Name: Planimetria digital para avaliar a cinética de fechamento de feridas em um modelo de camundongo (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-01-10T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 56 s
Description: Aprenda a usar planimetria digital para avaliar a cinética de fechamento de feridas em camundongos. Este método padronizado com cabine fotográfica controlada reduz variabilidade e melhora a reprodutibilidade em estudos pré-clínicos de cicatrização.

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Todos os procedimentos experimentais envolvendo ratos de laboratório foram conduzidos de acordo com os padrões éticos e regulamentos estabelecidos na Norma Oficial Mexicana (NOM-062-ZOO-1999) para o manuseio e cuidado de animais de laboratório. O protocolo foi revisado e aprovado pelo Comitê Interno para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório (CICUAL) do Instituto Nacional de Pesquisa Nuclear (ININ) sob o número de referência CICUAL-01-23. Foram utilizados camundongos CD1 machos (n = 4), com 10 semanas de idade, peso corporal variando de 28 a 32 g. Todos os animais foram selecionados para garantir uniformidade na cepa, idade, sexo e peso corporal, minimizando a variabilidade nos resultados experimentais. Os detalhes dos reagentes e do equipamento utilizado estão listados na Tabela de Materiais.
1. Construção de cabine fotográfica para aquisição de imagens macroscópicas
NOTA: O software SolidWorks licenciado (versão 2015) foi usado para projetar uma cabine de fotos para eliminar fontes de iluminação externas. Um cubo de 40 cm × 40 cm foi construído usando um perfil de alumínio branco de uma polegada de espessura. O cubo consistia em três seções, montadas sequencialmente: teto, paredes laterais e piso (Figura 1A).
<ol>
	<li>Construção do telhado NOTA: O telhado foi regionalizado como borda frontal (A), borda traseira (B) e bordas laterais (C e D) para orientar (Figura 1B).<ol>
		<li>Fixe na área interna da borda lateral do telhado (C e D) um perfil de alumínio com fenda (projetado para segurar vidro) com 1,5 cm de largura, 2,51 cm de espessura e 34,9 cm de comprimento (Figura 1B).</li>
		<li>Coloque duas placas retangulares de alumínio de 34,5 cm de comprimento x 13 cm de largura com polietileno no centro da ranhura de cada perfil de telhado (Placa 1 e 2 na Figura 1C) para permitir o deslizamento pela ranhura de ambos os perfis.</li>
		<li>Instale uma lâmpada tubular LED RGB de 20 cm com uma faixa de temperatura de cor de 2500-9000 K (Figura 1C) em um ângulo de 45° na borda inferior do painel 1 usando fita dupla-face.</li>
		<li>Monte nos painéis de cobertura 1 e 2 um painel retangular de placa de espuma de 32 cm x 12 cm com um recorte circular central de 7,82 cm de diâmetro para permitir a instalação da lente da câmera (Figura 1C).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Construção do piso<ol>
		<li>Coloque um pedaço quadrado de 40 cm x 40 cm de placa de espuma branca em cima dos perfis da área do piso. Corte quadrados com um comprimento lateral de 2,54 cm de cada canto da placa de espuma (Figura 1E).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Construção de paredes laterais<ol>
		<li>Corte quatro painéis de placa de espuma quadrangular de 40 cm x 40 cm.</li>
		<li>Cole dois painéis com silicone nos lados C e D para formar as paredes laterais esquerda e direita (Figura 1F).</li>
		<li>Prenda tiras de velcro nos perfis de alumínio A e B para facilitar a manipulação dos elementos internos da cabine de fotos. Além disso, prenda 1 cm da borda de uma linha de fixadores adesivos a dois quadrados de espuma de papelão de um lado e coloque-os nas paredes frontal e traseira (Figura 1F).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Construção da base de referência NOTA: Uma base de referência foi necessária para manter o camundongo em decúbito ventral durante a anestesia e durante toda a documentação da evolução da ferida. Os componentes 3D foram projetados e fabricados usando a técnica de Modelagem por Deposição Fundida (FDM) com material PLA e uma impressora 3D23,24.<ol>
		<li>Imprima em 3D a máscara com uma base de 2 cm de largura, comprimento e altura e coloque-a a 11,5 cm da borda de um retângulo de placa de espuma branca pré-cortado de 40 cm x 28 cm para manter os camundongos sob anestesia inalatória (Figura 1D, cor vermelha).</li>
		<li>Imprima em 3D a plataforma retangular (9 cm de comprimento, 5 cm de largura, 2,5 cm de altura) com quatro áreas extrudadas para alinhar o dorso do mouse durante a aquisição da imagem. Essas áreas apoiavam a cabeça, os membros e a região abdominal para manter a posição prona. Cole esta plataforma no centro da base de referência (Figura 1D, cor verde).</li>
		<li>Imprima em 3D o bloco da régua (2 cm de largura, 8 cm de comprimento, 2,5 cm de altura) e fixe-o a 1 cm do lado esquerdo da base do mouse para colocar o elemento de referência de medição necessário para o processamento digital da imagem (Figura 1D, cor azul).</li>
		<li>Conecte uma régua graduada de aço inoxidável de 15 cm ao bloco da régua e instale toda a base de referência dentro da cabine para dimensionamento de imagem (Figura 1D).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Processo de montagem de cubo modular; diagrama rotulado de telhado, piso, paredes, componentes; Design 3D." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67475/67475fig1.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 1"> 
Figura 1: Diagrama para a construção do gabinete de aquisição de imagens macroscópicas. (A) Seções da cabine (teto, paredes laterais, piso). (B)Orientação dos perfis que formam a cobertura; frente (A), traseira (B) e laterais (lado interno dos perfis em vermelho "C,D"). (C) Painéis de telhado 1 e 2, instalação do tubo de luz LED, placa da lente da câmera e instalação no piso. (D) Instalação da máscara de anestesia (VERMELHO), plataforma do mouse (VERDE) e plataforma retangular para posicionamento da régua de medição (AZUL) na base de referência. (E) Localização final da base de referência. (F) Instalação de paredes laterais, frontais e traseiras. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67475/67475fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
2. Manutenção animal
<ol>
	<li>Obter autorização do comitê de bioética da instituição para testes em animais. Use camundongos CD1 (n = 4), com 10 semanas de idade, pesando 28-32 g.</li>
	<li>Alojar os ratos em condições padrão: manter uma temperatura de 21 °C, ciclos claro/escuro de 12/12 h, 45% de umidade e fornecer acesso ad libitum a água e comida, exceto durante sessões de fotodocumentação.</li>
</ol>
3. Geração de feridas traumáticas
<ol>
	<li>Jejue os camundongos por 8 h antes do procedimento. Anestesiar os camundongos com pentobarbital sódico intraperitoneal a 65 mg / kg25 (seguindo protocolos aprovados institucionalmente).<ol>
		<li>Confirme a profundidade da anestesia verificando se há falta de reflexo de abstinência durante uma pinça interdigital. Aplique pomada oftálmica nos olhos para evitar o ressecamento durante a anestesia. Mantenha os camundongos a uma temperatura estável de 37 °C durante a cirurgia e recuperação (20 min).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Coloque o camundongo em decúbito ventral e depile uma área de 2,5 cm x 3 cm da região cervical caudalmente usando lâminas cirúrgicas. Estique a pele para evitar lacerações. Realize assepsia e antissepsia usando iodopovidona alternada e enxágues com água estéril.</li>
	<li>Use um punção de biópsia estéril de 5 mm e aplique pressão com movimentos circulares para criar uma incisão dermoepidérmica no nível da omoplata. Remova a aba com pinça serrilhada e corte com tesoura de ponta de íris (Figura 2A).</li>
	<li>Em caso de presença de pontos de sangramento na ferida, aplique um choque eletricista com um dispositivo de eletrocautério para obter hemostasia.</li>
	<li>Coloque uma película dérmica circular de 1 cm de diâmetro sobre a ferida usando uma pinça de joalheiro para evitar contaminação e contração.</li>
	<li>Realize todas as cirurgias de sobrevivência em condições estéreis. Prepare o local da cirurgia com desinfetantes como iodopovidona. Use luvas estéreis e máscara e mantenha a esterilidade durante todo o procedimento usando instrumentos estéreis e minimizando o contato com superfícies não estéreis.<ol>
		<li>Após a cirurgia, coloque os camundongos em gaiolas individuais a 24 ° C e monitore-os até que recuperem a consciência suficiente para manter a posição esternal. Certifique-se de que a temperatura corporal seja controlada durante e após a cirurgia para evitar hipotermia usando fontes externas de calor.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Administrar analgesia até o dia 4 diluindo o cetorolaco em água potável a 5 mg/kg26.</li>
	<li>Após 14 dias, quando as feridas em roedores saudáveis normalmente atingem estágios avançados de cicatrização, eutanasiar os camundongos por substituição de O2 em uma câmara de CO2 seguindo os padrões internacionais. Isso marca o ponto final do estudo.</li>
</ol>
4. Aquisição de imagens macroscópicas
<ol>
	<li>Capture imagens das feridas diariamente por 14 dias consecutivos para monitorar a cinética contínua de fechamento da ferida. Use uma câmera semiprofissional ou profissional; Posicione a lente através da abertura circular no teto da cabine de fotos. NOTA: Ajuste o cronograma conforme necessário com base nas condições experimentais.</li>
	<li>Use um tubo de luz LED RGB no modo de temperatura de cor correlacionada (CCT), definido para 9000 K e 100% de brilho para iluminação.</li>
	<li>Posicione a base de referência no centro do piso da cabine de fotos.</li>
	<li>Coloque o camundongo na câmara de anestesia inalada por 3 min (Figura 2B).</li>
	<li>Após a indução da anestesia, coloque o mouse em decúbito ventral na plataforma do mouse. Prenda o focinho dentro da máscara de anestesia com sevoflurano, fornecendo sevoflurano a 5% a uma taxa de fluxo de oxigênio de 1,5 L/min (Figura 2C).</li>
	<li>Antes de capturar imagens, remova o filme dérmico da ferida usando uma pinça de joalheiro e alinhe a base de referência com a lente da câmera.</li>
	<li>Instale a parede frontal da cabine de fotos e capture imagens macroscópicas com as seguintes configurações: abertura f/3.2, tempo de exposição 1/200s, velocidade ISO 80, distância focal 4mm.</li>
	<li>Usando uma pinça de joalheiro, coloque um filme dérmico de 1 cm de diâmetro na ferida antes de remover a máscara de anestesia. Transfira os camundongos para gaiolas individuais e observe até a recuperação motora.</li>
</ol>
5. Processamento de imagem
<ol>
	<li>Gere uma cópia de backup das imagens macroscópicas. Processe as imagens usando o software ImageJ.</li>
	<li>Abra a imagem de backup no ImageJ seguindo o caminho: Arquivo &gt; Abrir &gt; Pesquisar nas imagens e clique em Abrir.</li>
	<li>Dimensione a imagem por referência: Maximize a imagem, selecione a ferramenta de linha reta , amplie a régua ao lado do mouse usando a tecla +, desenhe uma linha reta de 10 mm na imagem da régua e vá para Analisar &gt; Definir escala &gt; Digite " 10" para Distância conhecida &gt; Defina a unidade de comprimento como mm e clique em Ok. Isso determina a proporção de pixels para distância para a imagem macroscópica (Figura 2D).</li>
	<li>Separe a área da ferida da imagem: Use a ferramenta retângulo para selecionar a área ao redor da ferida (w = 150, h = 150). Registre os valores X e Y, clique com o botão direito do mouse no retângulo &gt; Duplicar &gt; Nomeie o assunto &gt; Pressione Enter. Na nova imagem, pressione + duas vezes para aumentar o zoom (Figura 2E).</li>
	<li>Salve a imagem cortada seguindo o caminho: Arquivo &gt; Salvar como &gt; Tiff &gt; Digite o nome &gt; Salvar.</li>
	<li>Crie uma duplicata da imagem cortada para evitar modificações durante a segmentação: Clique com o botão direito do mouse na imagem cortada &gt; Duplicar &gt; Nomeie-a adicionando "Segmentação" ao final. Em seguida, pressione Enter. Na nova imagem, pressione + duas vezes para aumentar o zoom.</li>
	<li>Separe a imagem em canais de cores seguindo este caminho: Tipo de &gt; de imagem &gt; Pilha RGB. Na imagem do canal vermelho (1/3 Vermelho), clique com o botão direito do mouse em Duplicar e pressione OK na janela Duplicar.</li>
	<li>Segmente a imagem do canal vermelho. Clique na imagem do canal vermelho, Imagem &gt; Ajustar &gt; Limite. Em seguida, selecione Padrão &gt; Aplicar (Figura 2F).</li>
	<li>Retifique a região de interesse (ROI) para garantir a cobertura completa da ferida e evitar distorções de segmentação. NOTA: Se as áreas ao redor da ferida não estiverem incluídas na segmentação, vá para Processar &gt; Binário &gt; Preencher Furos. Para remover pontos pretos fora da ferida, vá para Processar &gt; Binário &gt; Corroer. Se o comando Erodir reduzir o tamanho da ferida, corrija-o usando Processar &gt; Binário &gt; Dilate.</li>
	<li>Marcar o perímetro do ROI: Editar &gt; seleção &gt; Criar seleção. O ROI será destacado em amarelo. Adicione-o ao ROI Manager seguindo Editar &gt; Seleção &gt; Adicionar ao Manager (Figura 2G).</li>
	<li>Valide a segmentação: abra a janela Gerenciador de ROI e selecione o ROI a ser revisado: Mais &gt; Traduzir. Insira os valores X e Y registrados na etapa 4 e pressione OK.<ol>
		<li>Maximize a imagem original e selecione o ROI no ROI Manager. Ajuste a ROI usando as teclas de seta até que ela se alinhe com a ferida (Figura 2H). Se o ROI corresponder à ferida, a segmentação foi bem-sucedida. Caso contrário, repita a partir da etapa 2.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Uma vez confirmada a segmentação, obtenha as medidas da ferida: Analisar &gt; Medir. Uma tabela de resultados exibirá os valores de área, perímetro e posição X/Y. Copie esses valores para o software SPSS para documentação e análise estatística (Figura 2I).</li>
</ol>
<img alt="Diagrama do processo de cicatrização de feridas em camundongos com punção de biópsia e análise RGB; recolha de dados." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67475/67475fig2.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 2"> 
Figura 2: Fluxo de trabalho de medição de feridas usando planimetria digital e técnicas de segmentação. (A) Incisão dermoepidérmica usando um punção de biópsia estéril de 5 mm. (B) Colocar o camundongo em uma câmara de anestesia inalada por 3 min. (C) Documentação fotográfica posicionando o camundongo anestesiado na cabine de fotos e prendendo seu focinho dentro de uma máscara de sevoflurano. (D) Abrir a imagem obtida no ImageJ e dimensioná-la usando a régua como referência. (E) Extraindo a área da ferida usando a ferramenta retângulo. (F) Separar a imagem em canais RGB e processar o canal vermelho. (G) Delinear e gerenciar a região de interesse (ROI). (H) Validar a segmentação combinando o ROI com a ferida. (I) Medir os parâmetros da ferida e registrar os resultados para análise estatística. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67475/67475fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
6. Eutanásia pós-procedimento
NOTA: O estudo é concluído após 14 dias, momento em que as feridas em roedores saudáveis normalmente atingem estágios avançados de cicatrização. Nesta fase, os camundongos foram sacrificados humanamente seguindo o procedimento de eutanásia estabelecido institucionalmente aprovado.
<ol>
	<li>Prepare o equipamento. Certifique-se de que a câmara de eutanásia esteja limpa, seca e de tamanho apropriado para acomodar os ratos sem superlotação. Conecte a câmara a uma fonte de CO2 de grau médico com um regulador de fluxo.</li>
	<li>Transfira suavemente os ratos para a câmara para minimizar o estresse. Certifique-se de que eles estejam em um ambiente calmo com o mínimo de distúrbios externos.</li>
	<li>Defina a taxa de fluxo de CO2 para 20% -30% do volume da câmara por minuto, conforme recomendado pelas Diretrizes da AVMA para a Eutanásia de Animais. Aumente gradualmente a concentração de CO2 para evitar induzir angústia ou desconforto nos camundongos.</li>
	<li>Observe os camundongos de perto durante o procedimento. Procure sinais de perda gradual de consciência, incluindo atividade e respiração reduzidas, seguidas de apneia e parada cardíaca.</li>
	<li>Confirme a morte quando os ratos não estiverem mais respirando e não mostrarem sinais de movimento; Aguarde mais 1-2 minutos para garantir a cessação completa das funções vitais. Verifique a morte confirmando a ausência de reflexos (por exemplo, reflexo da córnea) e atividade cardíaca.</li>
	<li>Transfira as carcaças para recipientes designados de Resíduos Biológicos Perigosos. Siga os protocolos institucionais e as diretrizes nacionais para o descarte seguro de restos mortais.</li>
	<li>Registre o número de animais sacrificados, a data e quaisquer observações relevantes para garantir a conformidade com os padrões éticos e institucionais.</li>
</ol>

<ol><li>Martinengo, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevalence+of+chronic+wounds+in+the+general+population%3A+systematic+review+and+meta-analysis+of+observational+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Epidemiol%22%5BJournal%5D)">Prevalence of chronic wounds in the general population: systematic review and meta-analysis of observational studies.</a> Ann Epidemiol. 29, 8-15 (2019).</li>
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</ol>

<table><tbody><tr><td>Punção de Biópsia de 5 mm</td><td>MILTEX, USA</td><td>33-35</td><td>Para marcar as bordas da ferida</td></tr><tr><td>Alumínio com núcleo de polietileno</td><td>Alucobond,USA</td><td>Bright Silver 119</td><td>Para a construção da lente de câmera de aquisição de imagem macroscópica Booth</td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Sony, Japão</td><td>SEL2470Z</td><td>Focar as imagens para fotografar</td></tr><tr><td>Eletrocautério</td><td>Bonart, EUA</td><td>ART-E1</td><td>Para eliminar pontos de sangramento na ferida, se houver.</td></tr><tr><td>Tiras de fixação de gancho e laço&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td>VELCRO</tr><tr><td>IBM SPSS Statistics Versão 22</td><td>IBM Corporation, EUA</td><td>https://www.ibm.com/analytics/spss-statistics</td><td>Usado para análise estatística de medições de feridas, incluindo dados de área e perímetro.</td></tr><tr><td>ImageJ Versão 1.53t</td><td>National Institutes of Health, EUA</td><td>https://imagej.nih.gov/ij/</td> <td>Usado para processar imagens macroscópicas, incluindo dimensionamento, segmentação e medição de parâmetros de feridas.</td></tr><tr><td>Ketorolac</td><td>SIEGFRIED RHEIN, México</td><td>493977</td><td>Para controle da dor pós-operatória</td></tr><tr><td>Tesoura de Íris Milkex, 4-1/8" Curvada</td><td>MILTEX, EUA</td><td>V95-306</td><td>Para cortar o retalho de ferida gerado com o tubo</td></tr> de <tr><td>luz LED RGB</td> perfurador de biópsia <td>ANDOER, China</td><td>&lrm; B09F8RLMSY</td><td>Para iluminar a Cabine de Aquisição de Imagem Macroscópica</td></tr><tr><td>Câmera semi profissional</td><td>Sony, Japão</td><td>&nbsp; DSC-HX300</td><td>Para tirar as fotos</td></tr><tr><td>Pinça serrilhada</td><td>MILTEX, EUA</td><td>V96-118</td><td>Para segurar a aba durante o corte</td></tr><tr><td>Sevoflurano</td><td>Baxter, EUA</td><td>AMX2L9117PR</td><td>Para anestesia inalada</td></tr><tr><td>Pentobarbital Sódico</td><td>Aranda, México</td><td>734.448.001.212</td><td>Para anestesia intraperitoneal</td></tr><tr><td>SolidWorks Versão 2015</td><td>Dassault Syst&egrave; mes, França</td><td>&nbsp; https://www.solidworks.com/</td> <td>Usado para projetar e criar modelos 3D para a construção de acessórios para a cabine de fotodocumentação.</td></tr><tr><td>Lâminas cirúrgicas&nbsp;</td><td>HERGOM, México</td><td>H10</td><td>Para raspar o cabelo na área onde a ferida será criada</td></tr><tr><td>Curativo Adesivo Transparente</td><td>3M, USA</td><td>F51CA07</td><td>Para cobrir a ferida traumática</td></tr></tbody></table>

planimetria digital para avaliar a cinética de fechamento de feridas em um modelo de camundongo

Digital Planimetry for Assessing Wound Closure Kinetics in a Mouse Model

Após o dimensionamento das imagens no software ImageJ, o perímetro médio (Tabela 1) e a área (Tabela 2) das feridas, juntamente com seus respectivos desvios-padrão, foram obtidos por meio de segmentação digital. Esses valores foram registrados do dia zero ao décimo quarto dia (D0-D14).
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Dia</td>
			<td>Perímetro (mm)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0</td>
			<td>22,75 ± 0,8900<...

Planimetria digital para avaliar a cinética de fechamento de feridas em um modelo de camundongo

Chronic wounds, due to their high prevalence, are a serious global health concern. Effective therapeutic strategies can significantly accelerate healing, ...

digital-planimetry-for-assessing-wound-closure-kinetics-mouse

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioengenharia

Um modelo murino de cicatrização de feridas cutâneas que podem ser utilizados para avaliar compostos terapêuticos em contextos fisiológicos e patológicos.

Modelo Murino de Cicatrização

O rato, devido ao seu tamanho, disponibilidade e de comportamento e dócil, tem sido utilizada como um modelo de pesquisa durante muitos anos. O objetivo deste protocolo é para utilizar o rato como modelo isquêmico cura de feridas cutâneas de fornecer informações valiosas sobre a fisiopatologia das feridas crônicas.

Demonstração da Wound modelo de pele de rato Isquêmico

Aqui descrevemos um modelo murino diabético romance utilizando camundongos sem pelos para monitoramento em tempo real, não-invasivo, de infecções de ferida biofilme bioluminescentes Pseudomonas aeruginosa. Esse método pode ser adaptado para avaliar a infecção de outras espécies bacterianas e microrganismos geneticamente modificados, incluindo várias espécies biofilmes e testar a eficácia das estratégias de antibiofilm.

Venha para o lado da luz: In Vivo monitoramento de infecções por Pseudomonas aeruginosa biofilme em feridas crônicas em um modelo murino Hairless diabética

As feridas crônicas são desenvolvidas a partir de feridas agudas em um modelo de mouse diabético induzindo altos níveis de estresse oxidativo após uma ferida cutânea de espessura total. A ferida é tratada com inibidores para catalase e glutationa peroxidase, resultando em comprometimento da cicatrização e desenvolvimento de biofilme por bactérias presentes no microbioma cutâneo.

Protocolo para criar feridas crônicas em camundongos diabéticos

Descrevemos um não-invasivo na vivo de imagem protocolo que é simplificada e custo-benefício, utilizando o L-012, um analógico-luminol quimioluminescente, para visualizar e quantificar as espécies reativas de oxigênio (ROS) geradas em um modelo do rato excisional ferido.

Na Vivo Imagens de espécies reativas de oxigênio em um Murine ferida modelo

Aqui, nós apresentamos um protocolo para um ensaio in vitro do risco usando fibroblastos preliminares e para um ensaio in vivo da cicatrização da ferida da pele nos ratos. Ambos os ensaios são métodos diretos para avaliar in vitro e in vivo a cicatrização de feridas.

Ensaio de migração de riscos e câmara de dobras cutâneas dorsal para análise in vitro e in vivo da cicatrização de feridas

Aqui, dois modelos de cicatrização de feridas murinasão são descritos, um projetado para avaliar as respostas de cicatrização celular e citocina e o outro para quantificar a taxa de fechamento da ferida. Esses métodos podem ser usados com modelos de doenças complexas, como o diabetes, para determinar mecanismos de vários aspectos da má cicatrização de feridas.

Avaliação da Cicatrização aguda de Feridas utilizando o Implante de Esponja de Álcool Subcutâneo Subcutâneo Dorsal e Modelos de Ferida de Cauda Excisional.

O objetivo deste estudo foi desenvolver um modelo murino de cicatrização de feridas queimadas. Uma queimadura térmica foi induzida na pele dorsal de camundongos usando um modelo de latão pré-aquecido. Tecido queimado foi desbridado e sobreposto com um enxerto de pele colhido da cauda de um rato doador geneticamente semelhante.

Um modelo murino de uma ferida de queimadura reconstruída com um enxerto de pele aogenética

Este protocolo descreve como gerar feridas excisionais bilaterais e de espessura total em camundongos e como monitorar, colher e preparar as feridas para análise morfométrica. Incluído é uma descrição aprofundada de como usar seções histológicas seriais para definir, quantificar e detectar defeitos morfométricos.

Modelo de cura da ferida excisional de Murine e Análise de Ferida Morfômica Histológica

Este estudo apresenta duas técnicas experimentais cruciais: a construção de um modelo de ferida murina para avaliar o fechamento da ferida e a preparação de suspensões unicelulares de pele murina para preservar a viabilidade celular.

Modelos de Ferida em Camundongos e Preparação de Suspensões de Células Únicas

É descrito um modelo de ferida na pele de rato que permite a avaliação de vários agentes terapêuticos sob condições fisiológicas ou patológicas ao longo das distintas etapas do processo de cicatrização. Além disso, é detalhado um protocolo para realizar planimetria manual e monitorar a taxa de contração da ferida durante o reparo tecidual.

Um Modelo de Ferida Cirúrgica de Pele de Rato: Uma Abordagem para Estudos de Cicatrização de Feridas e Avaliação de Biomateriais

Aprenda a usar planimetria digital para avaliar a cinética de fechamento de feridas em camundongos. Este método padronizado com cabine fotográfica controlada reduz variabilidade e melhora a reprodutibilidade em estudos pré-clínicos de cicatrização.

Planimetria digital para avaliar a cinética de fechamento de feridas em um modelo de camundongo

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