Separação e identificação de microplásticos convencionais de solos agrícolas

Este protocolo descreve a amostragem convencional de microplásticos e a amostra analisada do solo. O método inclui sete partes. Eles são amostragem e preparação do solo, flotação por densidade, digestão de impurezas, coloração, filtração a vácuo, observação morfológica e identificação de polímeros.

Aqui, apresentamos dois processos analíticos diferentes das duas etapas finais, que podem ser realizados independentemente um do outro, dependendo da disponibilidade do instrumento. Coletar uma amostra representativa do solo usando um método de amostragem de cinco pontos de maneira dupla em uma área estável. Use uma broca de solo de aço inoxidável de 30 centímetros para coleta.

Colete e instale as amostras em um recipiente que não seja de plástico, por exemplo, papel alumínio. Seque o solo em temperatura ambiente, longe da luz solar direta, ou use um forno ajustado para 40 graus Celsius e seque o solo por no mínimo 24 horas até secar completamente. Se um secador de solo estiver disponível, use-o para processar várias amostras de solo ao mesmo tempo que o filtro dentro das câmaras individuais minimiza o risco de contaminação cruzada.

Depois de seco, moa o solo, se necessário. Use implementos limpos e não plásticos. Moa e guarde o solo seco.

Use uma peneira de metal de dois a cinco milímetros. Usando uma pequena escala de duas densidades, coloque fino mais ou menos 0,05 grão da amostra de solo em papel de pesagem sem plástico ou papel alumínio. As amostras podem ser armazenadas em mais três recipientes, por exemplo, frascos de vidro.

Transfira a amostra de solo seco moído fino para um copo de vidro limpo de 600 mililitros A.Adicione 230 mililitros de solução saturada de cloreto de sódio ao copo A.Garanta a rotulagem precisa de todos os recipientes e copos de armazenamento. Colocar o copo A sobre uma placa de agitação magnética num agitador magnético de vidro. Agitar a solução durante 30 minutos a 260 rotações por minuto.

Depois de totalmente homogeneizado, remova o agitador magnético da solução e enxágue com solução saturada de cloreto de sódio para evitar que partículas plásticas sejam retiradas da solução. Colocar o copo sobre uma superfície plana e sem luz solar directa e deixá-lo em repouso durante a noite até que se verifique uma separação de densidade total. Uma vez que o conteúdo do copo A esteja completamente separado, transfira cuidadosamente o sobrenadante para um novo copo de vidro B.Lave as paredes internas do copo A com solução saturada de cloreto de sódio.

Adicionar quatro molares à amostra em copo B para atingir um volume fixo de 500 ml. Agitar a solução durante 30 minutos a 260 rotações por minuto. Em seguida, remova a barra de agitação magnética e coloque o copo em uma superfície plana longe da luz solar direta e deixe-o em repouso durante a noite.

Uma vez que o conteúdo do padeiro B tenha se separado completamente. Transferir o sobrenadante do copo B para um novo copo C.Lavar a parede interior do copo b com água destilada para garantir a máxima transferência de partículas. Adicione a nova solução vermelha previamente preparada ao copo C para obter uma concentração final de 0,5 molar.

Agitar a solução com uma vareta de vidro até homogeneizar completamente. Em seguida, deixar a solução incubar durante 30 minutos na cais, cobrindo o copo com papel de alumínio. Primeiro, configure o sistema de filtragem a vácuo da seguinte maneira.

Funil de vidro, braçadeira de metal, base de filtração a vácuo, copo de coleta, mangueira de conexão, coletor de umidade e bomba de vácuo. Remova cuidadosamente as novas membranas de seu recipiente de armazenamento usando uma pinça. Coloque a membrana do filtro centralmente e plana na parte superior da base de filtração a vácuo.

Garanta uma conexão segura alinhando a base de filtragem a vácuo com um funil de vidro, prendendo-os com uma braçadeira de metal. Activar a filtração a vácuo e deitar lentamente o líquido do copo C no funil de vidro. Enxágue o béquer C várias vezes com água destilada para maximizar a recuperação de partículas.

Cubra o funil de vidro com papel alumínio para minimizar a contaminação. Enxágue a lateral do funil de vidro com água destilada após a filtração da amostra para garantir a perda mínima de partículas. Rasgue a bomba de vácuo e retire cuidadosamente a membrana do filtro da placa usando a pinça.

E coloque cada membrana em uma placa de Petri de vidro individual. Adicione as membranas totalmente secas antes de fechar a placa de Petri e envolvê-la em papel alumínio. Guarde-o em local seco e escuro até uma análise mais aprofundada.

Se a localização exata da partícula fluorescente nas membranas for necessária para identificação posterior do polímero, por exemplo, usando FTIR, consulte as etapas abaixo. Use uma caneta de gel preta para marcar suavemente a posição inicial 10 marcas na membrana do filtro seguindo a forma de T. Ative o instrumento de fluorescência da seguinte forma, o hospedeiro, as fontes fluorescentes, o monitor e o microscópio de fluorescência.

Ligue o instrumento e ajuste o LED das fontes para o brilho máximo. Utilize o campo claro, o DF e a luz fluorescente, o botão de comutação FL para tirar imagens DF e FL, respectivamente. O software DP2-BSW para gravação de observação de amostras, mas apenas a definição do microscópio para tornar a tela mais nítida.

Tire as fotos de campo claro na posição BF e transforme na posição FL e filtro fluorescente para tirar fotos no dock. Certifique-se de que a sequência de observação do campo de visão seja de um a 10. Certifique-se de que as fotos BF e FL sejam tiradas na mesma posição.

Para identificação de polímeros usando LDIR, execute as etapas do microscópio conforme abaixo. Configure o sistema de microscópio da seguinte maneira. A câmera, os filtros, a ampliação e a platina do microscópio e o computador.

Enrole os suportes da membrana do filtro com lenços de papel sem poeira. Em seguida, prenda as membranas no suporte e deslize para o microscópio stage. Certifique-se de que a câmera esteja conectada e que a ampliação do microscópio seja apropriada para o tipo de amostra e consistente em todas as amostras do mesmo conjunto.

Para quantificar as partículas nas imagens gravadas, siga as instruções passo a passo fornecidas no manuscrito. Se o FTIR for usado para identificar partículas de polímero, consulte as etapas abaixo. Ligue o espectrômetro FTIR LUMOS e o software correspondente, por ex.ample, observação e gravação.

Encha com nitrogênio líquido para ativar a máquina. Limpe a sonda antes de espelhar cada amostra. Identifique as partículas para monitoramento por meio de gravação de tela em tempo real.

Ajuste a posição e a nitidez manipulando o balancim. Traga a plataforma operacional para o centro e capture o espectro de fundo do ar atual. Meça de três a cinco pontos fixos no fragmento alvo e, em seguida, posicione a sonda de acordo com a localização desses pontos fixos.

Na página de resultados, salve os dados originais. Resolva o espectro e compare o espectro com um espectro plástico na biblioteca padrão para conferir o índice de qualidade do calor da amostra. Se o LDIR for usado para identificação de partículas de polímero, siga as etapas abaixo.

Coloque a membrana do filtro em um novo frasco de vidro de 20 mililitros. Adicione 20 mililitros de etanol puro. Feche bem o frasco e envolva a tampa com parafilme para evitar vazamentos.

Sonicar as amostras num banho ultrassónico durante um mínimo de uma hora até que todas as partículas tenham sido ressuspensas. A membrana pode lixiviar a cor, mas isso não interferirá na identificação do polímero. Remova e descarte a membrana.

Coloque o frasco de vidro com a solução de etanol em uma planta de agitação magnética e adicione um pequeno agitador de vidro magnético ao frasco. Deixe o etanol evaporar para menos de cinco mililitros, ajustando a temperatura para 100 graus Celsius e mexendo em baixa velocidade para manter as partículas suspensas. Para preparar a amostra para análise no LDIR, agite as amostras lentamente até que todas as partículas estejam homogeneamente suspensas na solução e prepare rapidamente 10 microlitros da amostra na lâmina e deixe o etanol evaporar.

Repita esta etapa mais duas vezes para analisar três réplicas por amostra em cada lâmina. A lâmina LDIR é inserida no instrumento e o nome da amostra é inserido no software conectado. Posteriormente, o instrumento inicia uma varredura automática.

A análise resultante fornece dados detalhados sobre a composição química de partículas individuais, a distribuição de diferentes polímeros dentro da amostra, bem como o tamanho das partículas. O processamento subsequente dos dados é detalhado na Seção 8 do protocolo, por exemplo, usando a imagem J, bem como na seção de cálculo do resultado no manuscrito. Para validar a faixa de recuperação desta metodologia, amostras de três diferentes colchões sólidos, dióxido de silicone, SD, argila bentonita, BT e solo, foram analisadas em conjuntos de três repetições.

Suponha que todas as partículas microplásticas sejam esferas uniformes. Isso significa que por cinco gramas, amostras secas e sólidas incluem cerca de mais de 48.740 itens. Com base no software image J, as informações sobre o número de partículas em uma única amostra podem ser revisadas, e essas três fórmulas podem ser calculadas a taxa de recuperação final dos microplásticos.

Aqui estão alguns resultados deste experimento. O primeiro é a taxa de recuperação de microplásticos de diferentes matrizes sólidas. As taxas médias de recuperação são de 84%83% e 90% de BT, SD e solo, respectivamente.

A interferência do resultado da amostra em branco e a identificação química foram eliminadas. Em média, 86% das partículas de PE foram recuperadas com sucesso. O fundo é o resultado do tipo de polímero dessas amostras.

Mostra-se que, exceto o polietileno, a resina fenólica, o cloreto de polivinila, a poliamida e o polipropileno também são detectados. Este resultado pode ser contribuído para uma dose de amostra menor durante a transferência do sobrenadante, filtração ou identificação incorreta. Essas contaminações podem ter se originado de dispositivos de filtragem, equipamentos de laboratório, deposição atmosférica ou água destilada.

Existem algumas fotos tiradas com diferentes métodos de identificação de polímeros. Essas duas fotos são baseadas no método FTIR e são tiradas na mesma área das membranas à luz do dia e à luz fluorescente. As partículas que aparecem transparentes na figura A enquanto piscam em verde na figura B são consideradas provavelmente material plástico.

Aqui está um caso típico que mostra a comparação do espectro entre a partícula que está sendo detectada com o diagrama de espectro padrão. O espectro de partículas PE correspondeu aos espectros de biblioteca mais próximos com alguma qualidade de correspondência de 98%Esta foto foi tirada com os métodos LDIR. O padrão e a distribuição reais são mostrados na figura A e algumas informações detalhadas, como a composição química de partículas individuais.

A qualidade da correspondência, bem como o tamanho das partículas, são mostrados na Figura B. A poluição por microplásticos no ambiente terrestre é um tópico científico que tem recebido atenção crescente na última década. No entanto, apenas o sistema de coleta de solo de microplástico recente foi quantificado e o método de detecção de microplástico do solo não foi padronizado. Este protocolo descreveu a metodologia para amostragem, separação e identificação química de partículas microplásticas.

Para aumentar a facilidade operacional e a adoção generalizada, o método é de baixo custo e os materiais estão facilmente disponíveis. Este protocolo mostra potencial como estrutura orientadora, apresentando uma abordagem abrangente adequada para vários tipos de solo, garantindo a quantificação precisa e a análise de microplásticos.