Name: Estabelecimento de um modelo minimamente invasivo de embolia pulmonar em ratos usando coágulos sanguíneos autólogos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-10-25T13:20:00.000+00:00
Duration: 8 min 2 s
Description: Aprenda a estabelecer um modelo minimamente invasivo de embolia pulmonar em ratos usando coágulos sanguíneos autólogos. Este método permite quantificar áreas de infarto e visualizar a árvore arterial pulmonar.

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Todos os experimentos com animais foram conduzidos com a aprovação do Comitê de Cuidados e Uso de Animais da Academia Chinesa de Ciências Médicas e do Peking Union Medical College (número de aprovação: IRM / 2-1ACUC-2311-015). Ratos Sprague-Dawley machos, com 6 semanas de idade e pesando cerca de 250 g, foram utilizados neste estudo. Os animais foram alojados em um ambiente específico livre de patógenos com acesso ad libitum a uma dieta balanceada de ração e água. Eles foram mantidos em um ciclo claro/escuro de 12 h a uma temperatura ambiente de 22 °C ± 2 °C. Os animais foram autorizados a se adaptar ao ambiente por 1 semana antes de serem submetidos a qualquer procedimento cirúrgico. Os detalhes dos reagentes e equipamentos usados neste estudo estão listados na Tabela de Materiais.
1. Equipamentos e materiais
<ol>
	<li>Equipamento de anestesia: Use uma máquina de anestesia a gás para pequenos animais e isoflurano.</li>
	<li>Materiais cirúrgicos: Preparar cotonetes, desinfetante iodóforo, estereomicroscópio, barbeador, fita adesiva, seringa de 1 mL com agulha de 27 G, seringa de 5 mL, seringa de 10 mL, soro fisiológico, gaze, 8-0 fios de nylon, fio de nylon 6-0 com agulha de sutura, micro pinças hemostáticas, micropinças e tesouras finas.</li>
	<li>Outros materiais: Obtenha agulhas dispensadoras de 19 G e 18 G compatíveis com seringas médicas, um tubo de silicone com diâmetro interno de 1,2 mm e comprimento de 10 cm, um tubo de infusão com diâmetro interno de 3,0 mm e comprimento de 20 cm, tubo de centrífuga de 1,5 mL, pipeta e pontas de pipeta.</li>
	<li>Gerador de trombo de fabricação própria e injetor de coágulo sanguíneo (Figura 1): Conecte o tubo de silicone à agulha dispensadora de 19 G conectada a uma seringa de 1 mL para criar o gerador de trombo. Conecte uma extremidade do tubo de infusão à agulha dispensadora de 18 G e conecte a outra extremidade a uma seringa de 5 mL para criar o injetor de coágulo.</li>
</ol>
2. Preparação autóloga de coágulos sanguíneos
<ol>
	<li>Anestesia<ol>
		<li>Coloque o animal dentro da câmara de indução anestésica e administre uma mistura de isoflurano a 4% com ar ambiente a uma taxa de fluxo de 2 L/min por 2-3 min (seguindo protocolos aprovados institucionalmente).</li>
		<li>Posicione o animal na plataforma de operação em decúbito dorsal. Mantenha a anestesia administrando isoflurano a 2,5% a uma taxa de fluxo de 0,4 L / min. Teste o reflexo pedal para garantir que a anestesia adequada seja alcançada.</li>
		<li>Estenda os dois membros anteriores horizontalmente do corpo e estenda os membros posteriores para expor adequadamente a região da virilha. Prenda o animal nesta posição usando fita adesiva (Figura 2A).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Amostragem de sangue através da veia cava craniana (CVC)<ol>
		<li>Remova os pelos ao redor do manúbrio usando um barbeador e creme depilatório. Desinfete a pele com iodóforo.</li>
		<li>Insira a agulha de 27 G conectada à seringa de 1 mL verticalmente a uma profundidade de 8 mm para perfurar o CVC esquerdo ou direito, conforme mostrado na Figura 2A. NOTA: A projeção da superfície corporal do CVC é de 5 mm lateral ao manúbrio. Ambos os lados podem ser usados e a escolha não afeta as etapas a seguir.</li>
		<li>Segure a seringa e puxe suavemente o êmbolo para trás para criar pressão negativa dentro do cilindro. Retire gradualmente a agulha até que o sangue flua e, em seguida, mantenha essa posição até que 0,3 mL de sangue seja coletado (Figura 2B).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Preparação de coágulos sanguíneos<ol>
		<li>Empurre o sangue coletado para um tubo de centrífuga de 1,5 mL, tomando cuidado para não produzir bolhas.</li>
		<li>Puxe o sangue para o tubo de silicone do gerador de trombo de fabricação própria até que a coluna de sangue tenha 10 cm de comprimento. NOTA: Execute essas duas etapas rapidamente, pois a coagulação começará e se propagará no tubo da centrífuga, diminuindo a qualidade dos coágulos sanguíneos colhidos.</li>
		<li>Aguarde 30 minutos até que o sangue esteja totalmente trombosado. Durante esse período, prepare colunas de sangue para outros animais da mesma maneira.</li>
		<li>Lave a coluna de sangue trombosada em uma placa de Petri contendo solução salina normal e lave a coluna de trombo com solução salina normal três vezes ( Figura 2C ).</li>
		<li>Use uma tesoura fina para cortar a coluna do trombo em coágulos sanguíneos uniformes, cada um com 4 mm de comprimento (Figura 2D). Puxe 10-20 coágulos para o injetor de fabricação própria pré-preenchido com 2 mL de solução salina normal. NOTA: O comprimento dos coágulos sanguíneos não deve exceder 1 cm, ou eles ficarão presos no ventrículo direito.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Preparação do acesso à veia
<ol>
	<li>Exposição dos vasos epigástricos superficiais<ol>
		<li>Anestesiar e fixar o animal conforme descrito no passo 2.1.</li>
		<li>Raspe o cabelo ao redor da região da virilha esquerda. Aplique o creme depilatório nessas áreas, aguarde 1 minuto e limpe o creme com gaze. Desinfete a pele com iodóforo.</li>
		<li>Faça uma incisão na pele de 5 mm acima da origem dos vasos epigástricos superficiais na região da virilha. Normalmente, a origem dos vasos epigástricos superficiais pode ser rastreada pela observação de uma pequena pulsação na região da virilha.</li>
		<li>Usando um microscópio estéreo com ampliação de 10x, separe uma fina camada de gordura subcutânea para expor os vasos epigástricos superficiais (Figura 3A).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Isolando a veia epigástrica superficial<ol>
		<li>Isole cuidadosamente a veia epigástrica superficial da artéria, nervo e tecido adiposo. Faça isso proximalmente, até o ponto em que drena para a veia femoral, e distalmente, até a primeira bifurcação da veia.</li>
		<li>Ligue o lado distal com 8-0 rosqueie e prenda a rosca com um micro-clamp. Controle o lado proximal com um 8-0 laço de rosca preso a outro micro-clamp (Figura 3B).</li>
		<li>Faça uma pequena incisão transversal no lado distal da veia isolada. Controle o lado proximal para evitar sangramento. Lave o sangue restante no lúmen da veia com solução salina normal. Quando a veia estiver limpa, use uma micropinça para aumentar a incisão venosa.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Embolização
<ol>
	<li>Canulação da veia<ol>
		<li>Insira suavemente a agulha do injetor de fabricação própria na veia através da incisão da veia. Prenda a agulha com um terceiro grampo para evitar que escorregue para fora da veia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Procedimento de embolização<ol>
		<li>Empurre lentamente o êmbolo para administrar uma pequena quantidade de solução salina normal. A plenitude da veia sem resistência indica acesso desobstruído da veia (Figura 3D).</li>
		<li>Continue empurrando o êmbolo para administrar coágulos na veia femoral através do acesso superficial à veia epigástrica. Controle a velocidade de embolização em 5 êmbolos por minuto. Monitore a respiração do animal; dispneia emergente e exacerbada indica embolização bem-sucedida.</li>
		<li>Depois de injetar a quantidade predefinida de coágulos sanguíneos, retire a agulha e ligue o lado proximal da veia epigástrica superficial.</li>
		<li>Suture a incisão e coloque o animal em uma caixa quente. Transfira o animal para sua gaiola assim que ele acordar.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Quantificação da área infartada
<ol>
	<li>Eutanásia e perfusão cardíaca<ol>
		<li>Adicione 25.000 U de heparina sódica a 250 mL de solução salina normal e misture bem. Ligue o frasco a um dispositivo de perfusão e pendure-o ao contrário a uma altura de 80 cm. Feche a válvula do dispositivo de infusão.</li>
		<li>Eutanásia dos animais com overdose de isoflurano (seguindo protocolos aprovados institucionalmente).</li>
		<li>Corte as costelas com uma tesoura grande e abra o peito, evitando danos aos pulmões e vasos grandes.</li>
		<li>Insira a agulha do dispositivo de perfusão no ventrículo esquerdo. Abra a válvula do dispositivo de infusão para permitir a infusão de solução salina heparinizada. Use uma tesoura para cortar a veia cava inferior e o apêndice esquerdo para permitir a drenagem. Controle a velocidade de perfusão em 50 mL / min. NOTA: Durante este procedimento, o tecido pulmonar normal ficará branco, enquanto a zona embolizada permanece enferrujada.</li>
		<li>Após completar a perfusão com solução salina heparinizada, puncionar o tronco da artéria pulmonar através do ventrículo direito com uma seringa de 10 mL preenchida com solução de paraformaldeído a 4%. Fixe o tecido pulmonar realizando perfusão de paraformaldeído a 4% através dos pulmões para um volume total de 30 mL.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Apresentando um índice chamado Razão de Infarto<ol>
		<li>Após a fixação, extirpar os pulmões, coração, traqueia, esôfago, timo e grandes vasos como um todo da coluna vertebral e do diafragma11.</li>
		<li>Remova cuidadosamente o esôfago, o timo e o tecido adiposo da massa inicial, deixando apenas o coração, os pulmões e os grandes vasos.</li>
		<li>Mergulhe a parte restante em um volume adequado de solução de paraformaldeído a 4% por pelo menos 48 h.</li>
		<li>Use uma balança analítica para pesar todos os pulmões. Use uma tesoura fina para separar a parte infartada dos pulmões e pesar o tecido infartado com a mesma balança. Calcule a taxa de infarto usando a seguinte equação: 
		<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/66776/66776eq01.jpg" style="margin: auto;"> 
		i é o peso do tecido infartado, w é o peso de todos os pulmões, I representa a taxa de infarto.</li>
		<li>Depois de quantificar a área infartada, corte o tecido pulmonar fixado em paraformaldeído para inclusão em parafina11.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Visualização da árvore arterial pulmonar
<ol>
	<li>Gesso da artéria pulmonar<ol>
		<li>Eutanásia do animal e realizar a perfusão cardíaca conforme descrito na etapa 5.1.</li>
		<li>Adicione uma quantidade igual (em peso) de diluente ao composto de fundição de silicone, misture a mistura e, em seguida, adicione 5% (em peso ou volume) do agente de cura. Bata a mistura novamente.</li>
		<li>Retire 1 mL da mistura em uma seringa de 1 mL, exaura o ar e insira a agulha no tronco da artéria pulmonar através do ventrículo direito. Prenda a agulha à artéria pulmonar para evitar deslizamento e refluxo.</li>
		<li>Pressione suavemente o êmbolo para permitir que a mistura de silicone preencha a árvore arterial pulmonar. As áreas pulmonares normais serão tingidas pela mistura de fundição, enquanto as áreas infartadas permanecerão vermelhas enferrujadas. NOTA: A gesso da artéria pulmonar só deve ser aplicada ao tecido pulmonar intacto. Normalmente, 0,6-0,8 mL da mistura de fundição é suficiente para preencher a árvore arterial pulmonar. A injeção excessiva da mistura de gesso pode levar ao gesso da veia pulmonar, o que afeta a visualização da árvore arterial pulmonar. A mistura de fundição deve ser usada dentro de 20 minutos após a adição do agente de cura, pois cristalizará além desse tempo.</li>
		<li>Retire a seringa após a perfusão de moldagem, ligue o tronco da artéria pulmonar e retire os pulmões, coração e grandes vasos, conforme descrito na etapa 5.2. Coloque toda a massa em uma placa de Petri e armazene-a em uma geladeira a 4 ° C durante a noite para permitir que a mistura de fundição cristalize.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Limpeza e visualização<ol>
		<li>Remova o coração e os grandes vasos dos pulmões com uma tesoura e, em seguida, limpe os detritos da mistura de cura da superfície pulmonar.</li>
		<li>Mergulhe os pulmões sequencialmente em soluções de álcool etílico a 25%, 50%, 75%, 95% e 100%, cada uma por 24 h. Este procedimento irá desidratar completamente os pulmões.</li>
		<li>Mergulhe os pulmões desidratados em salicilato de metila por 24 h. Após esse processo de limpeza, a árvore arterial pulmonar ficará visível e os êmbolos também poderão ser vistos, pois o salicilato de metila não elimina a hemoglobina (Figura 4B,D).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Götzinger, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interventional+therapies+for+pulmonary+embolism%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Interventional therapies for pulmonary embolism.</a> Nat Rev Cardiol. 20 (10), 670-684 (2023).</li>
<li>Falster, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+international+guideline+recommendations+for+the+diagnosis+of+pulmonary+embolism%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet+Haematol%22%5BJournal%5D)">Comparison of international guideline recommendations for the diagnosis of pulmonary embolism.</a> Lancet Haematol. 10 (11), e922-e935 (2023).</li>
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</ol>

<table><tbody><tr><td>Balança analítica</td><td>METTLER TOLEDO</td><td>MA55/A</td><td>Nenhum</td></tr><tr><td>Agulha dispensadora</td><td>Jinrong electronics</td><td>Nenhum</td><td>19 G e 18 G</td></tr><tr><td>Tesouras finas</td><td>Mais forte</td><td>XGJ1300</td><td>Nenhum</td></tr><tr><td>Sal de heparina sódica</td><td>Solarbio</td><td>01-08-9041</td><td>140U/mg</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>RWD</td><td>R510-22-10</td><td>Nenhum</td></tr><tr><td>Salicilato de metila</td><td>Macklin</td><td>M813577</td><td>AR, 99%</td></tr><tr><td>Micro clamp</td><td>JZ&nbsp;</td><td>W40160</td><td>Nenhum</td></tr><tr><td>Micro pinças</td><td>Mais forte</td><td>XGN1310</td><td>Nenhum</td></tr><tr><td>Composto de fundição de silicone</td><td>Flow Tech</td><td>MV-130</td><td>Nenhum</td></tr><tr><td>Ratos Sprague-Dawley</td><td>Vital River</td><td>SD-IGS</td><td>Nenhum</td></tr><tr><td>Microscópio estéreo</td><td>Murzider</td><td>MSD204</td><td>Nenhum</td></tr></tbody></table>

estabelecimento de um modelo minimamente invasivo de embolia pulmonar em ratos usando coágulos sanguíneos autólogos

Establishment of a Minimally Invasive Rat Model of Pulmonary Embolism Using Autologous Blood Clots

Sintomas e patologia do modelo PE Durante a embolização, os ratos apresentaram falta de ar e o tórax apresentou flutuações alargadas. Quase todos os animais sobreviveram ao episódio de embolia pulmonar quando menos de 10 cm de coágulos sanguíneos foram administrados (14 de 15 animais modelados). Depois de serem devolvidos às suas gaiolas, os animais se enrolaram nos cantos e mostraram interesse reduzido por comida e água. No entanto, esses sintomas desapareceram rapidamente e, em algumas horas, os animais se comportaram normalmente. Não houve diferença significativa no peso entre a linha de base e 24 h após a embolização (341,8 ± 10,4 vs. 343,3 ± 8,5, p = 0,25).
A patologia macroscópica revelou que as áreas embolizadas (infartadas) eram em forma de cunha, localizadas principalmente na parte inferior dos pulmões, com bordas claras. Os êmbolos foram encontrados no ápice das áreas infartadas, bloqueando o primeiro e o secundário ramos da artéria pulmonar. A patologia microscópica com coloração de hematoxilina-eosina confirmou a embolização de um ramo da artéria pulmonar (Figura 4F).
Carga de coágulo sanguíneo e área infartada Em uma investigação preliminar do impacto da carga de coágulos sanguíneos no infarto pulmonar, testamos tanto a baixa carga de coágulos sanguíneos (coluna de trombo de 6 cm, 15 coágulos) quanto a alta carga de coágulo sanguíneo (coluna de trombo de 10 cm, 25 coágulos). Como esperado, uma maior carga de êmbolos resultou em uma maior área de infarto pulmonar (Figura 5A-C).
Fibrinólise intrínseca em 24 h Em comparação com as amostras de pulmão coletadas imediatamente após a embolização, as amostras de pulmão coletadas 24 h após a embolização mostraram áreas de infarto marcadamente diminuídas, indicando um forte potencial intrínseco de fibrinólise em ratos (Figura 5D).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig01.jpg"> 
Figura 1: Construção do gerador de trombo e do injetor de coágulo sanguíneo. (A) O gerador de trombo foi montado conectando um tubo de silicone a uma agulha dispensadora de 18 G (diâmetro externo de 12 mm) e uma seringa de 1 mL pré-cheia com solução salina normal de 0,5 mL. (B) O injetor de coágulo sanguíneo foi construído conectando uma agulha dispensadora de 19 G (0,84 mm de diâmetro interno, 1,08 mm de diâmetro externo) a um tubo de infusão (recipiente de coágulo) e uma seringa de 5 mL pré-cheia com 2 mL de solução salina normal. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig01large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig02.jpg"> 
Figura 2: Coleta de sangue e preparo do coágulo. (A) O rato foi anestesiado e fixado em decúbito dorsal. O círculo branco com uma linha pontilhada indica o manúbrio, servindo como um marcador da superfície corporal. Os pontos vermelhos ao lado do círculo branco indicam os locais de punção para acesso às veias cavas cranianas bilaterais (CVCs). A parte inferior da figura mostra uma ilustração de autópsia das posições relativas do manúbrio, CVCs e locais de punção. (B) Amostragem de sangue bem-sucedida através do CVC direito. (C) Coluna de sangue trombosada sendo eliminada do gerador de trombo de fabricação própria. (D) Coágulos sanguíneos derivados da coluna sanguínea trombosada. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig02large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig03.jpg"> 
Figura 3: Acesso e embolização das veias. (A) Exposição dos vasos epigástricos superficiais através de uma incisão cutânea de 5 mm, com a seta azul indicando a veia epigástrica superficial e a seta vermelha indicando a artéria epigástrica superficial. (B) Isolamento da veia epigástrica superficial do tecido circundante e controle da veia com fios de náilon. (C) O injetor de fabricação própria contendo coágulos sanguíneos. (D) Canulação da veia com a agulha dispensadora do injetor de fabricação própria e administração de coágulos sanguíneos através do acesso à veia. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig03large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig04.jpg"> 
Figura 4: Patologia da embolia pulmonar. (A) Pulmões normais após perfusão salina cardíaca e fixação de paraformaldeído a 4%. (B) Pulmões normais visualizados por mistura de fundição de silicone e limpeza de salicilato de metila, mostrando uma árvore da artéria pulmonar patente e microvasculatura. (C) Pulmões imediatamente após a embolização com coágulos sanguíneos autólogos, com áreas marcadas indicando infarto pulmonar devido à embolização. (D) Pulmões doentes visualizados por fundição de mistura de silicone e limpeza de salicilato de metila, com setas pretas indicando êmbolos obstruindo ramos da artéria pulmonar e círculos tracejados brancos indicando suas áreas afetadas, que estão infartadas. (E) Dissecção do lobo do pulmão esquerdo mostrando êmbolos (setas vermelhas) nos ramos da artéria pulmonar. (F) Imagens microscópicas de embolização de coágulos sanguíneos em um ramo da artéria pulmonar usando coloração de hematoxilina e eosina. Barra de escala: 200 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig04large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig05.jpg"> 
Figura 5: Quantificação da taxa de infarto do pulmão. (A) Pulmões imediatamente retirados de um rato após embolização com 10 cm de coágulos sanguíneos (comprimento total). (B) Pulmões imediatamente retirados de um rato após embolização com 6 cm de trombo. (C) Pulmões imediatamente retirados de um rato após embolização com 8 cm de coágulos sanguíneos. (D) Pulmões retirados de um rato 24 h após a embolização com 8 cm de coágulos sanguíneos. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig05large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

Estabelecimento de um modelo minimamente invasivo de embolia pulmonar em ratos usando coágulos sanguíneos autólogos

Pulmonary embolism (PE) is one of the leading causes of cardiovascular death, resulting in a significant socioeconomic burden. Although current treatments ...

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Medicine

Medicina

Este vídeo demonstra o procedimento para estabelecer um modelo de rato com hemorragia subaracnoide. Um rato anestesiado é implantado com sondas para medir a pressão intracraniana e o fluxo sanguíneo cerebral. O local alvo é identificado e a agulha é inserida em uma posição pré-quiasmática. O sangue autólogo é então injetado no espaço subaracnóideo, aumentando a pressão intracraniana e diminuindo o fluxo sanguíneo cerebral, estabelecendo o modelo.

Estabelecendo um modelo de rato com hemorragia subaracnóidea induzida por injeção autóloga de sangue

O pulmão é perfundida, tanto arterial sistémica brônquica e artérias pulmonares. Na maioria das patologias do pulmão, é a mais pequena da vasculatura sistémica que mostra a neovascularização robusto. Cessação do fluxo sangüíneo pulmonar promove a angiogênese brônquica vivo. Nós fornecemos detalhes cirúrgicos de induzir isquemia da artéria pulmonar esquerda que promove neovascularização brônquica.

Angiogênese no pulmão de rato Isquêmica

Neste artigo, demonstramos um método padrão para produzir uma oclusão embólica da artéria cerebral média com coágulos sanguíneos homólogos (ricos em fibrina) em ratos adultos. Este modelo imita de perto o AVC isquêmico humano e é adequado para o estudo pré-clínico da terapia trombolítica para AVC isquêmico.

Embolic artéria cerebral média Oclusão (MCAO) para Acidente Vascular Cerebral Isquêmico com homólogos Coágulos de sangue em ratos

Aqui, estabelecemos um novo modelo de rato Sprague-Dawley (SD) de trombose sagital superior (SSS) através de um método de embolização de roscas, e a estabilidade e confiabilidade do modelo foram verificadas.<br...

Estabelecimento de um Modelo de Rato de Oclusão Superior Sagittal-Sinus através de um Método thread-embolia

Aqui, apresentamos otimizações para um modelo de transplante de pulmão de rato que servem para melhorar os resultados. Fornecemos um guia de tamanho para manguitos com base no peso corporal, uma estratégia de medida para determinar o4º espaço intercostal, métodos de fechamento de feridas e coleta de líquido e tecido de LBA (lavado broncoalveolar).

Modelo de Lesão de Isquemia/Reperfusão de Pulmão de Rato em Transplante de Pulmão de Rato: Otimizações para Melhorar os Resultados

O protocolo descreve um método viável, confiável e reprodutível de pinçamento hilar pulmonar esquerdo que pode ser usado para estudar a lesão de isquemia-reperfusão pulmonar em modelos de camundongos.

Modelo de grampo hilar pulmonar esquerdo murino de lesão de isquemia pulmonar e reperfusão

Este estudo descreve um modelo de lesão pulmonar aguda após isquemia-reperfusão visceral durante pinçamento cruzado da aorta supracelíaca por laparotomia em ratos. Permite a investigação dos efeitos clínicos e biológicos do pinçamento aórtico, bem como o impacto da isquemia-reperfusão nos órgãos subjacentes e lesões pulmonares remotas.

Um modelo de lesão pulmonar aguda após isquemia-reperfusão visceral por pinçamento cruzado aórtico supracelíaco em ratos

Este estudo apresenta um modelo suíno de embolia pulmonar (EP) usando grandes êmbolos autólogos que replicam EP aguda de risco intermediário. O modelo é adequado para a avaliação da fisiopatologia e das respostas ao tratamento.

Um modelo suíno de embolia pulmonar autóloga aguda

Aqui, é introduzido o método de indução de hipertensão arterial pulmonar associada à fibrose pulmonar (FP-HP) modelo de rato por meio da injeção de bleomicina nas vias aéreas. Também fornecemos uma abordagem passo a passo para validar esse modelo animal.

Estabelecimento e Validação de um Modelo de Rato de Hipertensão Arterial Pulmonar Associada à Fibrose Pulmonar

Este protocolo descreve uma técnica aprimorada para transplante ortotópico de pulmão esquerdo em ratos, com foco na redução da dificuldade operacional e na melhoria das taxas de sobrevida.

Transplante ortotópico de pulmão esquerdo em ratos

Aprenda a estabelecer um modelo minimamente invasivo de embolia pulmonar em ratos usando coágulos sanguíneos autólogos. Este método permite quantificar áreas de infarto e visualizar a árvore arterial pulmonar.

Estabelecimento de um modelo minimamente invasivo de embolia pulmonar em ratos usando coágulos sanguíneos autólogos

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