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<ol><li>Cherry, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+cardiac+arrest+and+resuscitation+in+the+domestic+pig%5BTitle%5D)+AND+%22World+J+Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Modeling cardiac arrest and resuscitation in the domestic pig.</a> World J Crit Care Med. 4 (1), 1(2015).</li>
<li>Burgert, J. M., Johnson, A. D., Garcia-Blanco, J. C., Craig, W. J., O'Sullivan, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Effective+and+Reproducible+Model+of+Ventricular+Fibrillation+in+Crossbred+Yorkshire+Swine+%28Sus+scrofa%29+for+Use+in+Physiologic+Research%5BTitle%5D)+AND+%22Comp+Med%22%5BJournal%5D)">An Effective and Reproducible Model of Ventricular Fibrillation in Crossbred Yorkshire Swine (Sus scrofa) for Use in Physiologic Research.</a> Comp Med. 65 (5), 444-447 (2015).</li>
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<li>Faldaas, B. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hands-free+continuous+carotid+Doppler+ultrasound+for+detection+of+the+pulse+during+cardiac+arrest+in+a+porcine+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ressuc+Plus%22%5BJournal%5D)">Hands-free continuous carotid Doppler ultrasound for detection of the pulse during cardiac arrest in a porcine model.</a> Ressuc Plus. 15 (100412), 1-10 (2023).</li>
<li>Faldaas, B. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+feedback+on+chest+compression+efficacy+by+hands-free+carotid+Doppler+in+a+porcine+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ressusc+Plus%22%5BJournal%5D)">Real-time feedback on chest compression efficacy by hands-free carotid Doppler in a porcine model.</a> Ressusc Plus. 18, 100583(2024).</li>
<li>Faldaas, B. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+hands-free+carotid+Doppler+can+identify+spontaneous+circulation+without+interrupting+cardiopulmonary+resuscitation%3A+an+animal+study%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Med+Exp%22%5BJournal%5D)">A hands-free carotid Doppler can identify spontaneous circulation without interrupting cardiopulmonary resuscitation: an animal study.</a> Intensive Care Med Exp. 12 (1), 121(2024).</li>
<li>Ruiz De Gauna, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rhythm+Analysis+during+Cardiopulmonary+Resuscitation+Past%2C+Present%2C+and+Future%5BTitle%5D)+AND+%22BioMed+Res+Int%22%5BJournal%5D)">Rhythm Analysis during Cardiopulmonary Resuscitation Past, Present, and Future.</a> BioMed Res Int. 2014, 1-13 (2014).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Abbott Durata 7120 ICD Single Coil Lead</td><td>Abbott, Abbot Park, IL</td><td>7120</td><td></td></tr><tr><td>Icd de RV Abbott Gallant</td><td>Abbott, Abbot Park, IL</td><td>CDVRA500Q</td><td></td></tr><tr><td>Abbott Merlin Programador</td><td>Abbott, Abbot Park, IL</td><td>3650</td><td></td></tr><tr><td>Cateter venoso central Trio Certofix</td><td>B. Braun Medical, Melsungen, Alemanha</td><td>4167408-07</td><td></td></tr><tr><td>Tubo endotraqueal Portex #7.0</td><td>Smiths Medical, Rockland, MA</td><td>100/150/070</td><td></td></tr><tr><td>Exagon VET (Pentobarbital 400 mg/mL)</td><td>VetViva Richter, Wels, Áustria</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Heparina 5000 UI/mL</td><td>Panpharma, Luitr&eacute;, França</td><td>ETI3M807-1</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina 50 mg/mL</td><td>Abcur AB, Helsingborg, Suécia</td><td>LB-12355-01</td><td></td></tr><tr><td>Midazolam 5 mg/mL</td><td>B. Braun Medical, Melsungen, Alemanha</td><td>753-12612876-0621</td><td></td></tr><tr><td>Morfina</td><td>Abcur AB, Helsingborg, Suécia</td><td>LB-122184-01</td><td></td></tr><tr><td>Solução normal de lavagem salina</td><td>Fresenius Kabi, Uppsala, Suécia</td><td>B202382-05</td><td></td></tr><tr><td>PentoCur (Tiopental)</td><td>Abcur AB, Helsingborg, Suécia</td><td>LB-122564-01</td><td></td></tr><tr><td>Cateter IV Perifal 20G Vasofix</td><td>B. Braun Medical, Melsungen, Alemanha</td><td>4268113B</td><td></td></tr><tr><td>PiCCO&nbsp; Kit de monitoramento (transdutor de pressão, sistema de lavagem e termístor)</td><td>Pulsion, Feldkirchen, Alemanha</td><td>PV8215</td><td></td></tr><tr><td>Cateter PiCCO 5 Fr 20 cm</td><td>Pulsion, Feldkirchen, Alemanha</td><td>PV2015L20-A</td><td></td></tr><tr><td>Kit de transdutor de pressão e de lavagem TruWave</td><td>Edwards Lifescience, Irvine, CA</td><td>PX272</td><td></td></tr><tr><td>RescueDoppler</td><td>Cimon Medical, Trondheim, Noruega</td><td>N/A</td><td>Proprietário, não disponível comercialmente</td></tr><tr><td>Acetato ringer</td><td>Fresenius Kabi, Uppsala, Suécia</td><td>B203150-02</td><td></td></tr><tr><td>Cather urinário 12 Ch</td><td>Vários</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Introdutor de bainha vascular Prelúdio 7.0 Fr</td><td>Merit Medical, South Jordan, UT</td><td>PSI-7F-11-035-18G</td><td></td></tr><tr><td>Gel de Ultrassom Vue</td><td>Optimum medical, Leeds, United Kingdim</td><td>1157</td><td></td></tr></tbody></table>

modelo de parada cardíaca suína usando um desfibrilador implantável

Porcine Cardiac Arrest Model Using an Implantable Defibrillator

Modelo de Parada Cardíaca Suína usando um Desfibrilador Implantável

This study presents a reproducible porcine cardiac arrest model utilizing an implantable cardioverter-defibrillator (ICD) for reliable induction and ...

Queríamos desenvolver um modelo simples e confiável de fibrilação ventricular e cardioversão que fornecesse resultados mais estáveis e permitisse o uso de um número menor de animais em estudos de ressuscitação. Utilizamos um desfibrilador cardioversor implantável para induzir de forma confiável a fibrilação ventricular, realizar a cardioversão e obter o eletrocardiograma intracardíaco. Após preparar o porco, coloque o animal profundamente anestesiado em posição supina e fixe as extremidades utilizando uma atadura de gaze.Desinfete o pescoço, mandíbula, virilha e abdômen usando clorexidina na concentração de 5 miligramas por mililitro em etanol, e cubra as áreas desinfetadas com campos estéreis. Estenda uma das patas traseiras para expor a artéria ilíaca. Com o auxílio de ultrassom, localize a artéria ilíaca e insira um cateter arterial de saída cardíaca contínua com índice de pulso de 5 French utilizando a técnica de Seldinger.Conecte o cateter arterial a um transdutor de pressão pré-cheio e ao conjunto de lavagem. Após zerar o transdutor, confirme um bom traçado da pressão arterial e, em seguida, solte a pata traseira. Incline o porco para a posição de Trendelenburg e aumente a pressão positiva ao final da expiração do ventilador para 10 centímetros de água para distender as veias do pescoço.Sob orientação de ultrassom, localize a veia jugular externa direita e insira um introdutor vascular de sete French utilizando a técnica de Seldinger. Confirme o refluxo venoso e lave o introdutor com soro fisiológico. Em seguida, insira um conjunto de acesso venoso central de dois lúmens de nove French com válvula de hemostasia.Confirme o refluxo venoso através dos lumens. Transfira as infusões de sedação e fluidos para o cateter. Em seguida, conecte um transdutor de pressão a um dos lumens do cateter e confirme uma forma de onda de pressão venosa central.Reduza a pressão positiva ao final da expiração do ventilador para 5 centímetros de água. Insira um eletrodo único de cardioversor-desfibrilador implantável ou eletrodo ICD através do introdutor vascular e avance-o até o ápice do ventrículo direito. Em seguida, conecte o cabo do ICD a um analisador do sistema de estimulação utilizando o conector dedicado.Certifique-se de que a amplitude da onda R intracardíaca seja superior a 6 milivolts. Utilize um bisturi para fazer uma incisão horizontal na pele de 4 centímetros abaixo da clavícula esquerda. Em seguida, utilize diatermia seguida de dissecação romba com o dedo para criar um bolsão subcutâneo grande o suficiente para acomodar o CDI.Conecte o eletrodo ao DII e posicione o dispositivo no bolso subcutâneo. Confirme que o eletrodo ventricular direito permanece em uma posição estável. Programe o modo de estimulação nas configurações desejadas após conectar o DII ao programador e revise o limiar de estimulação da onda R e as impedâncias.Em seguida, programe os parâmetros da terapia de taquiarritmia. Na tela do programador, selecione o ícone Teste e abra a pasta Fibrilação Ventricular e NIPS. Em Fibrilação Ventricular, selecione a Fibrilação DC e configure-a em 7,5 volts por dois segundos para induzir fibrilação ventricular.Quando a fibrilação ventricular for induzida, utilize a entrega automática para permitir que o dispositivo administre a terapia de acordo com os parâmetros programados. Induza taquicardia ventricular selecionando o ícone NIPS Ventricular. Escolha o ícone Burst e defina o comprimento de ciclo desejado, como 240 milissegundos.Em seguida, pressione Manter para aplicar a rajada por até 20 segundos. Se for induzida taquicardia ventricular ou fibrilação ventricular, administre a terapia de acordo com as configurações do programa na pasta Taquicardia. Selecione o ícone Parâmetros para revisar as configurações e garantir a restauração do ritmo sinusal.Monitore a pressão arterial por meio do cateter arterial ilíaco. Complemente isso com o monitoramento contínuo do fluxo sanguíneo por Doppler, posicionando a sonda de uso livre perpendicularmente à artéria carótida esquerda. Verifique se o display do Doppler mostra um traçado claro do fluxo carotídeo.Em seguida, fixe firmemente a sonda com fita adesiva. Monitore o ritmo cardíaco utilizando o eletrocardiograma intracardíaco obtido do marcapasso e o eletrocardiograma de superfície exibido no monitor. Após induzir fibrilação ventricular ou taquicardia ventricular, observe a cessação do fluxo carotídeo no traçado Doppler e mantenha o período sem fluxo conforme o protocolo do estudo.Em seguida, inicie a reanimação cardiopulmonar manual, compressões mecânicas ou outras intervenções. Confirme a retomada da circulação espontânea utilizando a pressão arterial invasiva e a velocidade do fluxo guiada por ultrassom não invasivo. Quando necessário, converta o suíno para ritmo sinusal mediante aplicação de choque DC manual.Interrompa a fibrilação ventricular dentro de 120 segundos para maximizar a probabilidade de conversão bem-sucedida. Se o animal estiver em taquicardia ventricular, utilize o pacing anti-taquicardia ou a cardioversão sincronizada. Por fim, permita que o animal descanse e assegure a normalização dos parâmetros fisiológicos, incluindo pressão arterial, dióxido de carbono final expirado e pH.O modo Fibração Ventricular induziu fibrilação ventricular ou taquicardia ventricular nos 11 animais. A terapia fornecida pelo CDI restaurou subsequentemente o ritmo sinusal e a circulação espontânea em todos os animais. A taxa média de sucesso para a recuperação da circulação espontânea após a fibrilação ventricular induzida foi de aproximadamente 92%. O CDI induziu uma média de 18 arritmias ventriculares por animal, compreendendo fibrilação ventricular e taquicardia ventricular.Em comparação com outros métodos, nossa abordagem alcançou um sucesso de 92% na restauração da circulação com monitoramento rítmico artificial durante a reanimação cardiorespiratória. O principal desafio é a necessidade de equipamentos especializados e operadores qualificados para a implantação e programação do CDI. Nosso modelo aumenta o sucesso da reanimação de aproximadamente 50 para 90%, permitindo ciclos repetidos de fibrilação ventricular, RCP e cardioversão por animal, e reduz significativamente o uso de animais.

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Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Este artigo descreve um modelo de rato de fibrilação ventricular induzida eletricamente e ressuscitação por compressão torácica, ventilação e aplicação de choques elétricos que simula um episódio de parada cardíaca súbita e ressuscitação cardiopulmonar convencional. O modelo permite reunir insights sobre a fisiopatologia da parada cardíaca e explorar novas estratégias de ressuscitação.

Um modelo de rato de Fibrilação Ventricular e Reanimação por Técnica de tórax fechado convencional

Desenvolvemos um modelo suíno para a entrega alvo de agentes farmacológicos dentro do espaço/fluido pericárdico. Usando essa abordagem, os benefícios relativos dos agentes administrados na fibrilação atrial induzida, períodos refratários relativos e/ou proteção isquêmica podem ser investigados.

Testando a eficácia de agentes farmacológicos em um Delivery Model Pericárdica alvo na Suína

Aqui vamos demonstrar um protocolo para padronizar os procedimentos de amostragem de um modelo estabelecido de suínos de infarto agudo do miocárdio, a fim de aumentar seu valor de translação no entendimento da fisiopatologia da lesão de isquemia/reperfusão miocárdica e para testar candidatos a novos fármacos.

Aprimoramento do modelo de suínos do miocárdio peito fechado pela padronização do tecido e os procedimentos de recolha de amostras de sangue

Buscamos estabelecer um modelo suíno de insuficiência cardíaca induzido pelo bloqueio da artéria circunflexo esquerda e ritmo rápido para testar o efeito e a segurança da administração intramiocárdia de células-tronco para terapias baseadas em células.

Estabelecendo um modelo suíno de insuficiência cardíaca pós-miocárdio para tratamento de células-tronco

A ressuscitação cardiopulmonar e a desfibrilação são as únicas opções terapêuticas eficazes durante a parada cardíaca causada pela fibrilação ventricular. Esse modelo apresenta um regime padronizado para induzir, avaliar e tratar esse estado fisiológico em um modelo suíno, proporcionando assim uma abordagem clínica com diversas oportunidades de coleta e análise de dados.

Modelo padronizado de Fibrilação Ventricular e Suporte avançado de vida cardíaca em suínos

O objetivo geral do presente estudo é apresentar as técnicas de indução do infarto do miocárdio (MI) e insuficiência cardíaca pós-miocárdio (pós-MI HF) em miniporcos de Göttingen adultos e a caracterização do modelo pós-MI HF em miniporcos de Göttingen em comparação com os porcos landrace.

Insuficiência cardíaca pós-miocárdio em oclusão coronariana de peito fechado/modelo de reperfusão em Miniporcos de Göttingen e Poros landrace

Descrevemos um modelo de pericardite estéril em miniporcos para estudar miopatia atrial e fibrilação atrial (AF). Apresentamos técnicas cirúrgicas e anestésicos, estratégias de acesso vascular e protocolo para estudar a induibilidade da AF.

Pericardite estéril em Miniporcos Aachener como modelo para miopatia atrial e fibrilação atrial

Os modelos animais de infarto do miocárdio (MI) que emulam o processo natural da doença em humanos são cruciais para entender mecanismos fisiodicos e testar a segurança e eficácia de novas terapias emergentes. Aqui, descrevemos um modelo de suíno MI criado pela implantação de uma bobina de embolização percutânea.

Infarto do Miocárdio por implantação de bobina de embolização percutânea em um modelo de suíno

O presente protocolo descreve três métodos de administração de agentes terapêuticos cardioativos em modelo suíno. Suínas crioulas receberam tratamento através de: (1) toracotomia e injeção transepicárdica, (2) injeção transendocárdica por cateter ou (3) infusão intravenosa via minibomba osmótica da veia jugular.

Aplicação da Terapêutica Cardioativa em Modelo de Infarto do Miocárdio Porcino

Este protocolo apresenta um modelo de fibrilação ventricular de longa duração em corações de ratos induzida por estimulação contínua com corrente alternada de baixa voltagem. Esse modelo tem alta taxa de sucesso, é estável, confiável e reprodutível, tem baixo impacto na função cardíaca e causa apenas lesão miocárdica leve.

Modelo de Fibrilação Ventricular de Longa Duração em Corações Isolados de Rato

Este protocolo descreve um modelo neonatal de circulação extracorpórea (CEC), com parada circulatória e cardíaca como ferramenta para o estudo de danos cerebrais graves e outras complicações secundárias à CEC.

Modelo Animal Pediátrico de Ressuscitação Cardiopulmonar Extracorpórea Após Parada Circulatória Prolongada

Nord University.  Esse protocolo demonstra o uso de um desfibrilador cardioversor implantável (DCI) para induzir de forma confiável arritmias ventriculares, realizar cardioversão interna e obter registros de ECG intracardíacos em um modelo suíno.

Modelo de Parada Cardíaca Suína usando um Desfibrilador Implantável

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