Name: Modelagem e Avaliação do Modelo de Cardiomiopatia Diabética Murina (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-11-29T14:10:00.000+00:00
Duration: 6 min 22 s
Description: Aprenda a induzir cardiomiopatia diabética em camundongos combinando dieta rica em gordura e injeções de estreptozotocina. Este método eficiente e econômico permite estudar disfunção cardíaca e alterações estruturais dos cardiomiócitos.

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Todos os procedimentos seguiram as diretrizes institucionais para pesquisa com animais, de acordo com o Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório delineado pelos Institutos Nacionais de Saúde dos EUA (NIH Publication No. 85-23, revisado em 1996). Todos os experimentos com animais foram aprovados pelo Comitê de Ética em Cuidados com os Animais e pelo Comitê de Ética da Universidade de Sichuan. Camundongos C57BL / 6J machos foram comprados da Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co. (China). Durante toda a duração experimental, os camundongos foram alojados em condições controladas de 24 °C e um ciclo regulado de 12 h claro/escuro, com acesso ad libitum a comida e água.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig01.jpg"> 
Figura 1: Linha do tempo do experimento esquemático. Os camundongos usados nos grupos HFD / STZ e ND tinham aproximadamente 7-8 semanas de idade. O peso corporal e o nível aleatório de glicose no sangue de cada camundongo foram registrados semanalmente. Nos intervalos de alimentação de 12 e 24 semanas, o fenótipo metabólico dos camundongos foi avaliado por um teste oral de tolerância à glicose (TOTG) e medição do nível sérico de insulina. Além disso, a ecocardiografia foi avaliada no início do estudo (semana 0), 12 semanas e 24 semanas. Após o período de alimentação de 24 semanas, os camundongos foram sacrificados. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig01large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
1. Alimentação HFD
<ol>
	<li>Alimente camundongos C57BL / 6J machos (7-8 semanas de idade) com uma dieta normal (ND) ou HFD (60% de gordura kcal) por 24 semanas para induzir a obesidade.</li>
	<li>Registre o peso corporal de cada camundongo a cada 4 semanas. Certifique-se de que a curva de peso exiba um padrão ascendente semelhante antes de 12 semanas, com uma inclinação mais acentuada observada no grupo HFD.</li>
</ol>
2. Preparação e injeção da solução STZ
NOTA: Armazene STZ a -20 °C para evitar degradação devido à sua alta instabilidade à temperatura ambiente (RT). Misture STZ com tampão citrato imediatamente dentro de 5 minutos antes da injeção.
<ol>
	<li>Prepare o tampão citrato. Pesar 2,1 g de ácido cítrico (massa molecular relativa: 210,14) e dissolver completamente em 100 ml de água destilada para preparar a solução A; pesar 2,94 g de citrato de sódio (massa molecular relativa: 294,10) e dissolvê-lo completamente em 100 ml de água destilada para preparar a solução B. Misturar as soluções A e B na proporção de 1: 1,32 para obter a solução de trabalho de ácido cítrico. Filtre as impurezas usando uma membrana filtrante de 0,45 μm.</li>
	<li>Pesar 1 g de STZ e dissolva-o completamente em 100 ml da solução de trabalho preparada de ácido cítrico misturado. Conservar a solução STZ resultante a 4 °C. Certifique-se de que a injeção da solução STZ ocorra dentro de 30 minutos, sempre que possível.</li>
	<li>Usando uma seringa de 1 mL, administre injeções intraperitoneais de uma solução contendo 30 mg / kg de STZ diariamente por 7 dias consecutivos em camundongos do grupo HFD / STZ, fornecendo um volume igual de tampão citrato (0,1 mmol / L, pH = 4,5) para camundongos no grupo ND.</li>
	<li>Analise os níveis de glicose no sangue 1 semana após a injeção final. Classifique os camundongos que exibem concentrações aleatórias de glicose no sangue superiores a 16,7 mmol / L como camundongos DM2.<ol>
		<li>Posicione cuidadosamente o mouse em um dispositivo de retenção, garantindo que sua cauda se estenda totalmente para fora.</li>
		<li>Antes da coleta de sangue, higienize bem o local de coleta de sangue da cauda com um cotonete com álcool 70%, mantendo a esterilidade e a limpeza.</li>
		<li>Com uma agulha de ponta afiada, insira-a na veia da cauda, avançando da ponta em direção à base a uma profundidade de 3-4 mm. Assim que a agulha estiver firmemente no lugar, aperte suavemente a parte superior da cauda para estimular o fluxo sanguíneo.</li>
		<li>Colete aproximadamente 10 μL de sangue de um camundongo e aplique cuidadosamente o sangue coletado na tira de teste dedicada. Assim que o sangue for absorvido, o medidor de glicose exibirá imediatamente a leitura da glicose no sangue.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Teste oral de tolerância à glicose (TOTG)14
<ol>
	<li>Antes do OGTT, jejue cada rato durante a noite por 14 h, enquanto ele tem acesso irrestrito à água.</li>
	<li>Prepare aproximadamente 10 mL de uma solução de glicose a 20%. Administrar uma dose de 1 g/kg de glicose por sonda oral a cada ratinho durante o TOTG.</li>
	<li>Monitore os níveis de glicose no sangue em vários momentos: imediatamente (0 min), 15 min, 30 min, 60 min e 120 min após a administração.</li>
</ol>
4. Avaliação ecocardiográfica da função cardíaca
<ol>
	<li>Realize ecocardiografia em cada camundongo no início do estudo (0 semanas), 12 semanas e 24 semanas após a alimentação com HFD ou ND.</li>
	<li>Antes da ecocardiografia, anestesiar o camundongo por inalação de isoflurano a 3%, que é administrado com oxigênio a 100% usando uma máquina anestésica. Certifique-se de que o mouse não mostre nenhuma reação ao beliscão da pele usando uma pinça dentada ou estimulação dos dedos dos pés e da cauda. Aplique pomada veterinária nos olhos para evitar o ressecamento durante a anestesia.</li>
	<li>Posicione o mouse em uma almofada de aquecimento para manter a temperatura corporal e prenda suas garras a um eletrodo para garantir uma posição supina estável. Ajuste a concentração de isoflurano entre 1% -2% para anestesia de manutenção para manter uma frequência cardíaca alvo de aproximadamente 450 batimentos por minuto.</li>
	<li>Remova o pelo do rato usando creme depilatório e aplique gel ultrassônico no peito. Remova o creme depilatório e o gel ultrassônico com solução salina estéril após o ecocardiograma.</li>
	<li>Avalie a função cardíaca e os parâmetros estruturais com uma sonda de 50 MHz.<ol>
		<li>Para obter uma visão ideal do eixo longo do ventrículo esquerdo (VE), posicione a sonda no lado esquerdo do tórax do animal.</li>
		<li>Dependendo da anatomia individual, gire a sonda no sentido anti-horário entre 15° e 45° em relação à linha paraesternal esquerda, com o entalhe direcionado para o ombro direito. Ajuste o eixo x e o eixo y no modo B15. NOTA: Uma visão apropriada do eixo longo do VE deve incluir (i) a valva aórtica e a raiz da aorta; (ii) a câmara do VE está posicionada no centro da visão; (iii) o eixo base-ápice deve ser paralelo ao transdutor16.</li>
		<li>Pressione o modo M 2x para exibir a linha de medição. Posicione esta linha ao nível do músculo papilar. Em seguida, faça medições por pelo menos três batimentos cardíacos consecutivos para garantir a precisão. Toque em Salvar clipe para salvar o loop de cinema na série.</li>
		<li>Identifique a dimensão sistólica final como a fase que coincidiu com a onda T do ECG e determine a dimensão diastólica final como a fase correspondente à onda R do ECG.</li>
		<li>Incline a almofada de operação, certificando-se de que o canto superior esquerdo esteja mais baixo e o canto inferior direito seja o mais alto. Ajuste a sonda para penetrar ao longo da direção do ápice cardíaco do camundongo, paralelo ao longo eixo do coração, para obter uma visão transapical de quatro câmaras.</li>
		<li>Selecione sucessivamente os modos C (Doppler colorido) e PW (Doppler PW), coloque o volume da amostra no ponto de velocidade mais alto, ajuste a direção da amostragem para corresponder à direção do fluxo sanguíneo e registre as informações hemodinâmicas da valva mitral (ondas E e A)16. Toque em Salvar clipe para salvar o loop de cinema na série.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Interrompa a inalação de isoflurano para permitir que os camundongos recuperem a consciência. Retornar os animais às suas gaiolas, alojados em um ambiente controlado com um ciclo claro/escuro de 12 horas nas marcas de 0 e 12 semanas. Após a avaliação ecocardiográfica de 24 semanas, eutanasiar humanamente os camundongos por meio de luxação cervical após a inalação de isoflurano.</li>
	<li>Realize a análise da fração de ejeção (FE), encurtamento da fração (FS), parede posterior do ventrículo esquerdo (PPVE), diâmetro interno do ventrículo esquerdo (LVID), septo interventricular (SIV) e relação E/A usando o dongle da estação de trabalho.</li>
</ol>
5. Coloração histológica
<ol>
	<li>Depois de concluir a análise ecocardiográfica na marca de 24 semanas, eutanasiar o camundongo por luxação da medula espinhal após a inalação de isoflurano.</li>
	<li>Disseque o mouse usando tesouras e pinças oftálmicas. Corte as costelas com cuidado para garantir a exposição completa do coração.</li>
	<li>Perfunda o coração através do ápice com solução salina até que o fígado fique pálido, indicando perfusão bem-sucedida. Remova o coração e enxágue-o bem em solução salina para garantir a remoção completa do sangue.</li>
	<li>Execute a incorporação de parafina17.<ol>
		<li>Fixe o coração com formalina a 4% em RT por pelo menos 24 h.</li>
		<li>Coloque a caixa de desidratação contendo o coração em um desidratador para passar por um processo de desidratação gradual envolvendo álcool gradiente e lixiviação de cera a 65 °C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Prepare seções de tecido17.<ol>
		<li>Coloque o bloco de cera aparado contendo músculo papilar em um micrótomo para fatiar, com uma espessura de 4 μm, e guarde em RT para coloração patológica.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Realize a coloração usando o tricrômico18 de Masson e a coloração com aglutinina de gérmen de trigo (WGA)19 .</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>Modelo Murino para Cardiomiopatia Diabética por Dieta Rica em Gordura e Injeção de STZ

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<li>staining experiment report. , Servicebio. At 
 <a target="_blank" href="https://www.servicebio.com/data-detail?id=5588&code=RSSYBG">https://www.servicebio.com/data-detail?id=5588&code=RSSYBG</a> (2022).</li>
<li>Paraffin WGA staining protocol. , Servicebio. At 
 <a target="_blank" href="https://www.servicebio.com/data-detail?id=5041&code=MYYGSYBG">https://www.servicebio.com/data-detail?id=5041&code=MYYGSYBG</a> (2022).</li>
<li>Guariguata, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+estimates+of+diabetes+prevalence+for+2013+and+projections+for+2035%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes+Res+Clin+Pract%22%5BJournal%5D)">Global estimates of diabetes prevalence for 2013 and projections for 2035.</a> Diabetes Res Clin Pract. 103 (2), 137-149 (2014).</li>
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<li>Winzell, M. S., Ahren, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+high-fat+diet-fed+mouse%3A+A+model+for+studying+mechanisms+and+treatment+of+impaired+glucose+tolerance+and+type+2+diabetes%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">The high-fat diet-fed mouse: A model for studying mechanisms and treatment of impaired glucose tolerance and type 2 diabetes.</a> Diabetes. 53 Suppl 3, S215-S219 (2004).</li>
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</ol>

<table><tbody><tr><td>Sistema de ultro-som animal</td><td>Fujifilm Visual Sonics</td><td>VEVO 3100</td><td>Ecocardiografia</td></tr><tr><td>Glicosímetro de sangue</td><td>Yuwell</td><td>GU100</td><td>Avalie o nível de glicose no sangue</td></tr><tr><td>Ácido cítrico</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>251275</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>RWD ciências da vida</td><td>R510-22</td><td>Anestesia</td></tr><tr><td>Vaporizador de isoflurano</td><td>RWD ciências da vida</td><td>R500</td><td>anestesia</td></tr><tr><td>Insulina de camundongo (INS) ELISA Kit</td><td>Wuhan Feiyue Biotechnology Co., Ltd</td><td>FY-EM14029</td><td>Avalie o nível de insulina sérica</td></tr><tr><td>Creme de depilação</td><td>Nair Nair</td><td>255g</td><td>Remova a pele da</td></tr><tr><td>dieta de roedores de camundongo com 60% de gordura kcal</td><td>Research Diets Inc</td><td>D12492</td><td>Dieta rica em gordura alimentando</td></tr><tr><td>Citrato de sódio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S4641</td><td></td></tr><tr><td>Filtro estéril</td><td>Merck Millipore</td><td>SLHV033N</td><td></td></tr><tr><td>Estreptozocina</td><td>Solarbio</td><td>S8050</td><td></td></tr><tr><td>Gel de ultrassom</td><td>Keppler</td><td>KL-250</td> Estação de trabalho <td>de ecocardiografia</td></tr><tr><td>Dongle</td><td>Fujifilm Visual Sonics</td><td>Vevo LAB</td><td>Análise de dados ecocardiográficos</td></tr></tbody></table>

modelagem e avaliação do modelo de cardiomiopatia diabética murina

Modeling and Evaluation of Murine Diabetic Cardiomyopathy Model

Este estudo envolveu a alocação aleatória de camundongos em dois grupos: o grupo ND e o grupo HFD / STZ, com 6 camundongos em cada grupo. Após a ecocardiografia final e os testes de TOTG 24 semanas após a alimentação, os camundongos foram eutanasiados para colher seus tecidos cardíacos para uma avaliação histológica.
HFD / STZ causou um ganho de peso corporal óbvio, atingindo seu pico em 12 semanas, e foi significativamente maior em comparação com o grupo ND. Após a administração de STZ, uma diminuição notável no peso corporal foi observada entre os camundongos do grupo HFD / STZ. Em contraste, os camundongos do grupo ND mantiveram um aumento constante em seu peso corporal durante o período subsequente de 12 semanas (Figura 2A). Os níveis aleatórios de glicose no sangue do grupo HFD/STZ foram sempre significativamente maiores do que o grupo ND durante todo o tempo de alimentação (Figura 2B). A curva TOTG do grupo HFD/STZ foi significativamente maior do que a do grupo ND. Ficou claro que o pico de glicose no sangue em ambos os grupos atingiu em 15 minutos e depois diminuiu (Figura 2C, D). Durante o estudo, os níveis séricos de insulina no grupo ND foram inicialmente mais altos do que no grupo HFD nas primeiras 12 semanas. No entanto, após a administração de STZ, observou-se uma tendência inversa com os níveis séricos de insulina (Figura 2E,F).
Os corações expostos ao HFD/STZ apresentaram disfunção diastólica e sistólica em relação ao grupo DN, apresentando como fraca amplitude de pulsação do septo interventricular (SIV) e da parede posterior do ventrículo esquerdo (PPVE) (Figura 3), diminuição da fração de ejeção (FE) e fração de encurtamento (FS) (Figura 4A,B), aumento da dimensão interna do ventrículo esquerdo (IDVE) diastólica final, aumento do SIV e do PPVE (Figura 4C,D,E), e diminuição da relação E/A (Figura 4F) no grupo HFD/STZ em 24 semanas.
O remodelamento cardíaco decorrente de distúrbios metabólicos é mostrado na Figura 5A,B. Um exame histológico revelou aumentos na fibrose cardíaca e na proporção de área ocupada por cardiomiócitos no grupo HFD/STZ, em comparação com o grupo ND (Figura 5C).
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig02.jpg"> 
Figura 2: Peso corporal, glicose sanguínea aleatória, OGTT e nível sérico de insulina mudam durante o tempo de alimentação. (A) Mudança de peso corporal de camundongos durante o tempo de alimentação. A curva de peso exibiu um padrão ascendente semelhante antes de 12 semanas, com uma inclinação mais acentuada observada no grupo. Após o período de 12 semanas, uma redução notável no peso foi observada no grupo HFD/STZ, enquanto o grupo ND manteve sua trajetória ascendente no ganho de peso. (B) Os níveis aleatórios de glicose no sangue mudaram durante o tempo de alimentação. O nível de glicose no sangue permaneceu estável no grupo ND, enquanto continuou a aumentar no grupo HFD/STZ, com um aumento significativo após 12 semanas. (C) e (D) Níveis de glicose no sangue durante o TOTG na alimentação de 12 e 24 semanas. (E, F) Nível sérico de insulina em 12 semanas e 24 semanas para o grupo ND e HFD/STZ. Após 12 semanas de experimentação, o nível de insulina no grupo HFD/STZ exibiu uma elevação notável em comparação com o grupo ND. No entanto, na marca de 24 semanas, essa tendência foi revertida, com o nível de insulina no grupo HFD/STZ sendo significativamente menor do que o do grupo ND. Os dados são apresentados como média ± DP. Os valores de p foram calculados pelo teste t não pareado. **: P &lt; 0,01, ***: P &lt; 0,001, ****: P &lt; 0,0001; ND (n = 6) vs HFD/STZ (n = 6). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig02large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig03.jpg"> 
Figura 3: Ecocardiografia representativa do modo M e onda E/A da valva mitral em 0, 12 e 24 semanas. Houve diferenças nas alturas dos picos E e A entre os dois grupos, com pico E &gt; pico A em 0 semana e pico E quase igual ao pico A em 24 semanas no grupo HFD / STZ. A ultrassonografia com Doppler colorido modo M mostrou que a amplitude da pulsação de SIV e PVPVE foi mais fraca no grupo HFD/STZ em 12 e 24 semanas. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig03large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig04.jpg"> 
Figura 4: Resultados quantitativos da estrutura e função cardíaca. (A) Frações de ejeção (FE); (B) Shorting de fração (FS); (C) Diâmetro interno diastólico final do ventrículo esquerdo (LVID, d); (D) Septo diastólico final interventricular (IVS, d); (E) Parede posterior diastólica final do ventrículo esquerdo (PPVE, d); (F) Relação E/A. Com 12 semanas, o grupo HFD/STZ apresentou disfunção diastólica, manifestando-se como aumento da LVID e da relação E/A e FE normal. Com 24 semanas, as funções sistólica e diastólica diminuíram, mostrando espessamento da LVPW e IVS, diminuições significativas na FE e FS, aumentos adicionais na LVID e reduções adicionais na relação E/A. Os dados são apresentados como média ± DP. Os valores de p foram calculados pelo teste t não pareado. *: P &lt; 0,05, **: P &lt; 0,01, ***: P &lt; 0,001, ****: P &lt; 0,0001; ND (n = 6) vs HFD/STZ (n = 6). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig04large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig05.jpg"> 
Figura 5: Camundongos no grupo HFD / STZ levam à remodelação cardíaca após 24 semanas. (A) Coloração WGA representativa dos tecidos cardíacos em cada grupo. (B) Coloração representativa de Masson dos tecidos cardíacos em cada grupo. (C, D) Área de secção transversa quantificada e área fibrótica do VE. Fibrose e hipertrofia cardíaca significativamente aumentadas foram observadas no grupo HFD/STZ em comparação com o grupo ND. Os dados são apresentados como média ± DP. Os valores de p foram calculados pelo teste t não pareado. : P &lt; 0,001, ****: P &lt; 0,0001; ND (n=6) vs HFD/STZ (n=6). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig05large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

Modelagem e Avaliação do Modelo de Cardiomiopatia Diabética Murina

The underlying pathophysiological mechanisms of diabetic cardiomyopathy (DbCM), a leading cause of mortality among patients with type 2 diabetes mellitus ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Descrito é um protocolo para estabelecer um modelo de cardiomiopatia dilatada induzida por Doxorubicina (DCM) em camundongos através de injeção intraperitoneal de doxorubicina a longo prazo.

Um modelo de murina induzida por doxorubicina de cardiomiopatia dilatada em Vivo

O presente protocolo descreve a obtenção da relação pressão-volume por meio da estimulação transesofágica, que serve como uma ferramenta valiosa na avaliação da função diastólica em modelos murinos de insuficiência cardíaca.

Um procedimento de estimulação cardíaca controlada para avaliação das funções diastólicas dependentes da frequência cardíaca em modelos murinos de insuficiência cardíaca

Este protocolo apresenta uma abordagem detalhada para replicar um modelo murino de insuficiência cardíaca induzida por hiperlipidemia com fração de ejeção preservada (ICFEP). O projeto combina a administração do vírus adeno-associado 9-receptor de lipoproteína de baixa densidade T de troponina cardíaca (AAV9-cTnT-LDLR) e poloxâmero-407 (P-407).

Um modelo murino de insuficiência cardíaca induzida por hiperlipidemia com fração de ejeção preservada

Aqui, apresentamos um protocolo para estabelecer um modelo de camundongo de cardiomiopatia diabética e um dispositivo de fixação de eletroacupuntura de camundongo para o uso de eletroacupuntura em camundongos, que pode fixar os camundongos de forma mais suave durante o tratamento.

Fabricação de dispositivo de fixação de eletroacupuntura de camundongo para pré-tratamento de eletroacupuntura em modelo de camundongo de cardiomiopatia diabética

Um modelo de rato padronizado de hemorragia subaracnóide por Círculo intraluminal de Willis perfuração é descrito. Perfuração de vasos e hemorragia subaracnóide são monitorados pela monitorização da pressão intracraniana. Além disso os vários parâmetros vitais são registadas e controlada para manter as condições fisiológicas.

Um modelo murino de hemorragia subaracnóide

Aqui nós descrevemos o procedimento detalhado de isquemia e reperfusão em ratos que resulta em lesão reprodutível sem mortalidade para incentivar a padronização da técnica em todo o campo. Este modelo de lesão por isquemia-reperfusão intestinal pode ser utilizada para estudar os mecanismos celulares e moleculares da lesão e da regeneração.

Modelo murino de isquemia-reperfusão

Células-tronco adiposo-derivado (ASCs) são facilmente isoladas e colhidas a partir da gordura de ratos normais. ASC as folhas podem ser criadas usando a célula-folha engenharia e podem ser transplantadas Zucker ratos diabéticos gordos, exibindo a espessura total da pele defeitos com osso exposto e então coberto com uma BICAMADA de pele artificial.

Criação e transplante de uma folha de células-tronco adiposo-derivado (ASC) em um modelo de cicatrização de feridas diabética

Este manuscrito descreve um modelo murino de osteólise raspagem por exposição a partículas CoCrMo, que constitui um modelo animal ideal para avaliar as interações entre as partículas de desgaste e várias células no afrouxamento asséptico.

Construção e avaliação de um modelo murino de osteólise raspagem pela exposição a partículas de CoCrMo no afrouxamento asséptico

Aqui, apresentamos um protocolo para produzir cardiomiopatia induzida por taquicardia em suínos. Este modelo representa uma forma potente para estudar a hemodinâmica da falha de coração crônica progressiva e os efeitos do tratamento aplicado.

Cardiomiopatia induzida por taquicardia como um modelo de insuficiência cardíaca crônica em suínos

Um método para gerar um modelo de cardiomiopatia induzida pela doxorrubicina em adulto peixe-zebra (Danio rerio) é descrito aqui. Apresentam-se duas formas alternativas de injeção intraperitoneal e condições para reduzir as variações entre diferentes grupos experimentais são discutidas.

Um modelo de cardiomiopatia induzida por doxorrubicina no Zebrafish adulto

Aprenda a induzir cardiomiopatia diabética em camundongos combinando dieta rica em gordura e injeções de estreptozotocina. Este método eficiente e econômico permite estudar disfunção cardíaca e alterações estruturais dos cardiomiócitos.

Modelagem e Avaliação do Modelo de Cardiomiopatia Diabética Murina

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