recommendations+for+the+diagnosis%2C+prevention+and+treatment+of+parasitic+infections+in+dogs+and+cats+in+the+tropics%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Parasitology%22%5BJournal%5D)">TROCCAP recommendations for the diagnosis, prevention and treatment of parasitic infections in dogs and cats in the tropics.</a> Veterinary Parasitology. 283, (2020).</li>
<li>Cantó, G. J., García, M. P., García, A., Guerrero, M. J., Mosqueda, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+prevalence+and+abundance+of+helminth+parasites+in+stray+dogs+from+the+city+of+Quer%C3%A9taro+in+central+Mexico%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Helminthology%22%5BJournal%5D)">The prevalence and abundance of helminth parasites in stray dogs from the city of Querétaro in central Mexico.</a> Journal Of Helminthology. 85 (3), 263-269 (2011).</li>
<li>Torres-Chablé, O. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevalence+of+gastrointestinal+parasites+in+domestic+dogs+in+Tabasco%2C+Southeastern+Mexico%5BTitle%5D)+AND+%22Revista+Brasileira+de+Parasitologia+Veterin%C3%A1ria%22%5BJournal%5D)">Prevalence of gastrointestinal parasites in domestic dogs in Tabasco, Southeastern Mexico.</a> Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária. 24 (4), 432-437 (2015).</li>
<li>Cortez-Aguirre, G. R., Jiménez-Coello, M., Gutiérrez-Blanco, E., Ortega-Pacheco, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stray+dog+population+in+a+city+of+Southern+Mexico+and+its+impact+on+the+contamination+of+public+areas%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Medicine+International%22%5BJournal%5D)">Stray dog population in a city of Southern Mexico and its impact on the contamination of public areas.</a> Veterinary Medicine International. 2018, 1-6 (2018).</li>
<li>Rodríguez-Vivas, R. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+epidemiological+study+of+intestinal+parasites+of+dogs+from+Yucat%C3%A1n%2C+Mexico%2C+and+their+risk+to+public+health%5BTitle%5D)+AND+%22Vector+Borne+Zoonotic+Diseases%22%5BJournal%5D)">An epidemiological study of intestinal parasites of dogs from Yucatán, Mexico, and their risk to public health.</a> Vector Borne Zoonotic Diseases. 11 (8), 1141-1144 (2011).</li>
<li>Maggi, R. G., Krämer, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+on+the+occurrence+of+companion+vector-borne+diseases+in+pet+animals+in+Latin+America%5BTitle%5D)+AND+%22Parasites+%26+Vectors%22%5BJournal%5D)">A review on the occurrence of companion vector-borne diseases in pet animals in Latin America.</a> Parasites & Vectors. 12 (1), 145(2019).</li>
<li>Cruz-Vazquez, C., Castro, G., Parada, F., Ramos, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Seasonal+occurrence+of+Ctenocephalides+felis+and+Ctenocephalides+canis+%28siphonaptera%3APulicidae%29+infesting+dogs+and+cats+in+an+urban+area+in+Cuernavaca%2C+Mexico%5BTitle%5D)+AND+%22Entomological+Society+of+America%22%5BJournal%5D)">Seasonal occurrence of Ctenocephalides felis and Ctenocephalides canis (siphonaptera:Pulicidae) infesting dogs and cats in an urban area in Cuernavaca, Mexico.</a> Entomological Society of America. 38 (1), 111-113 (2001).</li>
<li>Bolio-Gonzalez, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevalence+of+the+Dirofilaria+immitis+infection+in+dogs+from+M%C3%A9rida%2C+Yucat%C3%A1n%2C+Mexico%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Prevalence of the Dirofilaria immitis infection in dogs from Mérida, Yucatán, Mexico.</a> Veterinary Parasitology. 148 (2), 166-169 (2007).</li>
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<li>Trasviña-Muñoz, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+intestinal+parasites+in+stray+dogs+from+a+farming+and+cattle+region+of+Northwestern+Wexico%5BTitle%5D)+AND+%22Pathogens%22%5BJournal%5D)">Detection of intestinal parasites in stray dogs from a farming and cattle region of Northwestern Wexico.</a> Pathogens. 9 (7), (2020).</li>
<li>Ballweber, L. R., Beugnet, F., Marchiondo, A. A., Payne, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((American+Association+of+Veterinary+Parasitologists%27+review+of+veterinary+fecal+flotation+methods+and+factors+influencing+their+accuracy+and+use--is+there+really+one+best+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Parasitology%22%5BJournal%5D)">American Association of Veterinary Parasitologists' review of veterinary fecal flotation methods and factors influencing their accuracy and use--is there really one best technique.</a> Veterinary Parasitology. 204 (1-2), 73-80 (2014).</li>
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<li>Gordon, H. M., Whitlock, H. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+technique+for+counting+nematode+eggs+in+sheep+faeces%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Council+for+Scientific+and+Industrial+Research%22%5BJournal%5D)">A new technique for counting nematode eggs in sheep faeces.</a> Journal of the Council for Scientific and Industrial Research. 12 (1), 50-52 (1939).</li>
<li>O'grady, M. R., Slocombe, J. O. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+investigation+of+variables+in+a+fecal+flotation+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Journal+of+Comparative+Medicine%22%5BJournal%5D)">An investigation of variables in a fecal flotation technique.</a> Canadian Journal of Comparative Medicine. 44 (2), 148(1980).</li>
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<li>Cringoli, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ancylostoma+caninum%3A+Calibration+and+comparison+of+diagnostic+accuracy+of+flotation+in+tube%2C+McMaster+and+FLOTAC+in+faecal+samples+of+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Ancylostoma caninum: Calibration and comparison of diagnostic accuracy of flotation in tube, McMaster and FLOTAC in faecal samples of dogs.</a> Experimental Parasitology. 128 (1), 32-37 (2011).</li>
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<li>Katagiri, S., Oliveira-Sequeira, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+three+concentration+methods+for+the+recovery+of+canine+intestinal+parasites+from+stool+samples%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Comparison of three concentration methods for the recovery of canine intestinal parasites from stool samples.</a> Experimental Parasitology. 126 (2), 214-216 (2010).</li>
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<li>Olave-Leyva, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevalencia+de+helmintos+gastrointestinales+en+perros+procedentes+del+servicio+de+salud+de+Tulancingo%2C+Hidalgo%5BTitle%5D)+AND+%22Abanico+Veterinario%22%5BJournal%5D)">Prevalencia de helmintos gastrointestinales en perros procedentes del servicio de salud de Tulancingo, Hidalgo.</a> Abanico Veterinario. 9 (1), 1-10 (2019).</li>
</ol>

Os autores não têm conflitos de interesse a declarar.

Nematoides como T. canis e Ancylostoma spp podem habitar o intestino delgado de cães e têm potencial para serem transmitidos ao homem. Os sinais clínicos causados pelo T. canis são graves em cães jovens, manifestando-se como baixo crescimento, problemas respiratórios ou lesões do trato digestivo28. Em cães adultos, a infecção normalmente tende a ser leve. O diagnóstico baseia-se na identificação de ovos característicos em uma amostra fecal. Essa condição é causa frequent...

As parasitoses gastrintestinais são um dos problemas de saúde mais comuns que acometem cães1. Estimativas sugerem que existem ~700 milhões de cães domésticos em todo o mundo, e aproximadamente 175 milhões podem ser categorizados como free-roaming2. Mais de 60 espécies de parasitas são compartilhadas entre cães e humanos, sugerindo que os cães podem ser uma fonte de infecção para humanos com esses parasitas3. Toxocara canis e Ancylostoma caninum são duas espécies parasitas que infectam cães e, acidentalmente, hospedeiros humanos. Atualmente, existem vários estudos sobre os locais onde esses helmintos são capazes de sobreviver e se reproduzir no México. A prevalência de Toxocara em cães varia de 0% a mais de 87% nos Estados Unidos, México, América Central e Caribe4. Toxocara canis e Ancylostoma spp., assim como outras espécies parasitárias em cães, foram previamente relatadas no México 5,6,7,8,9,10,11,12,13 (Tabela 1).
<table border="1" fo:font-size="8px" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Espécies parasitárias</td>
			<td>Região</td>
			<td>Prevalência (%)</td>
			<td>Referência</td>
		</tr><tr><td rowspan="4">Ancilostoma caninum</td>
			<td>Querétaro</td>
			<td>42.90</td>
			<td>5</td>
		</tr><tr><td>Tabasco</td>
			<td>15.90</td>
			<td>6</td>
		</tr><tr><td>Campeche</td>
			<td>35.7 – 42.9</td>
			<td>7</td>
		</tr><tr><td>Yucatán</td>
			<td>73.8</td>
			<td>8</td>
		</tr><tr><td rowspan="2">Babesia</td>
			<td>Morelos</td>
			<td>13.60</td>
			<td rowspan="2">9</td>
		</tr><tr><td>Veracruz</td>
			<td>10.00</td>
		</tr><tr><td>Oocistos coccidianos</td>
			<td>Yucatán</td>
			<td>2.30</td>
			<td>8</td>
		</tr><tr><td>Ctenocefalias</td>
			<td>Morelos</td>
			<td>30.3</td>
			<td>10</td>
		</tr><tr><td>Dipylidium caninum |</td>
			<td>Yucatán</td>
			<td>2.30</td>
			<td>8</td>
		</tr><tr><td>Dirofilaria</td>
			<td>Yucatán</td>
			<td>7.0 – 8.3</td>
			<td>11</td>
		</tr><tr><td rowspan="2">Giardia</td>
			<td>Tabasco</td>
			<td>3.00</td>
			<td>6</td>
		</tr><tr><td>Yucatán</td>
			<td>18.8</td>
			<td>8</td>
		</tr><tr><td>Leishmania</td>
			<td>Chiapas</td>
			<td>19.00</td>
			<td>12</td>
		</tr><tr><td>Tapeworms</td>
			<td>Baixa Califórnia</td>
			<td>6.79</td>
			<td>13</td>
		</tr><tr><td rowspan="2">Toxocara canis |</td>
			<td>Querétaro</td>
			<td>22.10</td>
			<td>5</td>
		</tr><tr><td>Yucatán</td>
			<td>6.20</td>
			<td>8</td>
		</tr><tr><td>Trichuris vulpis</td>
			<td>Yucatán</td>
			<td>25.40</td>
			<td>8</td>
		</tr><tr><td rowspan="6">Trypanosoma</td>
			<td>Jalisco</td>
			<td>8.10</td>
			<td rowspan="6">9</td>
		</tr><tr><td>Campeche</td>
			<td>7.60</td>
		</tr><tr><td>Chiapas</td>
			<td>4.5 – 42.8</td>
		</tr><tr><td>Quintana roo</td>
			<td>20.1 – 21.3</td>
		</tr><tr><td>Toluca</td>
			<td>17.50</td>
		</tr><tr><td>Yucatán</td>
			<td>9.8 – 34</td>
		</tr></tbody></table>Tabela 1: Prevalência regional (%) de parasitas de cães no México de 2001 a 2020. Os resultados de investigações anteriores conduzidas de 2001 a 2020 permitiram a identificação da distribuição de parasitas caninos em vários ambientes urbanos e rurais no México. Estes estudos fornecem uma compreensão profunda dos elementos epidemiológicos favoráveis à persistência de parasitas caninos em diferentes ecossistemas, contribuindo para uma avaliação abrangente do impacto zoonótico de algumas espécies de parasitos.
Estágios do ciclo de vida de parasitas intestinais, como ovos, cistos, oocistos ou larvas podem ser encontrados em amostras de fezes. Assim, o exame do material fecal fornece informações valiosas sobre os parasitas de um animal. A necessidade de um método para detectar ovos de Ancylostomidae em fezes humanas levou ao uso do esfregaço fecal simples em 1878, que foi usado por muitos anos para detectar parasitas gastrintestinais, mas foi considerado pouco sensível. Assim, surgiu a necessidade de desenvolver melhores métodos copromicroscópicos14. Mais de 100 anos se passaram desde que a técnica de flotação para recuperação e contagem de ovos de parasitas em amostras fecais foi descrita pela primeira vez15. Desde então, vários métodos e variantes da técnica de flotação têm sido considerados um padrão para a detecção de alguns parasitas em seus hospedeiros.
Por exemplo, Lane descreveu um método em 1924 envolvendo a técnica de flotação centrífuga direta, que integra centrifugação seguida de flutuação do sedimento em uma solução saturada de cloreto de sódio com SpG 1,2 em 1 g (Lane) ou 10 g (modificação de Stoll). A técnica de flotação foi posteriormente modificada utilizando-se soluções com diferentes SpG14. Em 1939, Gordon e Whitlock relataram as desvantagens da técnica de Stoll devido à interferência de detritos na visualização de ovos de parasitas e desenvolveram o método quantitativo conhecido como McMaster16. Em 1979, O'Grady e Slocombe demonstraram que a gravidade específica da solução, o tempo e as malhas dos filtros afetam a precisão da detecção de ovos pela técnica de flotação17. Durante as últimas décadas, devido a várias modificações que foram feitas na técnica de flotação, há uma necessidade urgente de padronização dos métodos de flotação. Atualmente, a detecção de helmintos caninos no contexto da prevenção de parasitas zoonóticos é necessária para a aplicação de tratamentos anti-helmínticos apropriados para limitar a contaminação ambiental com estágios infecciosos de nematoides zoonóticos18.
Dentre os métodos qualitativos, a técnica de flutuação fecal é amplamente utilizada e aceita por não necessitar de muitos equipamentos, ser simples, barata e reprodutível; no entanto, tem uma grande desvantagem na falta de sensibilidade quando a intensidade da infecção é baixa19. A capacidade de revelar a presença de um maior número de elementos parasitários, como ovos, oocistos, cistos ou larvas de nematoides, é geralmente determinada pela densidade da solução20.
Relatos prévios compararam técnicas coproparasitológicas para a detecção de ovos de nematoides caninos. Com relação à detecção de protozoários móveis, são utilizados esfregaços fecais diretos; enquanto os métodos de sedimentação são úteis para diagnosticar ovos pesados de parasitas como trematódeos21. Um dos testes diagnósticos de campo mais utilizados é o esfregaço fecal. No entanto, o baixo nível de sensibilidade dessa técnica pode ser atribuído ao fato de conter detritos que interferem na detecção de ovos do parasita. Ao incorporar uma etapa de peneiramento juntamente com soluções que fornecem a SpG adequada, o método de flotação oferece uma observação mais clara e menos desordenada dos ovos de ascarida e ancilostomíase. Isso leva a um processo mais preciso e eficiente para o rastreamento microscópico22. Da mesma forma, técnicas de flotação simples e centrífuga direta são muito comumente utilizadas para recuperar ovos e oocistos doparasita14. Os métodos clássicos de flotação podem ser considerados qualitativos ou quantitativos dependendo do uso de uma câmara de contagem como o método de McMaster15. No entanto, como a técnica de flotação tem baixa sensibilidade e se concentra na detecção de parasitas no período de patente, resultados negativos não devem ser considerados conclusivos. No entanto, a precisão não depende apenas do procedimento de preservação de amostras fecais ou do SpG das soluções de flotação, mas também depende da proficiência técnica e experiência na realização de exames fecais do usuário.
Consequentemente, outros métodos têm sido explorados para a detecção de parasitas caninos nas fezes. Tem sido geralmente reconhecido que uma das abordagens mais utilizadas para o diagnóstico de helmintos intestinais em cães é a técnica FLOTAC, um método multivalente, sensível e acurado que produz resultados precisos e confiáveis para o diagnóstico de A. caninum em cães quando comparado a um protocolo de flutuação em tubo e à técnica de McMaster19, 23º. Os métodos de sedimentação são úteis para a recuperação de ovos de fluke, ovos embrionados de nematoides e a maioria dos ovos de tênia, que não podem ser recuperados na superfície de uma solução de flutuação porque essas estruturas não flutuam24. Um método que tem se mostrado superior às técnicas de flotação/sedimentação é o método de Flotação Centrífuga Dupla Modificada, pois permite a detecção de ovos de cestoide nas fezes, é menos demorado, separa ovos de Anoplocephala de detritos fecais e diminui a cristalização25. Além disso, essa técnica tem sido utilizada com sucesso para detectar ovos de ascarid com altasensibilidade26. No entanto, algumas dessas técnicas e métodos centrífugos mencionados, como o Ovassay, ao contrário do protocolo de flotação que propomos neste estudo, requerem a preservação da amostra em reagentes como formalina, kits comerciais, processamento de amostras em condições de laboratório e o uso de reagentes como o sulfato de zinco27, que são caros e requerem procedimentos especiais de descarte para evitar toxicidade ambiental.
O uso de técnicas que aumentem a sensibilidade do método de flotação pela adição de soluções com alta SpG tem sido favorecido recentemente. No entanto, deve-se considerar que a desvantagem dessas soluções é o aumento de detritos no preparo final e, consequentemente, a detecção imprecisa de ovos do parasita. Além disso, a disponibilidade comercial de materiais, reagentes, custo, questões de impacto ambiental e dificuldade de uso de métodos centrífugos afetam a seleção de uma técnica de flotação14, o que pode ser desafiador em condições de campo em contraste com o protocolo que apresentamos neste trabalho. O preparo das soluções de flotação com sal de cozinha é vantajoso em relação à utilização do açúcar, pois, em condições de campo, o açúcar atrai insetos como vespas e abelhas e as preparações tornam-se pegajosas. Além disso, soluções como fenol, que é adicionado a soluções de açúcar para evitar aderência, ou ZnSO4são complexas de descartar corretamente de acordo com as diretrizes de proteção ambiental e não podem ser descartadas no campo; ao contrário de uma solução de sal de cozinha.
O objetivo deste manuscrito é demonstrar os passos para a detecção de ovos de T. canis e Ancylostoma spp., em amostras fecais, utilizando uma adaptação da técnica de flutuação simples em condições de campo e laboratório. Seguindo o protocolo aqui descrito e utilizando um microscópio com bateria reserva, o diagnóstico desses parasitas zoonóticos caninos em áreas rurais e suburbanas é possível quando não há equipamentos e infraestrutura laboratorial disponíveis. O método de flutuação simples descrito neste trabalho pode fornecer resultados rápidos e é uma técnica não invasiva e custo-efetiva para triagem de rotina.

<table><tbody><tr><td>3 x pilhas recarregáveis AA de 1,2 V</td><td>Energizer</td><td></td><td>Vendido em lojas de varejo</td></tr><tr><td>Queimador de Bunsen</td><td>Viresa</td><td>FER-M224</td><td></td></tr><tr><td>Copo de vidro descartável de 12 oz</td><td>Uline México</td><td>S-22275</td><td>Vendido em lojas de varejo</td></tr><tr><td>Lâminas de vidro</td><td>Velab, México</td><td>VEP-P20</td><td></td></tr><tr><td>Alça de inoculação</td><td>VelaQuin, México</td><td>CRM-5010PH&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Microscópio de Luz</td><td>VelaQuin, México</td><td>VE-B2</td><td></td></tr><tr><td>Isqueiro</td><td>Bic</td><td>J25</td><td>Vendido em lojas de varejo</td></tr><tr><td>Um copo de plástico (12 oz)</td> <td>Amazon</td><td>ASIN B08C2CRHSH</td><td>Pode ser qualquer copo de plástico reutilizável de cozinha</td></tr><tr><td>Copos de plástico&nbsp; (tamanho de um copo de amostra de dados ou urina) diâmetro 5,5 cm e altura 8,5 cm, dois copos</td><td>Amazon</td><td>Layhit-Containers-ZYHD192919</td><td>Pode ser qualquer copo de plástico reutilizável de cozinha</td></tr><tr><td>Coador de plástico 10 cm</td><td>Ecko</td><td>ASIN B00TUAAVWI</td><td>Pode ser qualquer coador de plástico de cozinha</td></tr><tr><td></td><td>Garrafa de refrigerante Coca-Cola</td><td>1 litro</td><td>Vendido em lojas de varejo</td></tr><tr><td>Colher</td><td>Amazon Basics</td><td>ASIN B00TUAAVWI</td><td>Pode ser qualquer colher de cozinha</td></tr><tr><td>Sal de mesa</td><td>La Fina</td><td></td><td>Vendido em lojas de varejo</td></tr></tbody></table>

um método simples de flutuação fecal para o diagnóstico de nematoides zoonóticos em condições de campo e laboratório

A Simple Fecal Flotation Method for Diagnosing Zoonotic Nematodes Under Field and Laboratory Conditions

O diagnóstico de parasitas caninos com potencial zoonótico como Toxocara canis e Ancylostoma caninum em condições de campo é geralmente difícil devido ao acesso limitado a um laboratório em áreas rurais e suburbanas no México. Este estudo teve como objetivo detectar T. canis e Ancylostoma spp em amostras fecais coletadas de cães no México de 2017 a 2021 em condições de campo. O cálculo do tamanho da amostra resultou em uma meta de inscrição de 534 cães em todo o país.
As amostras foram coletadas diretamente do reto ou do solo após a defecação. As amostras foram armazenadas em sacos plásticos individuais, hermeticamente fechados, a 4 °C. Uma solução saturada de cloreto de sódio (gravidade específica [SpG] 1,20) foi preparada em condições de campo e laboratório. Dentro de 3 dias após a coleta, 2-4 g de fezes foram testadas para parasitas usando um método de flutuação, suspendendo cada amostra fecal em uma solução salina. As fezes foram misturadas com a solução de flutuação e trituradas com uma colher de metal.
Uma vez obtida uma consistência uniforme, a amostra fecal foi vertida em um novo copo plástico usando uma peneira e deixada descansar por 10-15 min. Três gotas do topo da mistura foram coletadas usando uma alça de inoculação esterilizada. As lâminas foram colocadas no microscópio e os parasitos foram identificados por parasitologistas treinados. Amostras fecais de 1.055 cães foram triadas microscopicamente. O número de amostras positivas para Ancylostoma spp foi de 833 (78,95% de frequência) e 222 (21,04%) para T. canis. Estes resultados ilustram a importância da identificação de helmintos zoonóticos em cães que vivem em áreas urbanas e rurais no México usando uma técnica coproparasitoscópica em laboratório e em condições de campo.

Neste trabalho, são descritos procedimentos de coleta e coproparasitoscopia para identificação de T. canis e Ancylostoma spp. A lógica por trás da adaptação do método simples de flutuação fecal para detectar ovos de helmintos caninos é que essa técnica é custo-efetiva, pois as soluções, equipamentos e materiais são baratos. Assim, o método tem uma alta capacidade de manipulação de amostras, pois múltiplas amostras podem ser processadas em um curto período. Além disso, o método simples de flutuação fecal...

Este trabalho descreve o uso de um método de flutuação para identificar Toxocara canis e Ancylostoma spp., detectados em amostras fecais coletadas de cães no México de 2017 a 2021 em condições de campo.

Um método simples de flutuação fecal para o diagnóstico de nematoides zoonóticos em condições de campo e laboratório

Diagnosis of canine parasites with zoonotic potential such as Toxocara canis and Ancylostoma caninum under field conditions is usually difficult due to ...

Atualmente, um estudo de geolocalização nacional dos parasitos zoonóticos de cães está sendo realizado para implementar estratégias de controle e prevenção dessas doenças. A existência de uma grande variedade de ecossistemas no México influencia a frequência de infecções parasitárias em cães. Portanto, é necessário realizar um trabalho de campo e identificar esses parasitas para poder propor diretrizes de vermifugação região-específicas de acordo com a epidemiologia de cada parasita.A técnica de flutuação simples não é sensível o suficiente para detectar ovócitos de Cryptosporidium, cistos de Giardia ou tricuríase. Propomos um procedimento de concentração para melhor detecção coproparasitoscópica destes parasitas. Esta técnica pode acelerar e facilitar o diagnóstico de infecção por helmintos em cães em áreas onde não há infraestrutura ou equipamento laboratorial disponível.Achados e recomendações de vermifugação podem ser prescritos imediatamente após cada exame microscópico. Este protocolo pode ser útil na realização de exames fecais de rotina em condições de campo ou laboratório para estimar as frequências de infecções por Toxocara canis e Ancylostoma em cães.

a-simple-fecal-flotation-method-for-diagnosing-zoonotic-nematodes

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Imunologia e Infecção

Este artigo descreve vários procedimentos para ratos e camundongos de triagem para detectar endo-ou ectoparasitism. Vários ensaios de diagnóstico será demonstrado, tanto os adequados para uso de animais vivos e aqueles usados ​​após a eutanásia do animal. Fotografias para auxiliar na identificação de parasitas ratos e camundongos serão incluídos.

Diagnóstico de Ecto e Endoparasitas em ratos de laboratório e Ratos

A infecção crônica por helmintos solo-transmissíveis (STHS) provoca má absorção, baixa estatura, e desperdiçando na criança em crescimento. Assim, é plausível que estas infecções também reduzir a aptidão física das crianças. Aqui, visualizamos duas técnicas para o diagnóstico de STHS e os 20 metros de teste shuttle run para avaliar aptidão física das crianças.

Determinação do solo transmitida Estado de infecção por helmintos e Aptidão Física de crianças em idade escolar

Visualizando bactérias em nematóides por microscopia de fluorescência

Este vídeo demonstra um método para quantificar a infecção fúngica em larvas de peixe-zebra. Os esporos de fungos são microinjetados no ventrículo larval do rombencéfalo e as larvas são incubadas para permitir o desenvolvimento da infecção. As larvas infectadas são colhidas em intervalos definidos e o progresso da infecção é avaliado pela enumeração das unidades formadoras de colônias.

Uma técnica para quantificar a infecção fúngica em larvas de peixe-zebra

Os animais selvagens são comumente parasitados por uma ampla gama de helmintos. Os quatro principais tipos de helmintos são "lombrigas" (nematóides), "vermes de cabeça espinhosa" (acantocéfalos), "vermes" (trematódeos) e "tênias" (cestóides). Aqui descrevemos como os helmintos são coletados de um animal vertebrado e como eles são preservados e taxonomicamente identificados.

Coleta e identificação de helmintos da vida selvagem

O objetivo do presente protocolo é medir o tempo de trânsito de fluorescente etiquetado alimento através do intestino de zebrafish larval de forma alto throughput.

Elevado-throughput medição de tempo de trânsito do intestino usando Zebrafish Larval

Este protocolo descreve um método para extrair eficientemente nematoides vivos de substratos naturais no campo.

Isolamento Rápido de Nematoides Selvagens por Baermann Funnel

Este protocolo pode ser usado para realizar levantamentos ecológicos em larga escala de nematodes caenorhabditis autodes . A principal vantagem desse método é a eficiente organização e análise de dados ecológicos e moleculares associados aos nematoides coletados da natureza.

Uma abordagem altamente escalável para realizar pesquisas ecológicas de nematodes de caenorhabditis

Micróbios intestinais, incluindo bactérias extracelulares e patógenos intracelulares como o vírus Orsay e microsporídios (fungos), são frequentemente associados a nematoides selvagens de Caenorhabditis . Este artigo apresenta um protocolo para detecção e quantificação de micróbios que colonizam e/ou infectam nematoides de C. elegans e para medir a carga de patógenos após infecções controladas em laboratório.

Hibridização in situ por fluorescência de RNA (FISH) para visualizar colonização microbiana e infecção em intestinos de Caenorhabditis elegans

As infecções parasitárias representam um desafio significativo para a saúde pública, especialmente em países e regiões em desenvolvimento. Este estudo compara um Analisador Fecal Automático para avaliar sua eficácia diagnóstica com a do método tradicional de Microscopia Direta de Esfregaço Úmido.

Análise Comparativa do Analisador Fecal Automático versus Microscopia Direta de Esfregaço Úmido para Detecção de Infecções Parasitárias em Amostras de Fezes

Este estudo avaliou as atividades biológicas de extratos de Tithonia diversifolia usando métodos baseados em radicais e um ensaio de eclosão de ovos in vitro (EHA) para avaliar seus efeitos sobre nematóides gastrointestinais em pequenos ruminantes. A metodologia e os principais achados são descritos, destacando o potencial desses extratos para o controle de parasitas.

Avaliação das propriedades antioxidantes e anti-helmínticas de extratos de Tithonia diversifolia contra ovos de nematóides gastrointestinais usando ensaios in vitro

Aprenda um método de flutuação fecal para diagnosticar nematoides zoonóticos em cães usando amostras de campo. Esta técnica facilita a identificação de Toxocara canis e Ancylostoma spp. em áreas sem infraestrutura laboratorial.

Um método simples de flutuação fecal para o diagnóstico de nematoides zoonóticos em condições de campo e laboratório

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