Name: Um Modelo de Rejeição de Enxerto de Rato de Transplante Intestinal com Ileostomia Exteriorizada para Avaliação de Prognóstico Longitudinal (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-06-10T14:10:00.000+00:00
Duration: 8 min 25 s
Description: Aprenda um modelo de transplante intestinal com ileostomia em ratos para avaliar intervenções farmacológicas na rejeição de enxerto ao longo do tempo. Este método permite monitorar a função do enxerto e testar estratégias terapêuticas.

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Todos os procedimentos em animais foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Escola de Pós-Graduação em Medicina da Universidade de Osaka, sob o número de referência 04-018-003 e foram realizados de acordo com as diretrizes da Universidade de Osaka. Foram utilizados ratos Lewis machos receptores (LEW) (pesando 200-250 g, 7-9 semanas de idade) e ratos Fischer 344 (F344) machos doadores (pesando 200-250 g, 10-12 semanas de idade). Antes da cirurgia, a região abdominal foi raspada e esterilizada com etanol a 70%. Os detalhes dos reagentes e equipamentos utilizados neste estudo estão listados na Tabela de Materiais.
1. Cirurgia do doador
<ol>
	<li>Jejue o rato doador por 12 h antes da cirurgia.</li>
	<li>Anestesie o rato doador com isoflurano inalado (seguindo protocolos aprovados institucionalmente). Posicione o rato perpendicularmente ao operador. Defina o estereomicroscópio para ampliação de 5x durante o procedimento. Use seda 5-0 para ligadura. NOTA: A taxa de fluxo de isoflurano foi de 1,5 L/min. O isoflurano foi administrado a 2,5% durante a incisão abdominal inicial e mantido a 1,5% durante a cirurgia. A anestesia adequada foi confirmada pela ausência de reflexo do dedo do pé após a pinça do dedo do pé. Se necessário, aplique pomada veterinária nos olhos para evitar o ressecamento após a confirmação da anestesia.</li>
	<li>Faça uma incisão na linha média de 8 cm para abrir a cavidade abdominal. Estenda a incisão superior até o processo xifóide para garantir uma visualização clara da veia porta (VP).</li>
	<li>Disseque o ligamento de Treitz e gire o intestino delgado 180 graus no sentido horário para reverter a rotação intestinal.</li>
	<li>Observe as alças vasculares mesentéricas e selecione um local de enxerto bem vascularizado, com aproximadamente 10 cm de comprimento do íleo (Figura 1A1).</li>
	<li>Dissecar o mesentério distal e ligar a artéria mesentérica superior (AMS) e a veia mesentérica superior (VMS) do íleo distal. Certifique-se de que SMA/SMV sejam cortados da ligadura proximal. A ligadura inadequada pode causar sangramento e comprometer a perfusão do enxerto.</li>
	<li>Desloque o estômago e o baço cranialmente para expor claramente o PV.</li>
	<li>Dissecar e ligar a artéria/veia colônica média e a artéria/veia colônica direita, localizadas no lado esquerdo da SMA/SMV.</li>
	<li>Disseque o mesentério no lado direito da AMS/VMS e ligue o ramo jejunal. Evite ligar muito perto do SMV para evitar dobras (Figura 1A2).</li>
	<li>Separe suavemente a base da AMS usando um cotonete e ligue o mesentério entre a aorta acima da AMS e o PV. Esta área contém os gânglios linfáticos mesentéricos superiores e numerosos vasos linfáticos.</li>
	<li>Identificar e ligar a artéria renal direita, localizada no lado direito da aorta (Figura 1A3).</li>
	<li>Injete solução salina heparinizada (200 U / 2 mL) na veia peniana.</li>
	<li>Determine o comprimento final do enxerto e ligue o excesso de ramos mesentéricos. Ligue as artérias retas nas extremidades proximal e distal do enxerto.</li>
	<li>Ligue a aorta abaixo da AMS, depois ligue a aorta acima da AMS e excise a base da AMS junto com um remendo circular da aorta. Corte a veia porta no hilo hepático, garantindo um corte oblíquo para criar uma grande abertura anastomótica.<ol>
		<li>Prossiga para cortar as alças vasculares proximais e distais e o intestino. Colocar o enxerto extraído em solução salina fria (4 °C) (Figura 1A4).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Remover a ligadura aórtica proximal para induzir a exsanguinação e eutanasiar o rato doador (seguindo protocolos aprovados institucionalmente).</li>
</ol>
2. Processamento de enxerto
<ol>
	<li>Identifique a artéria mesentérica superior (AMS) e a veia porta (VP).</li>
	<li>Perfundir suavemente o enxerto com 15 mL de solução salina fria através da AMS (Figura 1B1). Confirme se todo o sangue foi substituído e se a cor do enxerto fica pálida ou branca.</li>
	<li>Lave o lúmen do enxerto intestinal e remova o conteúdo fecal.</li>
	<li>Mantenha o enxerto imerso em solução salina fresca e fria até o transplante.</li>
</ol>
3. Cirurgia do receptor
<ol>
	<li>Anestesiar o rato receptor com isoflurano inalado (seguindo os protocolos aprovados institucionalmente). Coloque o rato perpendicular ao operador.<ol>
		<li>Defina o estereomicroscópio para 5× para procedimentos gerais e para 12,5× durante a anastomose vascular. Use seda 5-0 para ligadura e 8-0 Sutura de polipropileno sintético para anastomose vascular. Coloque o rato em uma almofada de aquecimento para evitar hipotermia durante a operação. NOTA: A taxa de fluxo de isoflurano foi de 1,5 L/min. O isoflurano foi administrado a 2,5% durante a incisão abdominal inicial e reduzido para 1,5% durante a cirurgia. A anestesia foi confirmada pela ausência de reflexo do dedo do pé após uma pinça do dedo do pé. Se necessário, aplique pomada veterinária nos olhos para evitar o ressecamento após a confirmação da anestesia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Antes da cirurgia, injete 0,5 mg/kg de tacrolimo por via intramuscular. Faça uma incisão na linha média (~5 cm) e abra a cavidade abdominal.</li>
	<li>Mova o intestino e o cólon cranialmente e disseque o ligamento de Treitz. Enrole o intestino e o cólon em gaze úmida e coloque-os no corpo do rato.</li>
	<li>Dissecar o peritônio sobre a veia cava inferior (VCI) e a aorta (Figura 1B2). Identifique e ligue a artéria e a veia gonadal direita. Localize o ureter direito.</li>
	<li>Gire o rato 90° no sentido anti-horário para que a cabeça fique voltada para a esquerda do operador. Prenda a VCI acima da veia renal direita usando uma pinça vascular Bulldog curva.</li>
	<li>Incise a parede do IVC com uma tesoura para criar uma abertura oval. Lave com solução salina e coloque uma sutura de permanência na borda caudal da VCI (Figura 1B3-1). Certifique-se de que a abertura da anastomose venosa seja grande (~1 cm) e estique a parede do PV adequadamente na anastomose.</li>
	<li>Coloque o enxerto no lado esquerdo do rato, posicionando o PV e a AMS próximos à VCI e à aorta. Oriente o íleo distal em direção à cabeça. Enrole o enxerto em gaze fria e úmida e aplique gelo para manter a temperatura baixa.</li>
	<li>Passe a agulha de sutura de permanência (sutura de polipropileno sintético 8-0) pela borda caudal do VP. Use uma pinça de mosquito para controlar a tensão da sutura.</li>
	<li>Suturar e amarrar a borda cranial do VP à VCI (VP a VCI). Anastomose a parede posterior da VP (VCI a VP) (Figura 1B3-2). Amarre a sutura de suporte na borda direita do PV. Em seguida, anastomose a parede anterior do PV (VP para VCI).<ol>
		<li>Antes de completar a anastomose, clampeie o PV do enxerto e injete solução salina heparinizada. Amarre a sutura e solte a pinça IVC (Figura 1B3-3). NOTA: O sangramento inicial pode ocorrer na anastomose, mas geralmente é controlado espontaneamente.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Prenda a aorta acima da bifurcação da artéria ilíaca com uma braçadeira Bulldog curva.</li>
	<li>Incisar a parede da aorta. Coloque uma sutura de suporte (sutura de polipropileno sintético 8-0) na borda cranial da aorta e da AMS (~4-5 mm) (Figura 1B4-1). Segure a sutura de estada com uma pinça de mosquito para controlar a tensão.</li>
	<li>Passe outro 8-0 agulha através da borda caudal da AMS e da aorta. Amarre e inicie a anastomose no lado direito do rato (Figura 1B4-2). Amarre a sutura de suporte.</li>
	<li>Gire o rato 180° para que a cabeça fique voltada para a direita do operador. Complete a anastomose SMA-aorta no lado esquerdo. Antes da sutura final, clampeie o enxerto PV e injete solução salina heparinizada. Amarre a sutura (Figura 1B4-3).</li>
	<li>Liberar as pinças aórticas e PV para reperfusão (Figura 1B5). Pode ocorrer sangramento inicial, mas pode ser controlado com uma leve pressão usando um cotonete. A mucosa do enxerto deve ficar rosada em poucos minutos (Figura 1B6).</li>
	<li>Gire o rato 90° para que a cabeça fique voltada para o lado oposto. Faça duas incisões cutâneas de 8 mm no abdome direito e exteriorize as extremidades proximal e distal do enxerto ileal.<ol>
		<li>Suturar a pele e enxertar serosa com polidioxanona 5-0 (PDS) (Figura 1B7). Feche a incisão da linha média com PDS 5-0 para completar a cirurgia. NOTA: Os ratos pós-operatórios devem ser cuidadosamente monitorados até a recuperação total da consciência. Não retorne à gaiola até que a decúbito esternal seja alcançada.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Manejo pós-operatório
<ol>
	<li>Para manter o enxerto durante a fase aguda, injetar tacrolimo a 0,5 mg/kg por via intramuscular nos dias pós-operatórios (DPO) 1-13, 20 e 277. NOTA: Administre injeções consecutivas em pernas alternadas. Alternativamente, o tacrolimo pode ser administrado por via subcutânea.</li>
	<li>Injete meloxicam a 0,4 mg/kg por via subcutânea no DPO 1-3. NOTA: Os ratos receptores normalmente perdem peso até o DPO 7, com recuperação no DPO 14. Injeções subcutâneas de solução salina podem ser administradas para mitigar a desidratação devido à perda de fluidos da ileostomia. A mortalidade inesperada ocorre em aproximadamente 20% dos casos antes do DPO 7. A sobrevida e a saúde geral são tipicamente estáveis depois disso.</li>
</ol>
5. Avaliação por imagem do estado de saúde do enxerto intestinal
<ol>
	<li>Abra uma imagem da ileostomia no ImageJ. Converta a imagem em uma pilha RGB selecionando Tipo de &gt; de imagem &gt; pilha RGB. NOTA: Se a imagem ainda não estiver no formato RGB, primeiro converta-a para Cor RGB usando Tipo de &gt; de Imagem &gt; Cor RGB.</li>
	<li>Selecione uma região de interesse (ROI) que inclua apenas a área da mucosa visível da ileostomia.</li>
	<li>Meça a intensidade de cada canal (vermelho, verde e azul) dentro do ROI selecionado.</li>
	<li>Calcule a pontuação de saúde do enxerto usando a seguinte fórmula: Pontuação = <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/68412/68412eq001v2.jpg" style="margin: auto;"> NOTA: Normalize a pontuação final de modo que: Se a pontuação &gt; 10, atribua um valor de 10; Se Pontuação &lt; 0, atribua um valor de 0.</li>
</ol>

<ol><li>Pedersen, P. B., Henriksen, D. P., Brabrand, M., Lassen, A. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organ+failure%2C+aetiology+and+7-day+all-cause+mortality+among+acute+adult+patients+on+arrival+to+an+emergency+department%3A+A+hospital-based+cohort+study%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Emerg+Med%22%5BJournal%5D)">Organ failure, aetiology and 7-day all-cause mortality among acute adult patients on arrival to an emergency department: A hospital-based cohort study.</a> Eur J Emerg Med. 28 (6), 448-455 (2021).</li>
<li>Okita, K., Ichisaka, T., Yamanaka, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+germline-competent+induced+pluripotent+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Generation of germline-competent induced pluripotent stem cells.</a> Nature. 448 (7151), 313-317 (2007).</li>
<li>Hayashi, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Co-ordinated+ocular+development+from+human+iPS+cells+and+recovery+of+corneal+function%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Co-ordinated ocular development from human iPS cells and recovery of corneal function.</a> Nature. 531 (7594), 376-380 (2016).</li>
<li>Soma, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induced+pluripotent+stem-cell-derived+corneal+epithelium+for+transplant+surgery%3A+a+single-arm%2C+open-label%2C+first-in-human+interventional+study+in+Japan%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Induced pluripotent stem-cell-derived corneal epithelium for transplant surgery: a single-arm, open-label, first-in-human interventional study in Japan.</a> Lancet. 404 (10466), 1929-1939 (2024).</li>
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<li>Lavin, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-resident+macrophage+enhancer+landscapes+are+shaped+by+the+local+microenvironment%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Tissue-resident macrophage enhancer landscapes are shaped by the local microenvironment.</a> Cell. 159 (6), 1312-1326 (2014).</li>
<li>Stakenborg, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enteric+glial+cells+favor+accumulation+of+anti-inflammatory+macrophages+during+the+resolution+of+muscularis+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Mucosal+Immunol%22%5BJournal%5D)">Enteric glial cells favor accumulation of anti-inflammatory macrophages during the resolution of muscularis inflammation.</a> Mucosal Immunol. 15 (6), 1296-1308 (2022).</li>
<li>Li, Y. -T., Takaki, E., Ouchi, Y., Tamai, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guided+monocyte+fate+to+FR%CE%B2%2FCD163%2B+S1+macrophage+antagonises+atopic+dermatitis+via+fibroblastic+matrices+in+mouse+hypodermis%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Mol+Life+Sci%22%5BJournal%5D)">Guided monocyte fate to FRβ/CD163+ S1 macrophage antagonises atopic dermatitis via fibroblastic matrices in mouse hypodermis.</a> Cell Mol Life Sci. 82 (1), 14(2024).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>5-0 Seda Trançada 40cm Preto&nbsp;</td><td>Alfresa Pharma</td><td>62-9965-34</td><td></td></tr><tr><td>5-0 seda trançada 40cm branco&nbsp;</td><td>Alfresa Pharma</td><td>62-9964-99</td><td></td></tr><tr><td>8-0 PROLENE BV130-5 45cm</td><td>ÍCONE</td><td>EP8730H</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 594 cabra anti-rato IgG (H + L)</td><td>Invitrogen</td><td>A11005</td><td>Conc.: 2ug/ml</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 647 cabra anti-coelho IgG (H + L)</td><td>Invitrogen</td><td>A21245</td><td>Conc.: 2ug/ml</td></tr><tr><td>Porta-agulhas Barraquer Micro, mandíbula CVD de 8 mm, 6"</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Braçadeira vascular Bulldog 35mm</td><td>Natsume</td><td>C-42-S-2</td><td></td></tr><tr><td>Fischer 344 (F344)&nbsp; &nbsp;</td><td>Japan SLC (Shizuoka, Japão)</td><td></td><td>doador, homem, 10 a 12 semanas de idade</td></tr><tr><td>Ratos Lewis (LEW)</td><td>Japan SLC (Shizuoka, Japão)</td><td></td><td>receptores, homens, 7 a 9 semanas de idade</td></tr><tr><td>Microtesoura</td><td>YDM</td><td>CC06C</td><td></td></tr><tr><td>Pinça de Sutura de Microcirurgia - Curva, Plataformas, Alças Redondas: 15 cm / 6 pol.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ms mAb em Colágeno I</td><td>abcam</td><td>AB90395</td><td>Concentração de trabalho: diluição de 1000x</td></tr><tr><td>SORO FISIOLÓGICO 500 mL</td><td>OTSUKA&nbsp;</td><td>Rolamento 3311401A8024</td><td></td></tr><tr><td>Grampo duplo vascular de plástico</td><td>Treinamento em microcirurgia ltda</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Prograf injeção 5 mg</td><td>Astellas Pharma</td><td>Rolamento 3999416A1028</td><td></td></tr><tr><td>Rb pAb para Laminin</td><td>abcam</td><td>AB11575</td><td>Conc.: 2ug/ml</td></tr><tr><td>Anestesizante para pequenos animais</td><td>Kikai Muromachi</td><td>MK-A100</td><td></td></tr><tr><td>Microscópio cirúrgico OPMI-1FR</td><td>Carl Zeiss</td><td>OPMI-1FR</td><td></td></tr><tr><td>SUTURA, 5/0 18 PDS II CLR MONO P, VA</td><td>ÍCONE</td><td>Z493G</td><td></td></tr></tbody></table>

um modelo de rejeição de enxerto de rato de transplante intestinal com ileostomia exteriorizada para avaliação de prognóstico longitudinal

A Rat Graft Rejection Model of Intestinal Transplantation with Exteriorized Ileostomy for Longitudinal Prognosis Assessment

Imagens representativas dos principais pontos de verificação cirúrgica são mostradas na Figura 1. A taxa de sucesso da reperfusão foi de quase 100% e a taxa de sobrevida pós-operatória foi de 80,0% (20 de 25 cirurgias). Quando os procedimentos foram realizados corretamente e o tacrolimo foi administrado na dosagem e esquema especificados, a ileostomia exteriorizada geralmente tornava-se esbranquiçada - uma indicação de rejeição do enxerto - a partir da terceira semana após a cirurgia (<stron...

Um Modelo de Rejeição de Enxerto de Rato de Transplante Intestinal com Ileostomia Exteriorizada para Avaliação de Prognóstico Longitudinal

To date, organ transplantation remains the mainstream treatment for organ failure. Among various solid organs, patient prognosis following intestinal ...

a-rat-graft-rejection-model-intestinal-transplantation-with

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O rato modelo de transplante de intestino delgado tem sido reconhecida como uma importante ferramenta para estudar mechanismes da rejeição imunológica e tela novas drogas imunossupressoras. No entanto, este modelo é limitado a usar, porque as técnicas envolvidas é um desafio extremamente técnico. Agora vamos introduzir a técnica modificada.

Transplante de intestino delgado em ratos

Este vídeo demonstra o modelo de transplante ortotópico aórtica como um modelo simples para estudar o desenvolvimento de vasculopatia do transplante (TVP) em ratos.

Transplante ortotópico de aorta: um modelo de rato para estudar o desenvolvimento de vasculopatia crônica

Transplante de intestino delgado tornou-se uma opção de tratamento aceitável para os pacientes com falência intestinal irreversível. Nosso modelo experimental de transplante intestinal ortotópico pequena em ratos serve como uma ferramenta confiável para enfrentar imunológico subjacente e os processos inflamatórios que complicam o transplante intestinal.

Transplante de intestino delgado de ratos ortotópico

A reconstrução da veia cava suprahepatic (SHVC) continua a ser uma etapa difícil em transplante ortotópico de fígado de rato. Neste artigo, vamos mostrar um protocolo passo a passo para a reconstrução de SHVC em ratos utilizando uma técnica de anastomose magnético romance.

Um modelo do rato de ortotópico transplante hepático, usando uma técnica de anastomose magnético romance para reconstrução de veia Cava Suprahepatic

O allograft composto vascularized oferece benefícios Life-alterando aos receptores da transplantação, mas as causas biológicas da rejeição da corrupção e do vasculopatia permanecem mal compreendidas. O modelo cirúrgico do roedor apresentado aqui apresenta um modelo de transplante reprodutível e clinicamente relevante, permitindo que os pesquisadores avaliem eventos de rejeição e potenciais estratégias terapêuticas para prevenir sua ocorrência.

Modelo Osteomyocutaneous Heterotopic modificado da aleta do Hindmembro no rato para a pesquisa de Allotransplante composta Vascularized translacional

O modelo de transplante renal ortotópico de rato contribui para investigar o mecanismo de rejeição de aoenxerto renal. O modelo atual aumenta a sobrevivência dos receptores sem interferência com o suprimento de sangue e refluxo venoso da parte inferior do corpo usando uma anastomose de ponta a ponta da implantação renal e um método de "túnel" de ponta a ponta de anastomose ureter-bexiga.

Um modelo de transplante renal ortotópico de rato para rejeição de aoenerxerto renal

O protocolo auxiliar de transplante hepático heterotópico de rato descrito aqui oferece uma ferramenta prática de investigação para explorar os mecanismos de rejeição do aloenxerto hepático. Este modelo ajuda a aliviar os obstáculos cirúrgicos e o estresse animal do transplante hepático ortotópico em ratos.

Modelo de transplante de fígado total auxiliar heterotópico de rato utilizando uma hepaticouretorostomia para estudos de rejeição de aloenxerto

Este protocolo descreve o método para estabelecer um modelo de bolsite em ratos. O modelo de bolsa ileal foi criado através da realização de cirurgia de anastomose ileal-bolsa anal (IPAA) usando técnicas microcirúrgicas. Após a cirurgia, o rato foi tratado com sulfato de dextrano sódico (DSS) a 4% por 4 dias.

Um modelo de bolsite em ratos após proctocolectomia e anastomose ileal bolsa-anal usando sulfato de dextrano sódico

Íleo pós-operatório (POI) é uma complicação da cirurgia abdominal levando a um aumento da morbidade e permanência hospitalar prolongada. Porque estratégias profiláticas e terapêuticas faltam pesquisa intensificada é necessário. Por isso, estabeleceu um modelo de mouse padronizada e viável para o entendimento da fisiopatologia POI e estudar potenciais opções terapêuticas.

Avaliação Funcional da motilidade intestinal e inflamação da parede do intestino em Roedores: Análises em um modelo padronizado de Manipulação Intestinal

Apresentamos um modelo de transplante renal de ratos para não-invasiva avaliar a rejeição do enxerto aguda usando tomografia por emissão de pósitrons com 18F-fluorodeoxyglucose.

Imagem não invasivo de rejeição do enxerto aguda após Rat Transplante Renal Usando<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG PET

Aprenda um modelo de transplante intestinal com ileostomia em ratos para avaliar intervenções farmacológicas na rejeição de enxerto ao longo do tempo. Este método permite monitorar a função do enxerto e testar estratégias terapêuticas.

Um Modelo de Rejeição de Enxerto de Rato de Transplante Intestinal com Ileostomia Exteriorizada para Avaliação de Prognóstico Longitudinal (Vídeo) | JoVE Journal

Um Modelo de Rejeição de Enxerto de Rato de Transplante Intestinal com Ileostomia Exteriorizada para Avaliação de Prognóstico Longitudinal

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