Name: Otimização do Método de Oclusão da Artéria Cerebral Média Longa para Reperfusão Completa (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-11-22T13:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 18 s
Description: Aprenda o método modificado de oclusão da artéria cerebral média em camundongos para pesquisa de acidente vascular cerebral isquêmico. Este protocolo aprimora a reperfusão completa e a reprodutibilidade dos resultados.

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Todo o manejo e procedimentos dos animais foram aprovados pelo Comitê de Licenciamento de Ética da Faculdade de Medicina da Universidade de Zagreb e pelo Comitê de Ética para a proteção de animais usados para fins científicos do Ministério da Agricultura da República da Croácia. Os procedimentos experimentais foram conduzidos de acordo com a Lei Croata de Proteção Animal (NN 102/17, 32/19), Emendas à Lei de Proteção Animal (NN 37/13) e as Diretrizes sobre a Proteção de Animais Usados para Fins Científicos (NN 55/13) que estão de acordo com o Guia Europeu para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório (Diretiva 2010/63/UE).
1. Preparação do animal e do sítio cirúrgico
<ol><li>Colocar o animal em uma caixa knock-out e induzir a anestesia com 5% de isoflurano em uma mistura de oxigênio/nitrogênio (proporção 1:2).</li>
	<li>Depois de inspecionar visualmente o estado de consciência e a frequência respiratória do animal, leve-o a uma balança de laboratório e pese-o.</li>
	<li>Verifique o reflexo beliscando a pele interdigital de um membro inferior para garantir a profundidade adequada da anestesia.</li>
	<li>Posicione o animal na mesa de operação aquecida e coloque o nariz na máscara de anestesia. Defina a temperatura inicial da mesa de operação para 36 °C e ajuste-a para manter a temperatura corporal do animal em 37 °C (medida por meio de uma sonda retal introduzida em etapas posteriores). Ao longo de todas as etapas subsequentes, ajuste a fração de volume do isoflurano para manter a frequência respiratória do animal em 100 respirações / min. NOTA: Todas as superfícies e materiais em contato direto com o animal devem ser desinfetados completamente antes do procedimento.</li>
	<li>Aplique pomada ocular nos olhos do animal para protegê-los da desidratação e do gás isoflurano.</li>
	<li>Vire o animal de costas e estenda o pescoço colocando um pequeno travesseiro feito de fita cirúrgica embaixo dele.</li>
	<li>Prenda os membros do animal no lugar usando fita cirúrgica. Tome cuidado para não estender muito os membros anteriores para não causar luxação da articulação do ombro inadvertidamente.</li>
	<li>Lubrifique a sonda retal usando vaselina branca e insira-a no reto para medição contínua da temperatura corporal. Prenda a sonda no lugar junto com a cauda usando fita cirúrgica.</li>
	<li>Aplicar uma injeção pré-operatória de solução salina e buprenorfina (0,5 mg/kg) por via intraperitoneal para manter o animal bem hidratado e sob analgesia durante o procedimento.</li>
	<li>Raspe o pelo do animal na região do pescoço usando uma tosquiadeira sem fio. Colete todo o pelo raspado usando pedaços de fita cirúrgica. Além disso, raspe a região com uma navalha para deixá-la completamente livre de pelos.</li>
	<li>Escolha um filamento MCAO com base no peso e/ou idade do animal medido. Retire-o do recipiente e coloque-o em uma placa de Petri em local visível. Coloque uma gota de solução salina na parte de silicone do filamento para mantê-lo limpo e livre de poeira. NOTA: A espessura do revestimento de silicone do filamento deve ser escolhida de acordo com as recomendações oficiais do fabricante no caso de um mouse de 12 a 16 semanas. Além disso, o comprimento do revestimento de silicone deve ser cuidadosamente planejado com antecedência, dependendo do tamanho da área de irrigação a ser ocluída (consulte Discussão).</li>
	<li>Coloque uma cortina cirúrgica limpa sobre a mesa de operação.</li>
	<li>Aplique uma gota de Betadine na pele raspada do animal. Use um cotonete para esfregar o desinfetante na pele de forma circular de dentro para fora. Depois, faça o mesmo com um cotonete embebido em etanol. Repita esta etapa 3 vezes com um novo par de cotonetes estéreis para cada repetição.</li>
	<li>Aplique um pouco de gel de lidocaína na região desinfetada do futuro local da incisão para analgesia local da ferida.</li>
</ol>2. Cirurgia de indução de isquemia
<ol><li>Faça uma incisão inicial na pele desinfetada usando um bisturi. Mantenha o número de golpes de incisão na pele no mínimo para facilitar a cicatrização da ferida cirúrgica. NOTA: Todos os instrumentos devem ter sido previamente esterilizados. O leitor deve consultar suas diretrizes institucionais para o uso de luvas estéreis ou cirúrgicas.</li>
	<li>Usando pinças tipo 7 e 5, rasgue a fáscia superficial e descole as glândulas salivares do tecido subjacente. NOTA: Sempre avance com uma pinça fechada e estenda-a enquanto se afasta para afastar o tecido. Dessa forma, os espaços anatômicos podem ser percorridos com o mínimo de trauma tecidual.</li>
	<li>Coloque o afastador de fio em sua posição inicial, garantindo que as glândulas salivares não interfiram nas etapas subsequentes.</li>
	<li>Remova a fáscia profunda do pescoço usando uma pinça Tipo 7 e descole os músculos esternocleidomastóideos da região carotídea para reposicionar o afastador.</li>
	<li>Reposicione o afastador para alcançar os músculos esternocleidomastóideos para permitir o acesso à região carotídea.</li>
	<li>Ressece o músculo omo-hióideo para permitir uma visão clara e uma abordagem mais fácil da região carotídea.</li>
	<li>Liberte a artéria carótida e seus ramos da veia carótida e do nervo vago, que são mantidos juntos na fáscia carotídea. NOTA: Esta fáscia deve ser removida com cuidado para evitar ferir o nervo vago ou causar sangramento significativo.<ol><li>Aperte a fáscia carotídea na lateral da tríade carotídea e puxe-a suavemente lateralmente para identificar visualmente a artéria, o nervo, a veia e todos os ramos dos vasos sanguíneos circundantes.</li>
		<li>Enquanto puxa a fáscia lateralmente, usando uma pinça Tipo 5, separe a ACC do nervo e veia adjacentes até o ponto de ramificação e a veia tireoidiana superior, que cruza a ACC.</li>
		<li>Separe completamente a parte inferior do CCA do tecido subjacente e da fáscia, usando uma pinça curva Tipo 7, certificando-se de que esteja pronta para clampear em etapas futuras.</li>
		<li>Procedendo cranialmente na região acima do ponto de ramificação do CCA, rasgue a fáscia carotídea usando duas pinças.</li>
		<li>Da mesma forma, puxe a extremidade solta da fáscia carotídea medial e lateralmente para separar com precisão a ECA e a artéria carótida interna (ACI) da fáscia e do tecido circundante, respectivamente.</li>
		<li>Libere a ECA e a ACI do tecido subjacente usando uma pinça curva Tipo 7.</li>
	</ol></li>
	<li>Com o CCA cuidadosamente preparado com seus dois respectivos ramos, levante o ECA usando uma pinça curva tipo 7 e prenda-o com uma pinça de fechamento automático tipo N0.</li>
	<li>Abaixe a pinça de fechamento automático tipo N0 com cuidado na mesa de operação. NOTA: Para reposicionar o clampponto de ECA, às vezes é necessário soltar levemente a alça e empurrar o ponto de ramificação ECA caudalmente. Neste ponto, é importante garantir que mais de 1 mm de ECA permaneça entre o clampeamento ECA e o ponto de ramificação.</li>
	<li>Com o ECA preso e preso firmemente com uma pinça tipo N0, introduza dois fios de seda trançados atrás do ECA. NOTA: A rosca craniana fará o nó de ligadura e deve ser colocada cranialmente a partir do local de fixação.</li>
	<li>Amarre o fio craniano completamente, pois é permanente, e prenda o excesso de fio com uma tesoura.</li>
	<li>Amarre o fio caudal em um nó solto. NOTA: Deve ser colocado próximo ao ponto de ramificação ECA e mantido solto para a passagem do filamento MCAO.</li>
	<li>Usando microclipes vasculares, clampeie o CCA e o ICA para evitar sangramento após a arteriotomia. NOTA: É crucial garantir que o microclipe aplicado ao CCA tenha uma pegada forte o suficiente, pois o CCA é uma artéria pulsante de alto rendimento, e não fazê-lo pode resultar em sangramento abundante e morte do animal nas etapas posteriores.</li>
	<li>Usando uma tesoura de micro-mola, faça uma pequena arteriotomia logo abaixo do local de fixação do ECA. NOTA: A arteriotomia precisa ser grande o suficiente para que a parte de silicone do filamento entre, mas não maior que a metade da circunferência do ECA para não comprometer a tensão mantida pela pinça tipo N0.</li>
	<li>Com um ângulo correspondente ao do ECA, insira o filamento no local da arteriotomia em uma direção proximal ao CCA, passando pelo nó de fixação frouxo no local de ramificação do ECA e aderindo ao lúmen do CCA com o filamento.</li>
	<li>Aperte o nó de fixação ao redor da parte de silicone do filamento. NOTA: É necessário muito cuidado neste ponto, pois o filamento tende a escorregar para fora do ECA na metade da última manobra, e colocá-lo de volta nesse ponto é muito difícil.</li>
	<li>Abra cuidadosamente o microclipe ICA e remova-o.</li>
	<li>Com o filamento parcialmente inserido no ECA e preso, faça uma arteriotomia completa, soltando assim o coto do ECA com o filamento MCAO dentro. Neste ponto, solte a pinça de fechamento automático tipo N0 e remova-a.</li>
	<li>Com um conjunto de pinças tipo 5, aperte firmemente o coto ECA e levante-o ligeiramente. Enquanto segura o filamento parcialmente inserido com outra pinça, abaixe e puxe suavemente o coto ECA para orientar a extremidade interna do filamento em direção ao ICA. Nunca aperte a parte de silicone do filamento.</li>
	<li>Com uma pinça segurando o filamento, avance lentamente o filamento através do ICA em direção ao círculo de Wills. NOTA: O primeiro ponto de ramificação do ICA também é o único em que o operador pode perder o ponto de ramificação MCA desejado. Portanto, é necessário um ligeiro ângulo lateral de avanço para guiar o filamento até o ponto de ramificação do MCA. Com o leve ângulo lateral de avanço, o filamento se curva para longe da artéria pterigopalatina (APP) e torna a extremidade em avanço mais propensa a entrar no círculo de Willis (Figura 1).</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66720/66720fig01.jpg"> Figura 1: Uma ilustração do avanço do filamento de oclusão da artéria cerebral média além do ponto de ramificação da artéria pterigopalatina. O avanço adequado do filamento (à esquerda) é obtido orientando o filamento MCAO de tal forma que ele se apoie na parede lateral do ICA e se curve para longe do ponto de ramificação do PPA. Não fazer isso (à direita) pode resultar na entrada do filamento no PPA e não causar acidente vascular cerebral. Neste último caso, o filamento não será capaz de avançar tanto quanto deveria e o cirurgião deve retirar o filamento até que sua extremidade se torne visível no ponto de ramificação da ACI e começar a avançar o filamento novamente. As artérias de cor verde representam artérias comunicantes posteriores (PcomA), principalmente não patentes em camundongos. Criado com BioRender.com. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66720/66720fig01large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<ol start="21"><li>Avance lentamente o filamento MCAO através do círculo de Willis até sentir um aumento repentino na resistência. NOTA: Neste ponto, é importante observar o comprimento restante do filamento. O filamento deve avançar sem esforço a pelo menos 7 mm do ponto de ramificação ICA em um camundongo adulto.</li>
	<li>Aperte o nó de fixação para garantir que o filamento não seja deslocado durante a isquemia.</li>
	<li>Remova o clipe CCA e anote a hora. NOTA: Isso marca o início do início da isquemia.</li>
	<li>Compacte a extremidade solta do filamento MCAO no sulco entre o triângulo carotídeo e o músculo esternocleidomastóideo ipsilateral para que não se projete para fora da ferida cirúrgica.</li>
	<li>Remova o afastador de fio e aproxime as bordas da ferida cirúrgica. Deixe o local cirúrgico assentar por alguns segundos para que o tecido retorne à sua posição anatômica.</li>
	<li>Feche a ferida cirúrgica usando fechos de fita adesiva para facilitar a reabertura mais rápida da ferida após o período de isquemia. NOTA: Se um pesquisador deseja deixar o animal acordar durante o período de isquemia, recomenda-se suturar a ferida para evitar a reabertura prematura da ferida.</li>
</ol>3. Período de isquemia
<ol><li>Valide o sucesso da cirurgia usando ressonância magnética ou algum outro método quantitativo de medição de perfusão. NOTA: No caso de fazer uma ressonância magnética, a imagem ponderada em perfusão (PWI) deve mostrar isquemia crítica na região ampla da MCA e a imagem ponderada em difusão (DWI) deve delinear o local do coeficiente de difusão aparente (ADC) reduzido devido ao edema celular.</li>
	<li>Coloque o animal em uma gaiola limpa até que o período de isquemia termine.</li>
</ol>4. Cirurgia de retirada de filamento
<ol><li>Aproximadamente 5 minutos antes do término do tempo de isquemia alocado, posicione o animal e prenda-o novamente na mesa de operação.</li>
	<li>Remova os fechos da fita e reabra a ferida cirúrgica com o afastador de fio.</li>
	<li>Liberte a ponta solta do filamento MCAO do tecido circundante e das extremidades da rosca do nó de fixação.</li>
	<li>Com a pinça tipo N0, aperte e puxe a borda do coto ECA ventralmente para tensioná-lo. Abaixe cuidadosamente a pinça de pinça, semelhante ao primeiro procedimento cirúrgico. NOTA: O operador deve evitar apertar o nó de fixação, pois isso fará com que o nó não seja capaz de se desatar.</li>
	<li>Clamp o CCA novamente com um clipe microvascular.</li>
	<li>Usando uma pinça tipo 5, afrouxe o nó de fixação para permitir a retirada do filamento. NOTA: A melhor maneira de começar a afrouxar o nó é continuar apertando-o até que ele se separe em partes individuais e, em seguida, empurre as pontas da linha em direção ao nó.</li>
	<li>Retire lentamente o filamento MCAO até que a parte de silicone comece a sair do toco ECA. Aperte ligeiramente o nó de fixação para se preparar para a retirada completa do filamento.</li>
	<li>Quando estiver perto da extremidade de silicone do filamento, aperte o nó de fixação para que ele empurre o filamento MCAO para fora e feche o coto ECA em uma única manobra. Aperte o nó completamente depois que o filamento escorregar.</li>
	<li>Abra e remova a pinça de aperto junto com o clipe CCA. NOTA: Isso marca o fim do período de isquemia e o início do processo de reperfusão.</li>
	<li>Remova o afastador de fio e junte as bordas da ferida cirúrgica novamente.</li>
	<li>Suturar a ferida cirúrgica a partir da periferia, fechando a ferida completamente sem nenhum tecido subjacente visível. NOTA: O número de suturas necessárias depende do tamanho da ferida cirúrgica.</li>
	<li>Limpe e desinfete o local da cirurgia usando lenços umedecidos com álcool.</li>
</ol>5. Cuidados pós-cirúrgicos
<ol><li>Coloque o animal em uma gaiola limpa e deixe-o acordar espontaneamente da anestesia.</li>
	<li>Coloque alimentos peletizados no fundo da gaiola para facilitar o acesso. Amoleça os pellets de alimentos usando água potável. Encha uma pequena placa de Petri com água potável e leve-a também para o chão da gaiola.</li>
	<li>Nas próximas 48 h, injete 0,25 mL de solução salina com buprenorfina (0,5 mg/kg) a cada 24 h por via intraperitoneal.</li>
</ol>

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<li>Trueman, R. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+critical+re-examination+of+the+intraluminal+filament+mcao+model%3A+impact+of+external+carotid+artery+transection%5BTitle%5D)+AND+%22Transl+Stroke+Res%22%5BJournal%5D)">A critical re-examination of the intraluminal filament mcao model: impact of external carotid artery transection.</a> Transl Stroke Res. 2 (4), 651-661 (2011).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Solução cutânea Betadine 10g / 100ml</td><td>Alcalóide Skopje</td><td>N / A</td><td></td></tr><tr><td>Sutura de seda trançada</td><td>Fine Science Tools</td><td>18020-60</td><td></td></tr><tr><td>Sutura Dafilon 5/0 DS16</td><td>B. Braun</td><td>C0936154</td><td></td></tr><tr><td>Dolokain 20 mg / g gel</td><td>Jadran-Galenski Laboratorij</td><td>N / A</td><td></td></tr><tr><td>Dumont # 5 fórceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-20</td><td>2 peças</td></tr><tr><td>Pinça Dumont #7</td><td>Ferramentas de Belas Ciências</td><td>11271-30</td><td></td></tr><tr><td>Pinça de fechamento automático Dumont N0</td><td>Ferramentas de Belas Ciências</td><td>11480-11</td><td></td></tr><tr><td>Fita Cirúrgica Durapore 1,25cm x 9,1m</td><td>3M</td><td>7100057169</td><td></td></tr><tr><td>Fita Cirúrgica Durapore 2,5cm x 9,1m</td><td>3M</td><td>7100057168</td><td></td></tr><tr><td>Termostato externo</td><td>Petnap</td><td>1012536</td><td></td></tr><tr><td>Porta-agulhas Halsey</td><td>Fine Science Tools</td><td>12500-12</td><td></td></tr><tr><td>Esterilizador de contas quentes</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-50</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura de íris</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060-10</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano USP</td><td>Piramal cuidados intensivos</td><td>N / A</td><td></td></tr><tr><td>Monitor Doppler a laser</td><td>Moor</td><td>MOORVMS-LDF2</td><td></td></tr><tr><td>Metal Pet Heat Pad</td><td>Petnap</td><td></td><td></td>1012525</tr><tr><td>Micro Vannas tesoura de mola</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-00</td><td></td></tr><tr><td>Mini-colibri retrator</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000-01</td><td></td></tr><tr><td>Pomada para os olhos Recugel</td><td>Bausch& Lomb</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>S& T B-1 micro braçadeira de vaso</td><td>Ferramentas de Belas Ciências</td><td>00396-01</td><td>2 peças</td></tr><tr><td>S& Pinça de aplicação de micro braçadeira</td><td>T Fine Science Tools</td><td>00071-14</td><td></td></tr><tr><td>Schwartz micro serrefines</td><td>Fine Science Tools</td><td>18052-01</td><td></td></tr><tr><td>Stemi DV4 Spot microscópio estéreo</td><td>Zeiss</td><td>000000-1018-453</td><td></td></tr><tr><td>Steri-Strip Reinforced Adhesive Skin Closures 3 mm x 75 mm</td><td>3M</td><td>7100236545</td><td></td></tr><tr><td>Pinça de tecido reto</td><td>Fine Science Tools</td><td>11023-10</td><td></td></tr><tr><td>SZX Stand Arm</td><td>Olympus</td><td>SZ2-STS</td><td></td></tr><tr><td>Tec III 300 série vaporizador calibrado</td><td>Vaporizador Vendas e Serviços inc.</td>N<td>/A</td><td></td></tr><tr><td>Suporte Universal Tipo 2</td><td>Olympus</td><td>SZ2-STU2</td><td></td></tr><tr><td>VetFlo Suporte de Anestesia de Seis Canais</td><td>Kent Scientific</td><td>VetFlo-1225</td><td>Modificado para mistura de O2/N2</td></tr></tbody></table>

otimização do método de oclusão da artéria cerebral média longa para reperfusão completa

Optimization of the Longa Middle Cerebral Artery Occlusion Method for Complete Reperfusion

Exames de ressonância magnética intraoperatórios ou pós-operatórios, especificamente exames de imagem ponderada em perfusão (PWI) e/ou imagem ponderada por difusão (DWI) (Figura 2) podem oferecer prova definitiva de um procedimento bem-sucedido. A PWI intraoperatória mostra isquemia crítica na região da ACM ipsilateral, confirmando que a colocação do filamento resultou em oclusão completa. A PWI pós-operatória de um procedimento bem-sucedido exibe hiperperfusão no núcleo da lesão, bem como algum grau de reperfusão nas bordas da região da ACM. As lesões de DWI intraoperatórias correspondem às regiões isquêmicas observadas na PWI intraoperatória. As lesões de DWI pós-operatórias exibem encolhimento em direção ao núcleo da lesão isquêmica, acompanhada por uma diminuição significativa no coeficiente de difusão aparente da lesão, tornando-a mais escura do que as lesões de DWI intraoperatórias e o tecido cerebral reperfundido circundante. As varreduras anatômicas T2 padrão, tanto intraoperatórias quanto pós-operatórias, geralmente não mostram nada digno de nota, a menos que ocorra hemorragia induzida por filamento
(Figura 3). Nesses casos, as varreduras PWI e DWI revelam isquemia incompleta ou inexistente.
O processo de reperfusão segue nas próximas 48 horas, e confirma-se que ocorreu em exames de ressonância magnética realizados no segundo dia após o procedimento (Figura 2, CBF no dia 2). Os exames de PWI mostram reperfusão completa no local da lesão com leve hiperperfusão no núcleo da lesão. As varreduras DWI mostram várias regiões de coeficientes de difusão aparentes reduzidos devido à formação de edema cerebral. As varreduras anatômicas em T2 indicam regiões hiperintensas de edema envolvendo regiões de ACM, sem envolvimento de regiões não ACM, como o hipocampo.
Ao acordar, o animal exibe sinais claros de AVC agudo. Os sintomas comportamentais comuns incluem aumento do tônus muscular na lateral da lesão, fazendo com que o animal flexione o tronco nessa direção. Circular e girar na direção ipsilateral também são sinais claros de um AVC agudo. A ataxia da marcha geralmente sugere o envolvimento do hipocampo no volume da lesão isquêmica. No entanto, esse sintoma pode não ter especificidade na fase hiperaguda devido aos efeitos colaterais da anestesia com isoflurano. Nos dias subsequentes, o animal deve desenvolver flexão do membro anterior ipsilateralmente e piora do estado postural, acompanhada de ausência do reflexo do bigode. A taxa de mortalidade atinge o pico em torno de 3 dias após o procedimento devido ao edema cerebral. A fase crônica começa depois que o edema cerebral começa a se resolver. Durante esse período, o animal pode apresentar retenção de urina. Por esse motivo, é importante inspecionar o animal quanto à rigidez da bexiga, bem como uma tampa firme na saída uretral. Na maioria das vezes, esse problema pode ser resolvido massageando suavemente a bexiga para facilitar a micção. Os sinais de recuperação de peso geralmente aparecem nos primeiros 7 dias após o início do AVC.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66720/66720fig02.jpg"> Figura 2: Exemplo representativo de um MCAO bem-sucedido com reperfusão completa confirmada com exames de ressonância magnética. CBF, ADC e T2w significam mapas de fluxo sanguíneo cerebral, mapas de coeficiente de difusão aparente e exames anatômicos ponderados em T2, respectivamente. IntraOP, pós-operatório e D02 significam 3 momentos diferentes de imagem após o início da isquemia, após o início da reperfusão e no segundo dia após a MCAO, respectivamente. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66720/66720fig02large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66720/66720fig03.jpg"> Figura 3: Exames de ressonância magnética representativos de uma hemorragia induzida por filamento durante o procedimento MCAO. CBF, ADC e T2w significam mapas de fluxo sanguíneo cerebral, mapas de coeficiente de difusão aparente e exames anatômicos ponderados em T2, respectivamente. IntraOP, pós-operatório e D02 significam 3 momentos diferentes de imagem: após o início da isquemia, após o início da reperfusão e no segundo dia após a MCAO, respectivamente. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66720/66720fig03large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66720/66720fig04.jpg"> Figura 4: Uma ilustração da colocação adequada do filamento no ramo médio da artéria cerebral. Na maioria dos casos, a parte de silicone do filamento (de cor branca) fica alojada na parte proximal da artéria cerebral anterior (ACA) cerca de 2 mm além do ponto de ramificação da MCA. Normalmente, a região cerebral da ACA não é afetada em camundongos, pois a ACA se junta à contralateral em um ACA ázigos singular. As artérias afetadas são mostradas em cinza. À esquerda, a CCA é deixada patente durante o período de isquemia, fornecendo sangue a todos os ramos da ACI até a MCA que é ocluída com a parte de silício do filamento. À direita, o filamento é posicionado de forma idêntica, exceto que a ligadura da CCA é mantida durante o período de isquemia. Devido ao PcomA (cor verde) não ser patente na maioria dos casos, se a ligadura CCA for mantida, o AVC envolve de forma não seletiva a maior parte do hemisfério ipsilateral via MCA, AchA, VTA, HTA e PCA. Nesses casos, também podem ser observados sinais de enfarte agudo do olho (leucocoria e anisocoria) devido ao bloqueio do PPA. Criado com BioRender.com. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66720/66720fig04large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

Otimização do Método de Oclusão da Artéria Cerebral Média Longa para Reperfusão Completa

The middle cerebral artery occlusion model serves as the primary animal model for studying ischemic stroke. Despite being used in research for over three ...

optimization-longa-middle-cerebral-artery-occlusion-method-for

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

O intraluminal cerebral média de oclusão da artéria modelo (MCAO) é o modelo mais freqüente dentre os modelos experimentais acidente vascular cerebral isquêmico. Aqui vamos demonstrar todo o modelo em detalhes com o guia de Laser Doppler fluxometria, e os resultados do seu representante.

Intraluminal artéria cerebral média Oclusão Model (MCAO) para Acidente Vascular Cerebral Isquêmico com Laser Doppler Fluxometria Orientação em Ratos

Existem evidências, que o pré-condicionamento isquêmico (PC) - um desafio isquêmico não-prejudicial ao cérebro - confere uma proteção transitória a um insulto isquêmico prejudicial subseqüente. Nós estabelecemos a oclusão da artéria carótida comum bilateral (BCCAO) como um estímulo pré-condicionamento isquémico para induzir tolerância precoce (TI) para a isquemia cerebral focal transiente (induzida pela oclusão da artéria cerebral média, MCAO) em C57BL6 / J mice.

Oclusão bilateral artéria carótida comum como um estímulo pré-condicionamento adequados para induzir a tolerância isquêmica início da Isquemia Cerebral Focal

Nós descrevemos um método altamente reprodutível para a oclusão permanente de um roedor grande vaso sanguíneo cerebral. Esta técnica pode ser realizado com muito pouco dano periférica, a perda de sangue mínima, uma elevada taxa de sobrevivência a longo prazo, e o volume de enfarte consistente comensurável com a população de clínica humana.

Permanente oclusão vascular cerebral<em&gt; Via</em&gt; Dupla ligadura e transecção

Este protocolo descreve o pré-condicionamento hipóxico repetitivo ou breves exposições à hipóxia sistêmica que reduzem os volumes de infarto e a ruptura da barreira hematoencefálica após oclusão transitória da artéria cerebral média em camundongos. Ele também detalha a quantificação dupla do volume do infarto e da ruptura da barreira hematoencefálica após o AVC para avaliar a eficácia da proteção neurovascular.

Quantificação de Proteção Neurovascular sequência repetitiva Hypoxic Pré-condicionamento e Transient Oriente oclusão da artéria cerebral em ratos

A fim de compreender a patofisiologia de acidente vascular cerebral, é importante o uso de modelos fiáveis. Este documento descreve um dos modelos de AVC mais utilizados em camundongos, denominado o meio modelo de oclusão da artéria cerebral (MCAo) (também denominado o filamento intraluminal ou modelo de sutura) com a reperfusão.

Abordagem cirúrgica para oclusão da artéria cerebral média e reperfusão induzida por acidente vascular cerebral em ratos

Descrevemos um modelo de camundongo de AVC induzido pela oclusão da artéria cerebral média usando uma sutura revestida de silicone. O protocolo pode ser aplicado para induzir oclusão permanente ou isquemia temporária, seguida de reperfusão.

Indução de Acidente Vascular Cerebral Isquêmico e isquemia-reperfusão em ratos usando a técnica de oclusão da artéria Oriente e Visualização de infarto Área

O AVC neonatal é uma causa significativa de lesão cerebral precoce, exigindo um modelo translacional com padrões consistentes de lesão focal e alta reprodutibilidade para permitir o estudo. Este estudo descreve o procedimento cirúrgico detalhado para a criação de uma lesão de isquemia-reperfusão focal unilateral não hemorrágica em roedores equivalentes a termo.

Transiente Artéria Cerebral Média Oclusão Modelo de AVC neonatal em ratos P10

Oclusão de filamento intraluminal da artéria cerebral média é o modelo mais frequentemente utilizadas na vivo do acidente vascular cerebral experimental em roedores. Uma abordagem alternativa cirúrgica para permitir a reparação de artéria carótida comum é realizada aqui, que permite a reperfusão da artéria carótida comum e uma reperfusão completa no território da artéria cerebral média.

Oclusão de artéria Cerebral média, permitindo a reperfusão através de reparação de artéria carótida comum em ratos

Para investigar a fisiopatologia do AVC, é criado um modelo do rato de isquémia-reperfusão cerebral. Nós distalmente ligate da artéria cerebral média direita e artéria carótida comum direita e restaurar o fluxo sanguíneo após 10 ou 40 min de isquemia.

Modelo de Mouse de dois vasos oclusão de isquémia-reperfusão Cerebral

Este protocolo descreve o modelo de isquemia cerebral focal transitória em camundongos através da oclusão intraluminal da artéria cerebral média. Além disso, exemplos de avaliação de resultados são mostrados usando ressonância magnética e testes comportamentais.

Modelo de Oclusão Transitória da Artéria Cerebral Média do Acidente Vascular Encefálico

Este protocolo descreve o processo de preparação para a reperfusão da oclusão da artéria cerebral média através da artéria carótida comum.

Preparação de um modelo modificado para reperfusão de oclusão da artéria cerebral média

Aprenda o método modificado de oclusão da artéria cerebral média em camundongos para pesquisa de acidente vascular cerebral isquêmico. Este protocolo aprimora a reperfusão completa e a reprodutibilidade dos resultados.

Otimização do Método de Oclusão da Artéria Cerebral Média Longa para Reperfusão Completa

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