Name: Um sistema de medição de eletromiografia vestível em tempo real para pequenos animais (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-11-15T14:20:00.000+00:00
Duration: 5 min
Description: Aprenda a instalar eletrodos intramusculares e um dispositivo miniaturizado para eletromiografia sem fio em ratos modelo de AVC. Este sistema permite monitorar a recuperação da locomoção em tempo real sem restrições de movimento.

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Esta pesquisa foi financiada pela Fundação Nacional de Pesquisa da Coreia (NRF-2020M3A9E4104385) e pelo Projeto de Desenvolvimento de Dispositivos Nanomédicos do National Nano Fab Center (número da concessão: 1711160154).

A aprovação de todos os procedimentos e protocolos éticos e experimentais foi concedida pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais sob o Requerimento nº. CGU1-2021-IA0041. Um rato Sprague-Dawley macho de 7 semanas de idade foi usado neste estudo. Os detalhes dos reagentes e equipamentos estão listados na Tabela de Materiais.
1. Preparação dos animais
<ol>
	<li>Prepare ratos com 7 semanas de idade. Por segurança, ratos domésticos de pesos semelhantes juntos, com um máximo de três ratos por gaiola.</li>
	<li>Certifique-se de que os ratos se adaptem sem estresse antes da cirurgia. Forneça água e comida de forma consistente e substitua a roupa de cama periodicamente.</li>
	<li>Durante o período de adaptação (cerca de 7 dias), treine os animais para correr em uma esteira a uma velocidade de 16-25 m/min por 5 min por dia para ajudá-los a se aclimatar à esteira. 
	NOTA: Se um rato parar ou se recusar a se mover como pretendido, bata suavemente em suas nádegas para incentivá-lo.</li>
</ol>
2. Preparação do eletrodo
<ol>
	<li>Prepare cinco fios de aço inoxidável revestidos com politetrafluoretileno, quatro deles com 140 mm de comprimento e um com 60 mm de comprimento.</li>
	<li>Dê três nós em um fio de 140 mm de comprimento, colocando-os a 40 mm e 100 mm em relação ao nó (Figura 1A). 
	NOTA: Durante a inserção do eletrodo de fio no músculo, pode ser um desafio garantir um contato preciso e manter a parte exposta do eletrodo posicionada corretamente. Para resolver isso, um nó de bloqueio é criado no fio para evitar mais inserção quando puxado, garantindo que o eletrodo permaneça estável dentro do músculo.</li>
	<li>Para os fios de 140 mm, deixe uma folga de 2 mm do nó no lado curto e, em seguida, retire parcialmente o isolamento usando um ferro de solda para 2 mm. Descasque totalmente o isolamento da extremidade do lado comprido em 2 mm. Para os eletrodos de 60 mm, remova completamente o isolamento em uma extremidade em 2 mm e na outra extremidade em 10 mm (Figura 1). 
	NOTA: A ponta do ferro de solda deve ser bem limpa para evitar contaminação.</li>
	<li>Fixe o fio soldando-o ao acessório do conector após remover totalmente o isolamento (Figura 2B,C).</li>
	<li>Monte a parte metálica à qual o fio está conectado no invólucro de plástico (Figura 2D,E).</li>
	<li>Conecte o conector a uma guia de plástico impressa em 3D (consulte a Tabela de Materiais) que inclui orifícios para prendê-lo à pele. Para evitar que a peça soldada entre em contato com o local da incisão, aplique cianoacrilato biocompatível (Figura 2F).</li>
	<li>Corte uma placa de níquel de 0,2 mm de espessura e dobre-a para envolver o conector, protegendo-o para evitar possíveis danos ao animal.</li>
</ol>
3. Cirurgia
<ol>
	<li>Coloque o rato em uma câmara de indução (fabricada sob medida usando uma resina sintética transparente) e administre anestesia usando uma mistura de 70% de óxido nitroso e 30% de oxigênio, com uma concentração de isoflurano de 2% a 3%. Prepare os instrumentos cirúrgicos necessários (Figura 3).</li>
	<li>Remova o pelo usando uma máquina de cortar cabelo elétrica e prepare a pele com clorexidina e álcool para prevenir infecções durante a cirurgia (Figura 4A). </li>
	<li>Faça uma incisão de cerca de 10-15 mm usando uma tesoura cirúrgica na pele onde está localizado o músculo alvo a ser medido. Como a fáscia fica sob a pele e os músculos abaixo dela, primeiro use uma tesoura para cortar a pele e, em seguida, remova a fáscia limpando-a suavemente com um pano limpo.</li>
	<li>Faça uma incisão de 5 a 10 mm ao redor da região lombar onde o conector será fixado.</li>
	<li>Use trochar estéril para criar uma passagem sob a pele para que o fio passe do conector para a posição do músculo alvo (Figura 4B).</li>
	<li>Passe o trochar da posição muscular, sob a pele, em direção ao local da incisão no lado lombar.</li>
	<li>Prepare o eletrodo e o conector do estágio anterior. Aperte os eletrodos de arame no local da incisão no lado lombar usando a pinça e puxe-os cuidadosamente até a incisão no músculo-alvo. Uma vez que o fio tenha sido puxado para o local do músculo alvo, consulte Figura 4C.</li>
	<li>Conforme mostrado em Figura 4D, use uma agulha de sutura para penetrar o fio do eletrodo no músculo alvo. 
	NOTA: O músculo alvo para este experimento é o gastrocnêmio medial (MG), que é um dos músculos-chave para a análise de tarefas motoras17. Como o comprimento do MG é de aproximadamente 18 mm em ratos com 7 semanas de idade, os eletrodos devem ser colocados ao redor do centro do músculo, com espaçamento de cerca de 5 mm, para minimizar os danos musculares e garantir medições precisas de EMG. Recomenda-se que o comprimento do fio que penetra no músculo exceda 5 mm para garantir que a parte com o isolamento removido esteja em bom contato com o músculo.</li>
	<li>Guie o fio que passou e saiu do músculo de volta ao seu ponto de inserção e prenda-o com um nó overhand. Corte o fio restante (Figura 4E).</li>
	<li>Depois de instalar o eletrodo de arame no músculo-alvo, suture o local da incisão com sutura de monofilamento 4-0.</li>
	<li>Suturar a incisão sob o conector. Certifique-se de que todo o fio esteja inserido no corpo e suturado com segurança (Figura 5A).</li>
	<li>Prenda o conector à pele dorsal do animal usando um fio de sutura, conforme mostrado em Figura 5B. 
	NOTA: Certifique-se de que o escudo esteja bem preso para evitar que o animal mastigue o conector. Para analgesia, carprofeno (5 mg / kg) foi administrado por via subcutânea.</li>
	<li>Assim que a operação cirúrgica estiver concluída, interrompa a anestesia e prepare uma gaiola para a recuperação do animal.</li>
	<li>Ligue uma lâmpada de calor para evitar que a temperatura corporal do animal caia e monitore o local da cirurgia em busca de anormalidades, como sinais de infecção, inflamação ou inchaço. Desinfete bem o local da incisão e aplique pomada, se necessário. Assim que o rato se recuperar da anestesia, remova a lâmpada de calor.</li>
	<li>Monitore o comportamento do rato, incluindo apetite, bebida e micção. 
	NOTA: Após a cirurgia, deixe o animal descansar por cerca de 2 dias antes de realizar qualquer teste.</li>
</ol>
4. Projeto e fabricação de placas de circuito impresso (PCB)
<ol>
	<li>Projete o circuito para medição e digitalização de EMG para incluir dois circuitos integrados (ICs) de amplificadores analógicos e uma unidade de microcontrolador (MCU). Certifique-se de que o amplifier tem uma largura de banda de 5-740 Hz e um ganho de 1300 V/V. 
	NOTA: Modifique o ampganho e largura de banda do amplificador de acordo com os requisitos específicos do animal, se necessário18.</li>
	<li>Inclua um módulo Bluetooth integrado no MCU para comunicação sem fio para transmitir os dados medidos para o dispositivo host. Uma antena de chip operando a 2,4 GHz foi usada para este experimento.</li>
	<li>Utilize uma bateria Li-po recarregável de 3.7 V junto com um IC de gerenciamento de energia dedicado para este estudo.</li>
	<li>Fabrique um PCB para os ICs acima em um substrato FR4. Crie o PCB em várias formas para atender a requisitos específicos. Consulte a Figura Suplementar 1, a Figura Suplementar 2 e a Figura Suplementar 3.</li>
	<li>Preencha os componentes eletrônicos no PCB soldando ou usando uma pistola de calor.</li>
</ol>
5. Configuração do software
<ol>
	<li>firmware
	<ol>
		<li>Prepare o firmware (Codificação Suplementar File 1) para configurar um ADC de 2 canais com resolução de 8 bits e uma taxa de amostragem de 2 kSPs. Formate os dados convertidos digitalmente em uma matriz e transmita-os via Bluetooth Low Energy (BLE) usando a ferramenta de desenvolvimento de software designada.</li>
		<li>Carregue o firmware no MCU antes da implantação.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Programa de monitoramento em tempo real
	<ol>
		<li>Prepare um programa para plotar os dados recebidos via BLE em tempo real. Para este estudo, é desenvolvida uma aplicação de plotagem baseada em Python, que também armazena os dados brutos em um local especificado (Arquivo de Codificação Suplementar 2). 
		NOTA: O sistema pode experimentar um buffer de amostragem atraso de no máximo 50 ms e um atraso de comunicação sem fio de aproximadamente 10 ms19,20.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Teste em esteira
<ol>
	<li>Conecte a bateria ao circuito preparado e conecte a placa de circuito impresso ao conector, conforme mostrado em Figura 6A.</li>
	<li>Execute o programa de monitoramento no PC e estabeleça conectividade sem fio com o circuito PCB.</li>
	<li>Coloque o rato na esteira e monitore a forma de onda EMG. Para este estudo, a esteira é ajustada a uma velocidade de 25 m/min (Figura 6B).</li>
</ol>
7. Análise dos dados
<ol>
	<li>Carregue os dados EMG armazenados no . CSV.</li>
	<li>Aplique métodos de processamento de sinal para remover ruídos indesejados e sinais de interferência. 
	NOTA: A detecção de envelope e a análise espectral podem ser realizadas para analisar a fadiga muscular e a simetria na atividade motora.</li>
</ol>

Wireless Intramuscular EMG System for Locomotion Studies in Stroke Model Rats

<ol><li>Farina, D., Enoka, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+of+surface+electromyography%3A+From+muscle+electrophysiology+towards+neural+recording+and+interfacing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Electromyogr+Kinesiol%22%5BJournal%5D)">Evolution of surface electromyography: From muscle electrophysiology towards neural recording and interfacing.</a> J Electromyogr Kinesiol. 71, 102796(2023).</li>
<li>Kim, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+wearable+ECG+monitoring+system+using+microneedle+electrodes+for+small+animals%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Sens+J%22%5BJournal%5D)">A wearable ECG monitoring system using microneedle electrodes for small animals.</a> IEEE Sens J. 23 (18), 21873-21881 (2023).</li>
<li>Kristl, A. C., Akay, T., Miri, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recording+forelimb+muscle+activity+in+head-fixed+mice+with+chronically+implanted+EMG+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Recording forelimb muscle activity in head-fixed mice with chronically implanted EMG electrodes.</a> J Vis Exp. 205, e66584(2024).</li>
<li>Manuel, M., Chardon, M., Tysseling, V., Heckman, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scaling+of+motor+output%2C+from+mouse+to+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology%22%5BJournal%5D)">Scaling of motor output, from mouse to humans.</a> Physiology. 34 (1), 5-13 (2019).</li>
<li>Scholle, H. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+surface+EMG+multi-electrode+technique+for+characterizing+muscle+activation+patterns+in+mice+during+treadmill+locomotion%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A surface EMG multi-electrode technique for characterizing muscle activation patterns in mice during treadmill locomotion.</a> J Neurosci Methods. 146 (2), 174-182 (2005).</li>
<li>Tysseling, V. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+and+evaluation+of+a+chronic+EMG+multichannel+detection+system+for+long-term+recordings+of+hindlimb+muscles+in+behaving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Electromyogr+Kinesiol%22%5BJournal%5D)">Design and evaluation of a chronic EMG multichannel detection system for long-term recordings of hindlimb muscles in behaving mice.</a> J Electromyogr Kinesiol. 23 (3), 531-539 (2013).</li>
<li>Shafer, B., Welle, C., Vasudevan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+model+for+assessing+the+long-term+safety+and+performance+of+peripheral+nerve+electrode+arrays%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A rat model for assessing the long-term safety and performance of peripheral nerve electrode arrays.</a> J Neurosci Methods. 328, 108437(2019).</li>
<li>Teruya, P. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantifying+muscle+alterations+in+a+Parkinson%27s+disease+animal+model+using+electromyographic+biomarkers%5BTitle%5D)+AND+%22Med+Biol+Eng+Comput%22%5BJournal%5D)">Quantifying muscle alterations in a Parkinson's disease animal model using electromyographic biomarkers.</a> Med Biol Eng Comput. 59 (9), 1735-1749 (2021).</li>
<li>Kloefkorn, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+three-state+sleep-wake+staging+in+mice+using+electric+field+sensors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Non-invasive three-state sleep-wake staging in mice using electric field sensors.</a> J Neurosci Methods. 344, 108834(2020).</li>
<li>Jensen, V. N., Romer, S. H., Turner, S. M., Crone, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeated+measurement+of+respiratory+muscle+activity+and+ventilation+in+mouse+models+of+neuromuscular+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Repeated measurement of respiratory muscle activity and ventilation in mouse models of neuromuscular disease.</a> J Vis Exp. (122), e55599(2017).</li>
<li>Zealear, D., Li, Y., Huang, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+implantable+system+for+chronic+in+vivo+electromyography%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">An implantable system for chronic in vivo electromyography.</a> J Vis Exp. (158), e60345(2020).</li>
<li>Shon, A., Brakel, K., Hook, M., Park, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fully+implantable+plantar+cutaneous+augmentation+system+for+rats+using+closed-loop+electrical+nerve+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans+Biomed+Circuits+Syst%22%5BJournal%5D)">Fully implantable plantar cutaneous augmentation system for rats using closed-loop electrical nerve stimulation.</a> IEEE Trans Biomed Circuits Syst. 15 (2), 326-338 (2021).</li>
<li>Ouyang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+wireless+and+battery-less+implant+for+multimodal+closed-loop+neuromodulation+in+small+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">A wireless and battery-less implant for multimodal closed-loop neuromodulation in small animals.</a> Nat Biomed Eng. 7 (10), 1252-1269 (2023).</li>
<li>Zhou, Y., Liu, C., Huang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wireless+power+transfer+for+implanted+medical+applications%3A+A+review%5BTitle%5D)+AND+%22Energies%22%5BJournal%5D)">Wireless power transfer for implanted medical applications: A review.</a> Energies. 13 (11), 2837(2020).</li>
<li>Zymantiene, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+electromagnetic+field+exposure+on+mouse+brain+morphological+and+histopathological+profiling%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vet+Res%22%5BJournal%5D)">Effect of electromagnetic field exposure on mouse brain morphological and histopathological profiling.</a> J Vet Res. 64 (2), 319-324 (2020).</li>
<li>Ebrahim, S., Azab, A., Albasha, M., Albishti, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+biological+effects+of+electromagnetic+fields+on+human+and+experimental+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Int+Res+J+Nat+Appl+Sci%22%5BJournal%5D)">The biological effects of electromagnetic fields on human and experimental animals.</a> Int Res J Nat Appl Sci. 3, 106-121 (2016).</li>
<li>Wakeling, J. M., Tijs, C., Konow, N., Biewener, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+muscle+function+using+experimentally+determined+subject-specific+muscle+properties%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">Modeling muscle function using experimentally determined subject-specific muscle properties.</a> J Biomech. 117, 110242(2021).</li>
<li>Westerga, J., Gramsbergen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+the+electromyogram+of+two+major+hindlimb+muscles+during+locomotor+development+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Changes in the electromyogram of two major hindlimb muscles during locomotor development in the rat.</a> Exp Brain Res. 92 (3), 479-488 (1993).</li>
<li>Tosi, J., Taffoni, F., Santacatterina, M., Sannino, R., Formica, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Performance+evaluation+of+Bluetooth+low+energy%3A+A+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Sensors%22%5BJournal%5D)">Performance evaluation of Bluetooth low energy: A systematic review.</a> Sensors. 17 (12), 28988(2017).</li>
<li>IEEE Health Informatics-PoC medical device communication Part 00101: Guide-Guidelines for the use of RF wireless technology. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22IEEE+Std+11073-00101-2008%22">IEEE Std 11073-00101-2008</a>. , 1-125 (2008).</li>
<li>Xu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rehabilitation+effects+of+fatigue-controlled+treadmill+training+after+stroke%3A+A+rat+model+study%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Bioeng+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Rehabilitation effects of fatigue-controlled treadmill training after stroke: A rat model study.</a> Front Bioeng Biotechnol. 8, 590013(2020).</li>
<li>Nigg, S., Vienneau, J., Maurer, C., Nigg, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+symmetry+index+using+discrete+variables%5BTitle%5D)+AND+%22Gait+Posture%22%5BJournal%5D)">Development of a symmetry index using discrete variables.</a> Gait Posture. 38 (1), 115-119 (2013).</li>
</ol>

Todos os autores não têm conflito de interesses.

Este trabalho apresenta um sistema de aquisição de eletromiografia (EMG) de pequeno porte, fácil implementação, baixo custo e sem fio. O sistema evita efetivamente a degradação do sinal causada por cabos, pois não depende de nenhum equipamento de medição externo com fio. Ao montar o conector na parte traseira em vez da cabeça, o processo cirúrgico se torna significativamente mais fácil, reduzindo o risco de complicações. Essa configuração também minimiza as chances de a plataforma colidir com as paredes laterais, o que pode levar a artefatos de sinal. Além disso, alivia a fadiga do pescoço, pois o peso concentrado não é colocado na cabeça.
O protocolo inclui várias etapas críticas, principalmente a preparação precisa dos eletrodos intramusculares e a colocação cuidadosa dos conectores. Garantir que o isolamento seja removido com precisão e que os nós sejam amarrados corretamente é essencial para evitar a inserção excessiva durante a colocação do eletrodo1. Além disso, o monitoramento do sítio cirúrgico no pós-operatório é crucial para identificar precocemente possíveis complicações, garantindo assim o bem-estar dos animais envolvidos.
Embora a técnica proposta seja robusta, certas modificações podem aumentar sua eficácia. Por exemplo, ajustar o comprimento dos eletrodos com base no tamanho específico do músculo pode melhorar a qualidade do contato. Além disso, em caso de perda de sinal ou ruído durante as medições, a solução de problemas pode envolver a verificação das conexões e a garantia de que o dispositivo esteja devidamente protegido contra interferência eletromagnética6. Fornecer treinamento adequado à equipe cirúrgica também pode mitigar erros de procedimento, melhorando as taxas gerais de sucesso.
Apesar de suas vantagens, o dispositivo pesa cerca de 3 g, o que não é problemático para ratos, mas pode causar desconforto em camundongos menores ou mais jovens. Esse desconforto pode afetar seus padrões de marcha, impactando assim a análise comportamental via EMGore; O dispositivo ou conector não pode ser protegido se o rato for deixado sozinho na gaiola, o que representa um risco de dano13. Um invólucro de metal foi implementado para proteção quando o dispositivo não está em uso, mas desenvolvimentos adicionais podem melhorar esse aspecto.
A importância deste sistema reside em sua capacidade de fornecer gravações EMG contínuas e de alta qualidade sem as restrições impostas por dispositivos conectados. Os métodos tradicionais, incluindo cabos de amarração e grandes dispositivos implantáveis, muitas vezes limitam o movimento do animal e podem induzir estresse, distorcendo os resultados5. A técnica oferece uma abordagem mais humana, mantendo alta fidelidade na coleta de dados, o que é fundamental para a compreensão da função motora e recuperação em vários contextos experimentais3.
Em trabalhos futuros, existem inúmeras aplicações para esta técnica. Enquanto o estudo atual se concentrou no músculo gastrocnêmio medial (MG) para avaliar a simetria muscular durante a marcha, a metodologia pode ser adaptada para outros músculos e até mesmo estendida para medidas de eletrocardiografia (ECG). O aumento do número de eletrodos permitiria a coleta simultânea de sinais de vários locais11, facilitando análises abrangentes da coordenação e função muscular. Esse avanço pode levar a insights sobre estratégias de reabilitação para recuperação de AVC e outras condições neuromusculares.
Em conclusão, o sistema de aquisição EMG proposto apresenta um avanço significativo no campo dos estudos de locomoção animal. Ao abordar as limitações dos métodos existentes e fornecer uma plataforma versátil para pesquisas futuras, este sistema é promissor para melhorar nossa compreensão da função motora e recuperação em vários ambientes experimentais.

A eletromiografia envolve o registro de potenciais elétricos gerados pelas fibras musculares durante a contração. Essas propriedades são determinadas por sinais de ativação neural enviados de neurônios motores para músculos individuais. A EMG é amplamente utilizada em estudos de reabilitação, motores, cerebrais e relacionados aos nervos, e os métodos de medição podem ser amplamente classificados em EMG de superfície (sEMG) e EMG intramuscular (iEMG)1. Os eletrodos de superfície oferecem várias vantagens, principalmente em aplicações vestíveis, pois não são invasivos e requerem um processo de preparação simples2. Na EMGs implantada, o processo cirúrgico é mais simples em comparação com a EMGi, onde o eletrodo não precisa penetrar no músculo. Apesar dessas vantagens, a EMGs é propensa a contaminação de sinal, como distúrbios na interface músculo-eletrodo, artefatos de movimento, qualidade do contato do eletrodo e diafonia de sinal de músculos adjacentes1. Esses desafios são particularmente problemáticos quando os eletrodos são colocados próximos, como costuma ser o caso em estudos envolvendo pequenos animais. Por outro lado, a iEMG requer um procedimento cirúrgico adicional para penetração do eletrodo. Apesar das etapas extras do procedimento, esse método fornece registros EMG específicos do músculo com maior precisão e menos diafonia, pois os eletrodos estão permanentemente embutidos no tecido muscular3. Em estudos motores de pequenos animais, a EMGi é preferida, pois as informações de EMG específicas do músculo com instalação confiável do eletrodo são críticas4.
Várias abordagens foram relatadas para a aquisição de registros EMG de eletrodos em pequenos animais. Os cabos de amarração são comumente usados para conectar eletrodos a equipamentos de medição externos5,6,7,8,9,10,11, dispositivos podem ser implantados dentro do corpo12, ou uma plataforma vestível sem fio pode ser colocada no animal13. Os cabos de amarração são o método mais amplamente relatado devido à disponibilidade de equipamentos comerciais compatíveis para esse fim; no entanto, os fios de amarração causam desconforto aos animais, e seu movimento é frequentemente restringido pelos cabos, o que pode afetar o estudo. Os dispositivos implantáveis oferecem soluções sem fio, mas sua vida útil limitada da bateria pode restringir a duração dos experimentos. Além disso, o tamanho e o peso dos dispositivos instalados permanentemente podem causar estresse e desconforto aos animais, o que pode afetar o estudo. Técnicas de transferência de energia sem fio foram propostas para resolver os problemas em dispositivos implantáveis, mas manter um link de energia confiável para um dispositivo pequeno é normalmente muito difícil14. Além disso, a exposição a altos campos eletromagnéticos pode levar a consequências imprevistas, como redução da função imunológica e potenciais alterações neurodegenerativas no cérebro15,16.
O sistema de aquisição também pode ser implementado como uma plataforma vestível sem fio que lida com o processamento de sinal e transmite sem fio as gravações EMG para uma estação base. Embora este seja o método preferido, ele apresenta um desafio técnico para os usuários, e os detalhes experimentais muitas vezes não são totalmente abordados na literatura.
Neste trabalho, apresentamos um método de aquisição EMG simples, de baixo custo e confiável para estudos de locomoção em pequenos animais. Um par de eletrodos iEMG é implantado nos músculos dos membros posteriores de um rato, enquanto o restante do sistema de aquisição de sinal, incluindo amplificação, conversor analógico-digital e telemetria sem fio, é montado nas costas do animal. Os dados EMG são transmitidos para um computador pessoal para monitoramento em tempo real, com dados registrados localmente. Um experimento de locomoção em esteira é conduzido para demonstrar o sistema em um estudo de recuperação de AVC.

<table><tbody><tr><td>placa de níquel de 0,2 mm</td><td>de espessura Qualquer vendedor</td><td></td><td></td>disponível</tr><tr><td>cubicon</td><td>de filamento de impressão 3D</td><td>A-100</td><td></td></tr><tr><td>7 semanas de idade RAT</td><td>JABIO</td><td>SD (DBL) [7W M]</td><td></td></tr> <tr><td>Adesivo</td><td>Okong</td><td>1028453</td><td>para proteger o escudo</td></tr><tr><td>ANT1</td><td>Johanson Technology Inc.</td><td>2450AT07A0100001T</td><td></td></tr><tr><td>C1, C15, C16, C20</td><td>Vishay</td><td>1n</td><td>0201 (0603) métrico</td></tr><tr><td>C10, C13</td><td>Vishay</td><td>100p</td><td>0201 (0603) métrico</td></tr><tr><td>C11, C12</td><td>Vishay</td><td>4p</td><td>0201 (0603) métrico</td></tr><tr><td>C14, C19</td><td>Vishay</td><td>0.39n</td><td>0201 (0603) métrico</td></tr><tr><td>C2, C17</td><td>Vishay</td><td>22n</td><td>0201 (0603) métrico</td></tr><tr><td>C3, C5, C6</td><td>Vishay</td><td>0.1u</td><td>0201 (0603) métrico</td></tr><tr><td>C4, C18</td><td>Vishay</td><td>2.2u</td><td>0201 (0603) métrico</td></tr><tr><td>C7</td><td>Vishay</td><td>4.7u</td><td>0402 (1005) métrico</td></tr><tr><td>C8, C21</td><td>Vishay</td><td>1u</td><td>0201 (0603) métrico</td></tr><tr><td>C9</td><td>Vishay</td><td>1p</td><td>0201 (0603)</td></tr><tr><td>métrico Gaiola</td><td>JEUNG DO B & P</td><td>JD-C-02</td><td></td></tr><tr><td>Pano limpo</td><td>kimberly</td><td>41112</td><td></td></tr><tr><td>Conector acessório</td><td>Harwin</td><td>M20-1060400</td><td>Caixa de plástico</td></tr><tr><td>Conector acessório</td><td>Harwin</td><td>M20-1180042</td><td>Parte de metal</td></tr><tr><td>Máquina de cortar cabelo elétrica</td><td>Buzz</td><td>RFC-928</td><td></td></tr><tr><td>Pistola de calor</td><td>QUICK</td><td>861DW</td><td></td></tr><tr><td>IC1, IC3</td><td>Dispositivo análogo</td><td>AD8232</td><td>para a medida de EMG AFE</td></tr><tr><td>IC2</td><td>Semicondutor nórdico</td><td>nRF52832-CIAA</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Hana Pharm</td><td>657801261</td><td></td></tr><tr><td>L1</td><td>Vishay</td><td>3.3n</td><td>0201 (0603) bateria métrica</td></tr><tr><td></td><td>TheHan</td><td>TW402025</td><td>13 milímetros *10 milímetros * 4 milímetros, encabeçamento</td></tr><tr><td>Harwin</td><td>M22-2530505</td><td></td> do<td>Pin 30mAh</td></tr><tr><td>R1, R2, R9, R10, R13, R14, R21, R22</td><td>Vishay</td><td>10M</td><td>0201 (0603) métrico</td></tr><tr><td>R11, R23</td><td>Vishay</td><td>100k</td><td>0201 (0603) métrico</td></tr><tr><td>R12, R24</td><td>Vishay</td><td>1M</td><td>0201 (0603) métrico</td></tr><tr><td>R3, R4, R5, R7, R15, R16, R17, R19</td><td>Vishay</td><td>180k</td><td>0201 (0603) métrico</td></tr><tr><td>R6, R18</td><td>Vishay</td><td>160k</td><td>0201 (0603) métrico</td></tr><tr><td>R8, R20</td><td>Vishay</td><td>768k</td><td>0201(0603)metric</td></tr><tr><td>Fio de solda</td><td>Alpha metal</td><td>SACX0307</td><td></td></tr><tr><td>Ferro de solda</td><td>Hakko</td><td>FX-951</td><td></td></tr><tr><td>Fios de aço inoxidável revestidos com Teflon</td> Agulha de sutura <td>A-M Systems</td><td>793200</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp;</td>Fio de sutura <td>AILEE</td><td>301289</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Ethicon</td><td>604G</td><td></td></tr><tr><td>Esteira</td><td>Daejong Bio</td><td>DJ2-243</td><td></td></tr><tr><td>U1</td><td>Torex Semiconductor</td><td>XC6204B332DR-G</td><td></td></tr><tr><td>Y1</td><td>Murata Electronics</td><td>XRCTD32M000N1P1AR0</td><td></td></tr></tbody></table>

um sistema de medição de eletromiografia vestível em tempo real para pequenos animais

A Real-Time Wearable Electromyography Measurement System for Small Animals

O método de medição de eletromiografia intramuscular (EMG) para animais experimentais foi implementado de várias maneiras. Dentre esses métodos, amarrar cabos a dispositivos de medição externos pode restringir o movimento de animais experimentais, enquanto dispositivos implantáveis podem causar efeitos colaterais indesejados devido à presença constante de um dispositivo com tamanho e peso consideráveis. Para resolver essas questões, propomos um sistema de medição EMG de baixo custo, sem fio e destacável e um procedimento experimental. Este artigo enfoca a instalação cirúrgica de eletrodos de fio intramuscular com pequenos conectores e o desenvolvimento do sistema sem fio. Notavelmente, neste sistema, apenas os eletrodos de fio são inseridos no corpo do animal. Usando este sistema, as medições EMG podem ser facilmente realizadas conectando o sistema de circuito a um conector instalado nas costas do animal, com monitoramento em tempo real alcançável em um laptop. O método proposto é explicado de forma detalhada, passo a passo, seguido de uma demonstração envolvendo a inserção de eletrodos intramusculares nos membros posteriores de um rato. Um experimento em esteira é conduzido para um estudo de locomoção, e os sinais eletrofisiológicos resultantes são posteriormente obtidos e analisados.

Neste estudo, é apresentado um método sem fio simples para aquisição de EMG. Embora seja necessária uma intervenção cirúrgica, apenas a área específica para inserção do eletrodo e fixação do conector é parcialmente incisada, reduzindo significativamente o impacto sobre o animal. Nesta demonstração, os eletrodos foram inseridos nas extremidades inferiores, mas estudos eletrofisiológicos semelhantes podem ser realizados em diversas outras regiões utilizando o mesmo método. Esta abordagem oferece a vantagem de permitir a medição contínua de sinais eletrofisiológicos sem a necessidade de cabos fixos e sem impor restrições comportamentais. A placa de circuito (PCB) tem um diâmetro de 9 mm, altura de 3 mm e pesa no total 3 g. A substituição da bateria é simples, e o sistema proposto permite o monitoramento contínuo do comportamento motor. Uma fotografia mostrando a fixação do conector e do dispositivo, bem como a forma de onda do EMG, é apresentada na Figura 7.
Neste estudo, uma esteira rolante foi utilizada para analisar os padrões de movimento dos ratos. A esteira rolante é uma ferramenta eficaz para analisar o movimento animal17, permitindo a avaliação de problemas musculares ou neurológicos. Embora também possa ser usada para estudar o movimento livre em ratos, este experimento tem como objetivo específico analisar as alterações no movimento causadas por diversas condições. Para isso, é necessário um movimento contínuo e repetitivo, tornando a esteira rolante uma escolha adequada para os nossos propósitos.
Vários métodos podem ser utilizados para analisar a locomoção animal com EMG. Entre esses métodos, o índice de simetria foi utilizado na análise comportamental21,22. O índice de simetria mede o equilíbrio de atividade entre dois músculos em lados opostos do corpo, e nós o utilizamos para avaliar a recuperação após um acidente vascular cerebral.
<img alt="Diagrama da configuração de gravação de nervo com inserção muscular e isolamento, mostrando nós nos fios e estados de remoção." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67418/67418fig1.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figure 1"> 
Figura 1: Processo de preparação do eletrodo de fio. (A) Ilustração da estrutura do fio e da posição da remoção do isolamento. Devem-se fazer três nós ao inserir os fios nos músculos para evitar inserção excessiva. (B) O isolamento é completamente removido na extremidade do fio. (C) O isolamento é parcialmente removido para facilitar o contato com o músculo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/67418fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Diagrama do processo de montagem da conexão de fio; os passos incluem inserir, fixar e soldar os fios." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67418/67418fig2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figura 2"> 
Figura 2: Processo de montagem do eletrodo de fio e do conector. (A) Preparação dos materiais para montagem. (B) Inserção do fio na peça metálica. (C) Soldagem do fio aos componentes metálicos. (D) Puxar o fio através da abertura do alojamento plástico. (E) Inserção do fio e dos componentes metálicos no alojamento plástico. (F) Conclusão da montagem para todos os fios e uso de adesivo de cianoacrilato para fixar o alojamento plástico ao guia de sutura (parte cinza). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/67418fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Conjunto de instrumentos cirúrgicos sobre campo estéril para procedimento médico com tesoura, pinças e porta-agulhas." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67418/67418fig3.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figura 3"> 
Figura 3: Instrumentos cirúrgicos necessários para o procedimento. Uma coleção de instrumentos cirúrgicos necessários para o procedimento, incluindo (1) agulha de sutura, (2) pinça, (3) pinça, (4) tesoura cirúrgica, (5) tesoura fina, (6-7) hemostatos, (8) porta-agulhas e (9) eletrodo preparado. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/67418fig3large.jpg" target="_blank">Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Diagrama de implante de eletrodo em músculo de roedor; incisão cirúrgica, fiação, configuração de gravação." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67418/67418fig4v2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figure 4"> 
Figura 4: Procedimento de fixação do fio do eletrodo. (A) Posições das incisões nas costas e na perna. (B) Inserção do porta-agulha através da incisão para segurar o fio. (C) Puxando o fio para fora da incisão. (D) Técnica de sutura no músculo-alvo, posicionando os eletrodos ao redor da parte mais espessa do músculo com um espaçamento de 5 mm. (E) Estado final da operação concluída. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/67418fig4v2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Diagrama de fixação do dispositivo médico, conector de blindagem metálica, processo de sutura, aplicação de adesivo." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67418/67418fig5.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figure 5"> 
Figura 5: Posicionamento do Conector. (A) Sutura sob o conector. (B) Fixação do conector com fio de sutura. (C) Aplicação de adesivo sobre o conector e colocação de uma blindagem metálica para proteção. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/67418fig5large.jpg" target="_blank">Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Dispositivo EMG vestível em porco, diagrama de eletrodo e gráfico de sinal em tempo real no experimento com esteira rolante." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67418/67418fig6.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figure 6"> 
Figura 6: Demonstração da aquisição de EMG. (A) Fotografia do sistema de aquisição de EMG montado em um rato. (B) Realização de um teste em esteira rolante a uma velocidade de 25 m/min. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/67418fig6large.jpg" target="_blank">Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Gráfico de análise do sinal de eletromiografia (EMG), dados filtrados e envoltórios dos músculos da perna ao longo do tempo." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67418/67418fig7.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figure 7"> 
Figura 7: Sinal de EMG medido e forma de onda de EMG envoltória. (A) A forma de onda bruta do sinal de EMG medido. (B) Sinal de EMG filtrado utilizado para obter o envoltório. (C) Forma de onda envoltória com uma linha de limiar para análise do índice de simetria. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/67418fig7large.jpg" target="_blank">Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.</a>
Figura Suplementar 1: Esquema da disposição do circuito em placa de circuito impresso (PCB). Uma representação esquemática da disposição do circuito em placa de circuito impresso (PCB), ilustrando o arranjo dos componentes e conexões. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/Supplementary_Figure_1.png" target="_blank">Clique aqui para baixar esta figura.</a>
Figura Suplementar 2: Projeto do circuito impresso da camada traseira. Projeto da camada traseira da placa de circuito impresso (PCB), detalhando os posicionamentos dos componentes e o roteamento da circuitaria. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/Supplementary_Figure_2.png" target="_blank">Clique aqui para baixar esta figura.</a>
Figura Suplementar 3: Projeto do circuito impresso da camada superior. Projeto da camada superior da placa de circuito impresso (PCB), mostrando o layout dos componentes e as conexões elétricas. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/Supplementary_Figure_3.png" target="_blank">Clique aqui para baixar esta figura.</a>
Arquivo de Código Suplementar 1: Preparação do firmware para configuração do ADC. Instruções para preparar o firmware a fim de configurar um conversor analógico-digital (ADC) de 2 canais com resolução de 8 bits e taxa de amostragem de 2 amostras por segundo (kSPs). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/main.c.txt" target="_blank">Clique aqui para baixar este arquivo.</a>
Arquivo de Código Suplementar 2: Aplicativo de plotagem baseado em Python. Descrição do aplicativo de plotagem baseado em Python utilizado neste estudo para visualização e análise de dados. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/Python-display.py" target="_blank">Clique aqui para baixar este arquivo.</a>

Um protocolo é apresentado para a instalação e preparação de eletrodos intramusculares, juntamente com um dispositivo de medição miniaturizado montável em animais para análise de eletromiografia (EMG) em estudos de locomoção. Este sistema permite a transmissão sem fio de dados EMG em tempo real para investigar a recuperação da locomoção em ratos modelo AVC.

Um sistema de medição de eletromiografia vestível em tempo real para pequenos animais

The intramuscular electromyography (EMG) measurement method for experimental animals has been implemented in various ways. Among these methods, tethering ...

a-real-time-wearable-electromyography-measurement-system-for-small

Research

JoVE Journal

Engineering

Engenharia

Telemétrica ECG tem emergido como uma ferramenta essencial na avaliação de modelos animais para arritmias cardíacas e morte súbita cardíaca. Aqui, apresentamos um guia passo a passo para gravações de telemetria de ECG para aplicação em monitoramento de longo prazo ECG ambulatorial em camundongos.

Gravação de ECG ambulatorial em Ratos

Um procedimento é descrito para manipular a actividade de neurónios piramidais corticais cerebrais optogenetically enquanto o electroencefalograma, electromiograma, e concentração do lactato cerebral são monitorados. Gravações experimentais são realizados em ratinhos de cabo-cativos, enquanto eles sofrem espontâneas do sono / vigília ciclos. Optogenética equipamento é montado no nosso laboratório, o equipamento de gravação encontra-se comercialmente disponível.

Eletroencefalografia simultânea, em tempo real de medição da concentração de lactato e Manipulação optogenética da atividade neuronal do córtex cerebral de roedores

O vídeo demonstra o monitoramento contínuo de eletroencefalografia (EEG) de longo prazo em filhotes de roedores usando um sistema transmissor sem fio. O transmissor contém dois eletrodos de gravação e um eletrodo de referência que se estende até a superfície do cérebro. Ao colocar o filhote em uma câmara de gravação, o EEG pode ser monitorado continuamente durante todo o desenvolvimento do filhote até a idade adulta.

Monitoramento contínuo de eletroencefalografia de longo prazo em um filhote de roedor

Fonte: Jensen, V. N., et al. Medição repetida da atividade muscular respiratória e ventilação em modelos de camundongos com doença neuromuscular. J. Vis. Exp. (2017). Este vídeo demonstra o método para registrar sinais simultâneos de pletismografia e eletromiografia em um modelo de camundongo ALS em movimento livre. O procedimento envolve o uso de eletrodos implantados e um transmissor para capturar a atividade muscular, juntamente com uma câmara de pletismografia para monitorar os padrões...

Pletismografia e Eletromiografia Simultâneas em Modelo de Camundongo ALS

Aqui demonstramos o uso de uma tecnologia de habilitação sem fio para eletroencefalograma (EEG) em modelos de roedores neonatais de doenças humanas. Com a telemetria, não há conexões onerosas, permitindo assim comportamentos naturais.

Monitorização EEG contínuo a longo prazo no pequeno roedor modelos de doença humana, utilizando o Sistema Epoch transmissor sem fio

Este documento apresenta um método para medições repetidas de ventilação e da actividade dos músculos respiratórios em um modelo de rato comportando livremente esclerose lateral amiotrófica (ELA) em toda a progressão da doença com pletismografia do corpo inteiro e electromiografia através de um dispositivo de telemetria implantada.

Medida repetida de actividade muscular respiratória e Ventilação no rato modelos de doença neuromuscular

Aqui, apresentamos um protocolo para gravar o cérebro e coração bio sinais nos ratos usando vídeo simultâneo, Eletroencefalografia (EEG) e eletrocardiograma (ECG). Descrevemos também métodos para analisar as gravações de EEG-ECG resultantes para convulsões, potência espectral de EEG, função cardíaca e variabilidade da frequência cardíaca.

Simultânea vídeo-EEG-ECG de monitoramento para identificar a disfunção Neurocardiac em modelos de Mouse de epilepsia

Apresentado aqui é um protocolo para a fabricação de um sistema implantável para registro cronológico in vivo de potenciais eletromiográficos evocados e espontâneos. O sistema é aplicado à investigação da reinervação dos músculos laríngeos após lesão nervosa.

Um sistema implantável para eletromiografia crônica in vivo

O eletrocardiograma (ECG) é a variável chave para o entendimento da eletrofisiologia cardíaca. O exercício físico tem efeitos benéficos, mas também pode ser prejudicial no contexto de doenças cardiovasculares. Este manuscrito fornece um método de registro de ECG em tempo real durante o exercício, que pode servir para investigar seus efeitos na eletrofisiologia cardíaca em camundongos.

Monitoramento do Eletrocardiograma em Tempo Real Durante o Treinamento em Esteira Rolante em Camundongos

Este protocolo descreve a fabricação manual e a implantação cirúrgica de eletrodos eletromiográficos (EMG) nos músculos dos membros anteriores de camundongos para registrar a atividade muscular durante experimentos de comportamento com a cabeça fixa.

Registrando a atividade muscular dos membros anteriores em camundongos com cabeça fixa com eletrodos EMG implantados cronicamente

Nosso objetivo era fornecer um guia atualizado e fácil de seguir sobre a fabricação e teste de eletrodos de eletromiografia epimísia. Para esse fim, fornecemos instruções para o fornecimento de materiais e um passo a passo detalhado do processo de fabricação e teste.

Desenvolvimento de um eletrodo de eletromiografia epimísia de baixo custo: um fluxo de trabalho simplificado para fabricação e teste

Aprenda a instalar eletrodos intramusculares e um dispositivo miniaturizado para eletromiografia sem fio em ratos modelo de AVC. Este sistema permite monitorar a recuperação da locomoção em tempo real sem restrições de movimento.

Um sistema de medição de eletromiografia vestível em tempo real para pequenos animais

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