Name: Metodologia aprimorada para administração de líquido ao pulmão de camundongo: intubação usando um otoscópio de consumidor (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-06-17T12:40:00.000+00:00
Duration: 13 min 50 s
Description: Aprenda intubação traqueal em camundongos usando um otoscópio comercial para entrega pulmonar precisa. Este método minimiza trauma tecidual e reduz variabilidade em pesquisa respiratória.

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É imperativo que esses procedimentos sejam revisados e aprovados pelo comitê institucional de cuidados e uso de animais (IACUC), listado no protocolo, e a equipe veterinária seja consultada antes de prosseguir. O IACUC em nossa instituição aprovou o protocolo antes de iniciar o experimento e revisou o conteúdo do vídeo antes do envio. Apoio e treinamento foram recebidos por meio do Departamento de Medicina Comparada de Tulane para garantir o mais alto padrão de atendimento a todos os nossos animais de laboratório.
1. Configuração
NOTA: Consulte a Figura 2 para obter a configuração.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67676/67676fig02.jpg"> 
Figura 2: A estação usada para intubação guiada é preparada conforme mostrado. Da esquerda: pipetas para entrega, tubo de bolha para confirmação da colocação adequada do tubo endotraqueal, fórceps, espátula, espéculo nasal pediátrico (discutido, mas não necessário para este procedimento), mãos amigas, luz de aumento, suporte de mouse com cone nasal, sonda de fibra óptica, câmara de indução de anestesia. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67676/67676fig02large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<ol>
	<li>Limpe a cunha de segurança fornecida com o kit de intubação com uma almofada de preparação de isopropanol. Deslize a cunha de segurança limpa (verde no vídeo) na cânula flexível de 20 G e descarte a agulha fornecida com segurança. NOTA: O kit de intubação de roedores (Tabela de Materiais) usado inclui cunhas de segurança para intubação. Estas são mangas pequenas e cônicas que se encaixam em um cateter flexível de 20 G x 1 polegada. Eles evitam que o cateter danifique a carina.</li>
	<li>Reúna as outras ferramentas necessárias, incluindo um telefone celular, otoscópio comercial, suporte de mouse com cone de nariz, pinça dobrada finamente serrilhada, o tubo endotraqueal preparado (de 1.1) e a luz de fibra óptica, se estiver usando. Limpe tudo isso com almofadas de preparação de isopropanol antes de usar.</li>
	<li>Pegue aproximadamente 20 cm de tubo flexível. Dobre-o em forma de U, adicione uma conexão de trava Luer em uma extremidade e prenda-o com um laço de torção. Adicione 200-300 μL de água filtrada estéril ou tinta nanquim ao tubo. Doravante, este conjunto é referido como um "tubo de bolha".</li>
	<li>Faça um laço de sutura amarrando ~ 13 cm de sutura de seda trançada tamanho 0 em um círculo. Coloque este laço na parte superior do suporte e certifique-se de que ambos os lados da sutura estejam presos e que o suporte esteja limpo. Coloque o suporte do mouse em cima da base da luz de aumento de metal. Posicione as mãos amigas ao redor de onde estará a boca do mouse. NOTA: Muitos fornecedores fazem suportes intercambiáveis (consulte a Tabela de Materiais), e um pode ser feito dentro do laboratório de forma barata 4,7,14. Sutura de seda trançada tamanho 0 foi utilizada para suspender o animal. No entanto, o uso de outros materiais para o mesmo fim tem sido descrito 4,13.</li>
	<li>Coloque um mouse na câmara de indução de anestesia. Use vazão constante de Ø2 a 0,8 L/min e isoflurano a 2%. Anestesiar o animal o suficiente (ver nota) para que não desperte durante a colocação do cone do nariz. Não suprima significativamente a frequência respiratória do camundongo. Respirações regulares auxiliam na apreciação das pregas vocais. NOTA: A frequência respiratória do camundongo deve ser normal. Este critério é usado para estabelecer a profundidade apropriada da anestesia. Isso pode variar entre os animais e pode exceder 200 respirações / min. Como tal, não é prático ou necessário contar as respirações ou usar uma pinça no dedo do pé. CUIDADO: Este procedimento pode ser abortado quando necessário. No entanto, os animais não devem permanecer na câmara de indução mais tempo do que o estritamente necessário.</li>
	<li>Conecte o otoscópio a um telefone celular e certifique-se de que a transmissão de vídeo esteja estável. CUIDADO: Para minimizar a exposição dos pesquisadores ao isoflurano durante este procedimento, use um respirador químico se estiver realizando várias intubações ou treinamento neste método. Em alternativa, execute o procedimento numa hotte.</li>
</ol>
2. Encenação animal
<ol>
	<li>Assim que o primeiro animal estiver dormindo, remova-o da câmara de indução, esfregue-o e coloque os dentes superiores no comprimento da sutura. Aplique uma leve tensão no animal para manter o posicionamento da sutura enquanto coloca o mouse de volta no suporte. NOTA: Em média, os animais são anestesiados por um total de 2 min, incluindo indução. Isso diminui muito o risco para o animal, elimina a necessidade de lubrificação oftálmica e evita o acúmulo de saliva. Trabalhe para manter os animais sedados pelo menor tempo possível.</li>
	<li>Ajuste o ângulo do pescoço ligeiramente para trás (colocando o pescoço em extensão menor, 5°-15°). Empurre suavemente o cone do nariz sobre as narinas. Não empurre o cone para baixo com firmeza, pois pode interferir na sutura, suspendendo o mouse.</li>
	<li>Segure firmemente a língua o mais próximo possível do lábio inferior, usando uma pinça dobrada grande e finamente serrilhada. Puxe-o para baixo e para longe dos dentes superiores para um lado dos dentes inferiores. CUIDADO: Tração prolongada, tensão excessiva ou esmagamento da língua podem comprometer a saúde animal. Monitore a língua em busca de sinais de trauma (hematomas, sangramento, inchaço ou dessecação) e, se observado, aborte o procedimento e alerte a equipe veterinária.</li>
	<li>Se estiver usando mãos amigas, apoie a pinça nesta posição. Dependendo da experiência e acuidade visual do pesquisador, uma lupa iluminada pode ajudar a posicionar o animal adequadamente.</li>
	<li>Alimente a luz de fibra óptica (se estiver usando) através do cateter flexível com a cunha de segurança de intubação (verde no vídeo) no lugar. NOTA: Não prenda o cabo de fibra óptica à fonte de luz com muita força. Empurrar com muita força dificulta a remoção da luz, deixando o tubo endotraqueal no lugar.</li>
</ol>
3. Apreciação visual das cordas vocais e intubação
<ol>
	<li>Com o otoscópio na mão não dominante, pressione-o levemente na língua. Em seguida, incline a câmera e sua fonte de luz para visualizar as cordas vocais perto da base da língua. NOTA: Pequenas variações na anatomia e na cor do tecido podem dificultar a orientação. Use o movimento associado à respiração para confirmar a identificação estrutural.</li>
	<li>Com a luz de fibra óptica acesa (se estiver usando), passe a cânula ao longo da parte superior do otoscópio, fazendo um leve contato com a base da língua ou a parte labial do otoscópio para referência. Avance-o para a boca do mouse entre o palete macio e a borda do otoscópio. NOTA: Se a luz de fibra óptica não estiver sendo usada, o "tubo de bolha" descrito na etapa 4 pode ser conectado ao cateter neste stage. Uma iluminação brilhante e focada na boca do mouse é necessária para essa modificação no procedimento.</li>
	<li>Ajuste o ângulo de abordagem para que o cateter fique bem raso. Imediatamente após a inserção do cateter (menos de 1 mm além das pregas vocais), levante a ponta do cateter, de modo que fique quase paralela à bancada. Isso evita que a epiglote force o cateter dorsalmente para dentro do esôfago. Especialmente durante o treinamento, quando há dificuldade, ou no início da experiência, o uso da transmissão de vídeo é inestimável para colocar o tubo endotraqueal entre as pregas vocais. NOTA: A produção de saliva não obstrui a visualização das pregas vocais durante a conclusão deste procedimento. No entanto, o uso de um aplicador de algodão com ponta de lança para remover a saliva obstrutiva é descrito, em publicações anteriores, na intubação de ratos19. Este método pode ser útil se a saliva se tornar um problema.<ol>
		<li>Se houver resistência, remova imediatamente o cateter e permita que as respirações voltem ao normal. Se for observada sangramento, consulte a equipe veterinária. NOTA: Quase não deve haver resistência ao avançar o cateter.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Confirmação da colocação do tubo endotraqueal
<ol>
	<li>Confirme visualmente se o tubo endotraqueal está no local correto usando o otoscópio. Além disso, garanta a colocação correta do tubo, considerando que a traqueia oferece menos resistência durante a colocação do que o esôfago. Observe que, na posição adequada, o tubo endotraqueal está ~5 mm além das pregas vocais. Procure a luz da fonte de fibra óptica brilhando através da pele do pescoço para validar novamente se o posicionamento está correto. NOTA: A cunha de segurança de intubação deve evitar a inserção do tubo endotraqueal muito longe. A cunha de segurança evita traumas na carina; no entanto, não precisa estar impedindo o avanço. Deve ser usado como um recurso de segurança e a profundidade ideal geralmente é menor do que a permitida pela cunha.</li>
	<li>Em seguida, enquanto segura o tubo endotraqueal no lugar, remova a luz da fibra óptica. Garanta a colocação adequada do cateter usando o "método da bolha" (detalhado abaixo) em vez de embaçamento com espelho.</li>
	<li>Recupere o tubo de bolha preparado na Etapa 1.3. Prepare-o antes do procedimento e reutilize-o para todos os animais. CUIDADO: Os 200-300 μL de água ou tinta no tubo de bolha nunca devem ser aspirados. Para evitar isso, certifique-se de que o líquido esteja longe da trava Luer.</li>
	<li>Com o tubo endotraqueal no lugar, prenda o tubo de bolha no lugar usando a trava Luer. O volume corrente deve ser imediatamente aparente. Caso contrário, o tubo endotraqueal está mal colocado. Remova-o rapidamente e permita que a frequência respiratória normal do camundongo retorne. CUIDADO: O posicionamento incorreto do cateter no esôfago comprimirá a traqueia, impedindo a respiração suficiente. O mau posicionamento geralmente será acompanhado por respiração difícil (incluindo contribuição apreciável dos músculos intercostais) e / ou uma frequência respiratória drasticamente diminuída. Além disso, a canulação do esôfago pode levar a um espasmo muscular, dificultando a intubação subsequente; Aconselhamos o uso de vários animais durante o treinamento por esse motivo.</li>
</ol>
5. Parto intratraqueal
CUIDADO: Muito parecido com o método de puxar a língua para parto orofaríngeo, o parto por intubação corre o risco de afogar o animal. Em camundongos adolescentes e adultos, 50 μL é um volume geralmente seguro de fluido para fornecer e é suficiente para se espalhar pelos pulmões.
<ol>
	<li>Se estiver usando uma seringa para administração: Retire o tubo de bolha e a trava Luer do cateter, coloque uma seringa Luer slip carregada e pressione o êmbolo para fornecer o volume desejado (máximo de 50 μL).</li>
	<li>Se estiver usando uma pipeta para administração: Pipete o volume desejado (máximo de 50 μL) diretamente no cateter e deixe o camundongo inalar a solução. NOTA: Se estiver treinando, considere usar um indicador como tinta nanquim diluída e filtrada ou azul de metileno.</li>
	<li>Para garantir a entrega difusa aos pulmões, lave o líquido fornecido nos pulmões com até 500 μL de ar20. Isso pode ser feito usando uma seringa Luer lock pré-carregada de 0,5 mL ou um pipetador P1000 equipado com uma ponta de filtro, ambas comprovadamente confiáveis. Se desejado, várias depressões do pipetador podem ser conduzidas sem risco de aspiração negativa do líquido fornecido. CUIDADO: Se inocular o animal usando este método, considere diminuir a concentração de inóculo devido ao aumento da eficiência de entrega em relação à aspiração orofaríngea ou administração intranasal. NOTA: O uso de mais do que o volume corrente (~ 200 μL) pode ser necessário ao lavar o inóculo com ar. No entanto, o uso de 500 μL não corre o risco de barotrauma, pois é apenas cerca de metade da capacidade vital21. Camundongos adultos têm uma capacidade de reserva inspiratória de cerca de ~ 800 μL, portanto, mesmo que o camundongo tenha inspirado imediatamente antes da lavagem, o barotrauma não ocorre21. Considere se volumes de lavagem de ar mais baixos podem atender às suas necessidades de distribuição do inóculo (100-200 μL foram sugeridos).</li>
</ol>
6. Avaliação da entrega
NOTA: Isso é feito apenas se alguém estiver treinando ou praticando o procedimento.
<ol>
	<li>Eutanasiar o animal humanamente de acordo com o protocolo IACUC aprovado. A asfixia por CO2 como método primário de eutanásia e a luxação cervical como método confirmatório de eutanásia foram empregadas aqui.</li>
	<li>Abra a parede torácica e remova os pulmões. Faça isso abrindo o peritônio, acessando o diafragma pelo lado caudal e puncionando-o com uma pequena tesoura onde o coração possa ser visto. Isso fará com que os pulmões se retraiam e dê mais espaço para abrir a cavidade torácica cortando as costelas. NOTA: Se for necessária perfusão para reduzir o sangue nos pulmões, execute o procedimento através do ventrículo direito do coração nesta fase.</li>
	<li>Enxágue os pulmões brevemente com 1 mL de PBS estéril após a remoção. Coloque-os sobre uma superfície branca (como uma esponja cirúrgica) para expor a área máxima, mantendo o posicionamento relativo do lóbulo.</li>
	<li>Fotografe os pulmões ex vivo (usamos um telefone celular), abra as imagens no ImageJ e quantifique as áreas manchadas e não coradas traçando o contorno da frente do corante. Quantifique a área corada usando um pesquisador cego independente para evitar viés. NOTA: Se estiver usando luminescência e o IVIS, conforme mostrado na Figura 3, imagens ao vivo in vivo devem ser realizadas no lugar da Etapa 6.</li>
</ol>

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<li>Hattori, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+expression+profiling+of+IL-17A-treated+synovial+fibroblasts+from+the+human+temporomandibular+joint%5BTitle%5D)+AND+%22Mediators+Inflamm%22%5BJournal%5D)">Gene expression profiling of IL-17A-treated synovial fibroblasts from the human temporomandibular joint.</a> Mediators Inflamm. 2015, 436067(2015).</li>
</ol>

Globalmente, as doenças respiratórias são a principal causa de morte de crianças menores de 5 anos e são uma das principais causas de morbidade e mortalidade em adultos1. Em 2021, a infecção por SARS-CoV2 foi a terceira principal causa de morte nos EUA2. Os modelos murinos são frequentemente usados para estudar doenças pulmonares, incluindo asma, pneumonia, doença pulmonar crônica intrusiva e fibrose pulmonar. Quase todos esses modelos requerem a entrega de agentes líquidos aos pulmões. Isso pode ser feito por canulação direta da traqueia (normalmente sob visualização direta usando uma técnica cirúrgica de corte), administração intranasal ou aspiração orofaríngea pelo método bem estabelecido de puxar a língua 3,4,5. No entanto, todas essas técnicas têm desvantagens. A formação de tecido cicatricial após a técnica cirúrgica de corte torna-a inadequada para estudos que requerem administração repetida de agentes no pulmão, e as duas últimas técnicas podem levar a uma entrega pulmonar variável. Além disso, ao usar o método de puxar a língua, o trauma tecidual na língua pode ser pronunciado e a eficiência da entrega depende do pesquisador que realiza o procedimento, veja a Figura 1.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67676/67676fig01.jpg"> 
Figura 1: A intubação guiada e a instilação de TI resultam em melhor entrega ao pulmão e menor variabilidade quando comparadas à tração da língua. (A) Três investigadores diferentes administraram 50 μL de tinta nanquim diluída por tração da língua, o método estabelecido para administração orofaríngea (OP). Dois pesquisadores também entregaram tinta ao pulmão usando intubação, conforme descrito. (B) Os pulmões foram removidos 1-4 h após o parto e fotografados com aumento de 2x. As fotografias foram avaliadas quanto à área corada, usando o ImageJ. (n=6 (intubação) ou 9 (administração de PO), resultados de 2 ou 3 repetições independentes por 2 -3 pesquisadores diferentes, p&lt;0,0001 Teste T de Welch) (C) A variabilidade na administração pulmonar também foi calculada como um desvio percentual da média. A administração do OP era muito mais variável. (p = 0,0317, Teste T de Welsh, GraphPad Prism 10.2.3 todas as estatísticas e gráficos) (Camundongos machos e fêmeas C57BL / 6J foram usados, eles tinham ~ 10 semanas de idade.) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67676/67676fig01large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
A anatomia murina torna a intubação difícil e demorada. A boca é pequena e o tecido bucal pode obstruir a visão do pesquisador sobre a rima glottidis6. Além disso, as pregas vocais são muito pequenas e pode ser um desafio visualizá-las, pois estão próximas à base da língua. Finalmente, a confirmação do posicionamento adequado do tubo endotraqueal é difícil, pois o pequeno volume corrente muitas vezes não embaça um espelho7. Essas dificuldades incentivaram uma série de técnicas inovadoras para intubar camundongos. Esses métodos aprimorados incluem o uso de um laringoscópio neonatal e fio para avançar um cateter na traqueia 8,9, o uso de uma fonte de luz de fibra óptica para guiar e endurecer o cateter10,11 e o uso de uma transmissão de vídeo ao vivo6. Mais recentemente, o uso de um otoscópio clínico tem auxiliado na intubação orotraqueal12. Outros empregaram transiluminação para visualizar a glote e intubar camundongos 7,13,14. No entanto, existem muitas desvantagens nesses métodos. O uso de agentes depilatórios no pescoço do camundongo e a proximidade do animal a uma fonte de luz quente tornam a transiluminação uma abordagem menos do que ideal. O uso da agulha dentro do cateter ou a inserção de instrumentos pontiagudos na boca significa que alguns métodos para endurecer o cateter colocam os animais em risco indevido. Finalmente, fazer uma incisão sobre a traqueia para confirmar a colocação apresenta desvantagens significativas, incluindo a necessidade de esterilidade e o acúmulo de tecido cicatricial. Até este ponto, a instilação intratraqueal por intubação provou ser muito difícil para adoção generalizada15 e os avanços no desenvolvimento metodológico permaneceram isolados e não utilizados por muitos laboratórios15. Outros estudos têm se concentrado na escolha anestésica durante o parto, descobrindo que a cetamina pode ter vantagens sobre o isoflurano5. No entanto, o isoflurano, por não ser uma substância controlada e desaparecer rapidamente após o término do procedimento, apresentou benefícios atraentes, por isso usamos essa forma de anestesia otimizando outros aspectos dessa metodologia16,17.
O método que descrevemos supera os desafios de visualização que outros tentaram enfrentar, mitiga os riscos para os animais experimentais, diminui o tempo necessário para instilar pequenos volumes intratraquealmente por meio de um tubo endotraqueal, aumenta o volume de líquido que chega ao pulmão e oferece um método aprimorado para a confirmação da colocação do tubo endotraqueal. O uso de um suporte de suspensão, mãos amigas magnéticas (garras jacaré em braços flexíveis presos a uma base) e iluminação mais brilhante permitem que um pesquisador individual realize uma entrega intratraqueal eficiente. A visualização é facilitada usando um otoscópio 'em casa' com conectividade WIFI. Este dispositivo é mais acessível do que os instrumentos de intubação comerciais. Além disso, a conectividade WIFI permite uma transmissão de vídeo simultânea em um dispositivo portátil (como um telefone celular), tornando-o adequado para treinamento. A intubação pode utilizar uma fonte de luz de fibra óptica enfiada em um cateter flexível (PTFE) de 20 g x 1" (agulha removida) ou o cateter sem luz. A profundidade é controlada por dois métodos - a adição de uma cunha de segurança de intubação (uma proteção cônica no cateter) e a observação da profundidade na transmissão de vídeo. A colocação do tubo endotraqueal é confirmada usando o "método da bolha" para visualizar o volume corrente com mais clareza do que o método tradicional de névoa espelhada18. Isso é menos estressante para o animal do que confiar na obstrução traqueal para modificar a urgência respiratória10 para confirmar a colocação. O uso combinado de tubo de extensão acoplado ao cateter para confirmar o sucesso da intubação (doravante denominado método da bolha), simplificado a partir de Watanabe et. al7, e um videootoscópio de consumo em um único procedimento torna a intubação um método prático para entrega terapêutica ao pulmão e uma clara melhora no método de puxar a língua (ver Figura 1). Se estiver procurando um método confiável, consistente e acessível para administração não cirúrgica de líquido nos pulmões de camundongos, especialmente sem o uso de substâncias controladas (como cetamina) ou equipamentos caros, o método a seguir pode ser o ideal.

<table><tbody><tr><td>Luz de Fibra ÓpticaKit de Iluminação de Fibra Óptica, Mouse</td><td>Kent Scientific&nbsp;</td><td>ETI-12ETI-MSE-02</td><td>Um componente do conjunto de fibra óptica, compatível com outras luzes e o cabo de fibra óptica de substituição abaixo</td></tr><tr><td>Conjunto de Fibra Óptica Alternativa</td><td>Braintree Scientifuc</td><td>RW-A37 47</td><td>uma alternativa, não discutida (mas não vemos razão para que não funcione)</td></tr> <tr><td>Montagem Alternativa de Fibra Óptica</td><td>Aparelho Harvard</td><td>72-9075</td><td>uma alternativa, não discutida (mas não vemos razão para que não funcione)</td></tr><tr><td>Conjunto Alternativo de Fibra Óptica</td><td>Feito à Mão pelo laboratório</td><td>N/A</td><td>Instruções encontradas aqui usando uma rolha de borracha: DOI 10.3791/50318</td></tr><tr><td>Conjunto Alternativo de Fibra Óptica</td><td>Feito à Mão pelo laboratório</td><td>N/A (materiais listados abaixo)</td> <td>Feito de uma tampa cônica de 50mL, fita e suporte de intubação de fibra óptica de 0,75mm</td></tr><tr><td>, Mouse</td><td>Kent Scientific&nbsp;</td><td>ETI-MSE-01</td><td>Suporte ajustável para intubação, muitas versões self-made disponíveis, racks de ponta e plataformas de madeira usadas, algumas alternativas listaram muitas alternativas adequadas disponíveis.</td></tr><tr><td>Suportes de intubação alternativos</td><td>Braintree Scientifuc</td><td>RIS 100</td><td>uma alternativa, não discutida (mas não vemos razão para que não funcione)</td></tr><tr><td>Suportes de intubação alternativos</td><td>Natsume Seisakusho</td><td>KN-1014</td><td>uma alternativa, não discutida (mas não vemos razão para que não funcione)</td></tr><tr><td>Suportes de intubação alternativos</td><td>Vetland</td><td>000A3467</td><td>uma alternativa, não discutida (mas não vemos razão para que não funcione)</td></tr><tr><td>Suportes de Intubação Alternativos</td><td>Feitos à mão pelo laboratório</td><td>N/A</td><td>Feito de um fichário de 3 argolas aqui: DOI 10.3791/60844 (vários métodos alternativos publicados)</td></tr> <tr><td>Sutura de Seda Trançada Não Absorvível, Tamanho 0</td><td>Ferramentas de Ciência Fina&nbsp;</td><td>18020-00</td><td>qualquer vez mais de 1 polegada danificará a carina&nbsp;</td></tr><tr><td>Cateter IV Safelet 20G x 1"</td><td>Nipro</td><td>NPRCI+2025</td><td>Ou similar</td></tr><tr><td>RS-5358 Micro Dissecante</td><td>Fisher</td><td>RS-5358</td><td>Ou similar, inclui mãos amigas&nbsp;</td></tr><tr><td>Lupa com luz e suporte, EOOKU Mão Amiga Magnética Flexível, 5X & 10X 12V 108pcs LED Beads Lâmpada de Ampliação, 3 Modos Giratório Ajustável Gooseneck Braços & Placa de base para serviço pesado</td><td>Amazon</td><td>https://www.amazon.com/Magnifying- EOOKU-Pescoço de ganso ajustável flexível /dp/B0C5MC6QNW/ref=sr_1_5?crid=F4 PZY6UOCEE9& dib=eyJ2IjoiMSJ9.com.br gj5cKLw4v3CDSkrQKcs73kXqVtnJl JpBKEp_FcTCIEQSO3EirxEYoH ySohcPg0ZDhmnFwGeLit22nM SJxpz1MPP0 q6-PwbPzzMT0RWB_pXkmSBiAo5xB J4QSf8_BoLZ4u8S8lfIo5WI9-VuXj75X eo0LQfygaSM gW58XO2bbasOfaw cwxZXs5cTqCUmKh5bRn7A19_ cY2a0-x_ly-27RXXPinVbBNW00Ww8jY55x fnWFCaK5lnPb4VxSV6iTCOhMnkm TopFiA3rCLNXcBDGCwfLdw22w 17T0c_rRhh-Mrew . TtsVr89Bo5YLvaXvarcbKxJ07GK zMMVSg5op4U5eyvA& dib_tag= SE& palavras-chave=lupa+vidro+com +luz+EOOKU+3+em+1& qid=1709661 709& sprefix=lupa+vidro+com+ luz+eooku+3+in+1%2Caps%2C98& sr=8-5</td><td>Ou similar, qualquer pinça serrilhada finamente dobrada funcionará&nbsp;</td></tr><tr><td>Remoção de cera de ouvido - Ferramenta de remoção de cera de ouvido com conjunto de orelha de 8 peças - Limpador de ouvido com câmera - Kit de remoção de cera com luz - Câmera de ouvido com 6 colheres de ouvido - Limpador de ouvido para iOS e Android (Preto)</td><td>Amazon</td><td>https://www.amazon.com/Ear-Wax- Remoção-Removedor-Android%EF% BC%88Black%EF%BC%89/dp/B0 9KZ8TS7L/ref=pd_lpo_sccl_1/147 -1203879-4147304?pd_rd_w=Lt8 Ta& content-id=amzn1.sym.1ad20 66f-97d2-4731-9356-36b3edf1ae 04& pf_rd_p=1ad2066f-97d2-4731 -9356-36b3edf1ae04& pf_rd_r= MDQ3AHH4AC8T2KFX1RBE& pd_rd_wg=ja4H2& pd_rd_r=52d9 372c-b34b-4f6a-93f6-974754d96 3d9& pd_rd_i=B09KZ8TS7L& PSC=1</td><td>ou similar, várias marcas disponíveis&nbsp;</td></tr><tr><td>Cabo de fibra óptica AZIMOM PMMA Plastic End Glow 0,75 mm (0,02 pol) 100 m (328 pés) / rolo para teto Star Sky All Kind Led Light Engine Driver Source</td><td>Amazon</td><td>https://www.amazon.com/AZIMOM -Plastic-Cuttable-Ceiling-1pcs0-00 98in 328 pés / dp / B07WC9JV5N / ref = sr _1_9?dib = eyJ2IjoiMSJ9.K7NmvB hJOux4zdNBKSPo-ac4HYPDPUS F85Qlra7o7G2FQl9MQLj1D7QtPJ cxnAeDiYm_yNWPhwj44nhSfwqM vs1AtulruHGEsfjLEAjRGSFpNLgN H-Ewc190MluERArk91lR9Od6ceB Hkz2AJad11hVUkWEOb0-emUWW b2U4fNN0upQKgyD1vE eU0DtClQ73tDe22z4CXrSLP7vC D9jF2APfz1liHou_zdiAyCSFb1Df bC8Ymce6zXV0qOD3gQFkm6j NV5bN1DG8SH_BaV4vofzj98T JVRnNElEzUzjx0rY.br AMHl3h-jIz GTeGjvej0Nq8FTPLEPmfiQ UDPz_U6ctI0& dib_tag = se & palavras-chave=fibra%2Boptic%2Blight %2Bstrands& qid=1722619884& sr =8-9& th = 1</td><td>ou similar, a fibra é usada para construir o dispositivo na linha 7</td></tr><tr><td>tubo cônico de 50mL</td><td>Cell Treat</td><td>229421</td><td>qualquer tampa cônica de plástico opaco de 50mL deve funcionar. Não entra em contato ou proximidade com o animal, portanto, não há necessidade de esterilidade&nbsp;</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>VetOne</td><td>Consult Veternary Staff</td><td></td></tr><tr><td>Innoculum&nbsp;</td><td>N/A</td><td>Específico para o seu Experimento</td><td></td></tr><tr><td>Ponteiras de Pipeta (filtro)</td><td>N/A</td><td>Filtro Estéril p100 e p1000 ponteiras usadas</td><td>Marca/Fornecedor não relevante&nbsp;</td></tr><tr><td>Câmara de Indução</td><td>N/A</td><td>Conforme disponível em sua instituição</td><td>Marca/Fornecedor não relevante&nbsp;</td></tr><tr><td>Almofadas de preparação de isopropanol</td><td>N/A</td><td>Para limpeza de instrumentos</td><td>Marca/Fornecedor não relevante&nbsp;</td></tr><tr><td>Tubulação&nbsp;</td>Tubulação flexível de pequeno diâmetro <td>N/A</td><td>funcionará&nbsp;</td><td>Para a construção de "tubo de bolha"&nbsp; (o nosso tem ~ 3 mm de diâmetro e foi retirado de uma linha IV)</td></tr><tr><td>Luer lock</td><td>N/A</td><td>para caber na sua tubagem acima</td><td>Para a construção de "tubo de bolha"</td></tr> <tr><td>Respirador de meia máscara 3M</td><td>3M</td><td>17-986-9B</td><td>para limitar a exposição ao gás</td></tr><tr><td>Twist Tie</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>para manter a forma em U do tubo de bolha</td></tr></tbody></table>

metodologia aprimorada para administração de líquido ao pulmão de camundongo: intubação usando um otoscópio de consumidor

Improved Methodology for Liquid Delivery to the Mouse Lung: Intubation using a Consumer Otoscope

Como visto na Figura 1 e na Figura 3, a inoculação intrapulmonar usando o método tradicional de tração da língua (administração orofaríngea) resultou em distribuição irregular e inconsistente da tinta e maior variabilidade entre os pesquisadores. Em contraste, a instilação de IT após a intubação levou a uma entrega mais consistente nos pulmões direito e esquerdo e foi menos variável (Figuras 1C e Figura 3D). Nos pulmões de animais que receberam tinta por aspiração orofaríngea usando puxão de língua, a tinta é sutil e presente apenas perto das grandes vias aéreas dos animais (Figura 1A). Em contraste, quando a intubação guiada foi usada para fornecer tinta, ela se espalhou muito mais para o tecido, marcando uma área muito maior dos pulmões. Quando a área de superfície pulmonar corada por tinta foi comparada entre os métodos, o método de intubação mostrou-se muito superior ao puxão da língua (Figura 1B). A variabilidade na quantidade de tinta também foi drasticamente menor na condição de intubação (Figura 1C). O aumento da área pulmonar corada e a menor variabilidade na quantidade de líquido que chega aos pulmões sugerem fortemente que a entrega de TI é superior à tração da língua.
Como visto no Vídeo 1, os endoscópios tradicionais (como publicado anteriormente) têm uma distância focal muito longa, para apreciar as pregas vocais e guiar a colocação do tubo endotraqueal 6,19. Em contraste, as imagens de vídeo tiradas usando um otoscópio de consumidor (Figura S1 e carimbos de data/hora: 6:34 e 7:05 no vídeo) tiveram uma resolução muito melhor, levando a uma melhor visualização da glote.
Este método de intubação inclui várias verificações da colocação do tubo na traqueia. O volume corrente do camundongo foi prontamente aparente ao usar o método da bolha (Figura S2 e carimbo de data/hora: 8:25) e atua como uma garantia final de que qualquer fluido fornecido entrará nos pulmões.
Para avaliar ainda mais a variância dos dois métodos de entrega, avaliamos a expressão do transgene no tecido pulmonar depois que os camundongos foram inoculados com 1 x 1011 vg de AAV6.2-Luciferase usando os dois métodos diferentes (instilação orofaríngea pelo método de puxar a língua ou administração intratraqueal após intubação guiada). Sete dias após a administração do vetor, as medições de luminescência foram feitas usando um sistema de imagem in vivo (IVIS) (Figura 3A). Em seguida, calculamos a radiância média em ambos os pulmões. 10 min antes da imagem (30 s de exposição), eles foram injetados (por via subcutânea) com 200 μL de luciferina (15 mg/mL). Como mostrado na Figura 3B, os animais que receberam o vetor por instilação orofaríngea apresentaram sinal luminescente amplamente distribuído tanto no tórax quanto na região nasal. Em contraste, os animais que receberam o vetor por via intratraqueal usando intubação guiada mostraram luminescência concentrada nos pulmões. A radiância média nos animais intubados foi substancialmente maior em comparação com o parto orofaríngeo, indicando melhor eficiência do parto do vetor aos pulmões e diminuição da variabilidade no parto, calculada usando a diferença da média (Figura 3C e Figura 3D).
Os resultados positivos do método de intubação foram instilação replicável de até 50μL nos pulmões de camundongos (conduzida na Figura 1 e Figura 3), com distribuição difusa por todo o pulmão (como evidenciado na Figura 1) e não em outras áreas (como via aérea superior/nariz como visto na Figura 3).
Qualquer dano causado ao animal, estresse indevido, redução do volume de líquido que chega aos pulmões, má distribuição do inóculo nos pulmões ou necessidade prolongada de treinamento teriam constituído um resultado negativo, mas não ocorreram.
Vídeo 1: Uma visão endoscópica tradicional da orofaringe e das pregas vocais do camundongo está fora de foco e difícil de usar de forma eficaz. A distância focal de 3 cm deste endoscópio significa que as pregas vocais e a orientação são difíceis de apreciar. Língua no canto inferior esquerdo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67676/Video1%20T.%20Parks%20Remcho%20(1).mp4" target="_blank">Clique aqui para baixar este vídeo.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67676/67676fig03.jpg"> 
Figura 3: A intubação produz maior entrega ao pulmão com menos variabilidade em relação à aspiração de O.P. (A) camundongos BALB/c fêmeas de 6 a 10 semanas de idade foram dosados com 1x1011 vg de AAV6.2-Luciferase, (Penn Vector Core), e então avaliados com imagem bioluminescente in vivo (IVIS) 7 dias depois. 10 min antes da imagem (30 s de exposição), eles foram injetados (por via subcutânea) com 200 μL de luciferina (GoldBio, 15mg/mL). (Criado com biorender.com) (B) Imagens representativas do IVIS de camundongos recebendo AAV6.2-Luciferase por aspiração OP (puxão da língua, esquerda) ou entrega de IT (intubação, direita). As regiões de interesse são do mesmo tamanho e a radiância média dentro da região é mostrada na imagem. (C) Quantificação do sinal de luciferase em camundongos aspiração OP (n = 7) versus intubação (n = 5). p&lt;0,0001 pelo teste t de Welsh não pareado com após a transformação logarítmica de dados brutos de luciferase. (D) Desvio da média como uma porcentagem da radiância média média. (p=0,0381, teste T de Welsh) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67676/67676fig03large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
Figura S1: Exemplos de imagens do otoscópio de consumo utilizado no protocolo descrito para intubação guiada (esquerda) e um endoscópio de custo e disponibilidade semelhantes (direita) são mostrados. Observe as claras diferenças de foco entre as imagens. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67676/FigureS1.jpeg" target="_blank">Clique aqui para baixar este arquivo.</a>
Figura S2: Um exemplo de imagem mostrando o tubo de bolha em uso. O volume corrente move rapidamente a gota no tubo da bolha vários centímetros. A gota se move muito pouco se o tubo estiver no esôfago. A frequência respiratória e o volume corrente podem ser estimados por este método. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67676/FigureS2.jpeg" target="_blank">Clique aqui para baixar este arquivo.</a>
Figura S3: Um conjunto básico de iluminação que elimina a necessidade de comprar um kit de iluminação de fibra óptica caro. Uma agulha de 20 G foi empurrada através de um cabo de fibra óptica cônico de 50 mL de 0,75 mm foi comprado barato (e a granel) e cortado no comprimento (~ 1m) com uma lâmina de barbear e colado no lugar. Prender o cateter no lugar era desnecessário devido ao ajuste confortável no cabo de fibra óptica. Prender a tampa cônica sobre uma lanterna de celular resulta em transdução de luz suficiente para realizar a intubação em uma sala escura. Esta montagem diminui ainda mais os custos assumidos por um laboratório que incorpora esta técnica. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67676/FigureS3.jpeg" target="_blank">Clique aqui para baixar este arquivo.</a>

Metodologia aprimorada para administração de líquido ao pulmão de camundongo: intubação usando um otoscópio de consumidor

Consistent delivery of liquids, including potential therapies, to the lungs is critical for modeling pulmonary disease and pre-clinical therapeutic ...

improved-methodology-for-liquid-delivery-to-mouse-lung-intubation

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Imunologia e Infecção

Medidas repetidas de fisiologia respiratória dos roedores e amostragem de células inflamatórias nas vias aéreas são desejáveis, mas geralmente não é viável. Aqui nós descrevemos um método repetitivo para entubar camundongos por via oral, que permite medições repetidas de hiper-reatividade das vias aéreas e amostragem de células inflamatória das vias aéreas.

A reversível, método não-invasivo para medições de Resistência das Vias Aéreas e Amostragem Líquido da Lavagem Broncoalveolar em Ratos

Este vídeo descreve um método simples e confiável de introdução de líquido na traqueia para instilação, fixação e medição do volume pulmonar.

Instilação e fixação pulmonar: introdução de líquido na traqueia e fixação dos pulmões para medir o volume pulmonar fixo

Nós desenvolvemos um método simples, confiável e relativamente barata para a intubação traqueal em ratos através de laringoscopia direta utilizando um otoscópio com um espéculo 2,0 mm. Esta técnica é não traumático e pode ser usado para as medições repetidas em experiências crónicas. Achamos superior à traqueostomia ou relatado anteriormente técnicas não cirúrgicas.

Entubação endotraqueal em Ratos<em&gt; Via</em&gt; Laringoscopia direta Usando um otoscópio

Este artigo descreve um método striaghforward e eficiente de entubar ratos para medições de função pulmonar ou instilação pulmonar, que permite que os ratos a se recuperar e ser estudado em momentos posteriores. O procedimento envolve uma fonte de luz de fibra óptica de baixo custo que ilumina diretamente a traquéia.

Um método simples de intubação Lung Rato

A utilização de um modelo que simula a condição de doenças pulmonares em humanos é fundamental para o estudo da fisiopatologia e / ou etiologia de uma doença em particular e para o desenvolvimento da intervenção terapêutica. Aqui um método de intubação orotraqueal não invasivo que pode entregar diretamente materiais exógenos aos pulmões do rato é apresentado.

Não invasiva Intratraqueal intubação para estudar a Patologia e Fisiologia do Rato Lung

A instilação intratraqueal mediada por intubação (IMIT) de reagentes é um método excelente e não invasivo para estudar doenças respiratórias, bem como um método para instilar reagentes terapêuticos diretamente no pulmão. É um método rápido e altamente reprodutível, adequado para testes pré-clínicos.

Intratraqueal (IMIT) instilação mediada por intubação: A não-invasiva, sistema de entrega Lung-specific

Este artigo apresenta um método rápido e simples para a administração de bleomicina diretamente na traquéia do mouse através de intubação. As principais vantagens deste método é que ele é altamente reprodutível, fácil de dominar, e não requer equipamento especializado ou tempos de recuperação longos.

Um método melhorado para rápida de intubação da traqueia em Ratos

A administração intratraqueal (TI) de agentes experimentais em camundongos geralmente resulta em parto assimétrico para os pulmões distais.  Neste relatório, nós descrevemos uma aproximação intrabronchial direta (IB) para canular cada pulmão em ratos vivos não-operatively.  Essa abordagem pode ser usada para administrar seletivamente agentes a um pulmão ou pode ser adaptada para melhorar a entrega do agente simétrico para ambos os pulmões.

Administração Intrabronquial direta para melhorar a deposição do agente seletivo dentro do pulmão do rato

O objetivo deste artigo é descrever um método refinado de intubação do rato de laboratório. O método é não invasivo e, portanto, ideal para estudos que requerem monitoramento serial da função respiratória e/ou instilação de tratamentos no pulmão.

Intubação Orotraqueal Repetida em Camundongos

Neste trabalho, propomos um protocolo para a administração intratraqueal de lipopolissacarídeo (LPS) via intubação endotraqueal orofaríngea não invasiva. Este método minimiza o trauma do procedimento cirúrgico para o animal e entrega com precisão LPS para a traqueia e, em seguida, para os pulmões.

Instilação não invasiva de lipopolissacarídeo intratraqueal em camundongos

Este protocolo descreve um método simples, de baixo custo e assistido por vídeo, para intubação orotraqueal, permitindo uma intubação rápida e guiada visualmente em ratos adultos sob anestesia isoflurana.

Intubação Orotraqueal Assistida por Vídeo em Ratos Usando um Otoscópio Conectado a Smartphone de Baixo Custo

Aprenda intubação traqueal em camundongos usando um otoscópio comercial para entrega pulmonar precisa. Este método minimiza trauma tecidual e reduz variabilidade em pesquisa respiratória.

Metodologia aprimorada para administração de líquido ao pulmão de camundongo: intubação usando um otoscópio de consumidor

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