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<ol><li>Li, X. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global%2C+regional%2C+and+national+burden+of+ischemic+stroke%2C+1990%E2%80%932021%3A+an+analysis+of+data+from+the+global+burden+of+disease+study+2021%5BTitle%5D)+AND+%22EClinicalMedicine%22%5BJournal%5D)">Global, regional, and national burden of ischemic stroke, 1990–2021: an analysis of data from the global burden of disease study 2021.</a> EClinicalMedicine. , (2024).</li>
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</ol>

<table><tbody><tr><td>2% TTC Staining Solution</td><td>Solarbio</td><td>G3005</td><td></td></tr><tr><td>Agorose</td><td>Biosharp</td><td>BS081</td><td></td></tr><tr><td>Body Temperature Maintenance System / Homeothermic Monitor</td><td>RWD life Science</td><td>69002</td><td></td></tr><tr><td>Cranial Screws</td><td>Zhongke Huida</td><td>23092007</td><td></td></tr><tr><td>Data Acquisition and Analysis Software(Fiber photometry)</td><td>RWD life Science</td><td>ORFs</td><td></td></tr><tr><td>Data Acquisition and Analysis Software(Multi-channel electrophysiology)</td><td>Plexon</td><td>PlexControl, Offline Sorter, Neuroexplorer&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Digital laboratory stereotactic frame</td><td>RWD life Science</td><td>68804</td><td></td></tr><tr><td>Forcep</td><td>FST</td><td>11252-00</td><td>Forcep diameter 0.005 mm &acute; 0.025 mm</td></tr><tr><td>Laser power meter</td><td>Sanwa</td><td>LP10</td><td></td></tr><tr><td>Laser Speckle Blood Flow Imaging System</td><td>Pericam AB</td><td>Pericam PSI NR</td><td></td></tr><tr><td>Mice</td><td>Risemice</td><td>C57BL/6J</td><td></td></tr><tr><td>Miniature handheld cranial drill</td><td>RWD life Science</td><td>78001</td><td></td></tr><tr><td>Mouse Viral Micro-injector</td><td>RWD life Science</td><td>68025</td><td></td></tr><tr><td>Optrode</td><td>Customized</td><td>Kedou</td><td>Customized with 16 tungsten electrode surrounding 1 optical fiber</td></tr><tr><td>Prism</td><td>GraphPad</td><td>5.01 version</td><td></td></tr><tr><td>R studio</td><td>Posit</td><td>version 4.4.1</td><td></td></tr><tr><td>rAAV-GfaABC1D-GCaMP6s</td><td>BrainVTA</td><td>PT-2560</td><td>Astrocyte-specific calcium indicator</td></tr><tr><td>rAAV-GfaABC1D-opto-vTrap</td><td>BrainCase</td><td>BC-2446</td><td>Astrocyte-specific optogenetic viral vector</td></tr><tr><td>Rose Bengal Dye</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>198250</td><td>Photosensitive dye for thrombus induction/Sigma-Aldrich</td></tr><tr><td>Trolley-mounted anesthesia workstation</td><td>RWD life Science</td><td>R520</td><td>Anesthesia machine for controllable inhalation anesthesia for mice</td></tr></tbody></table>

um método integrado para modelagem de avc fototrombótico e registro in vivo de optrode da atividade neuronal e astrocítica em ratos comportando-se

An Integrated Method for Photothrombotic Stroke Modeling and In Vivo Optrode Recording of Neuronal and Astrocytic Activity in Behaving Mice

Um Método Integrado para Modelagem de AVC Fototrombótico e Registro In Vivo de Optrode da Atividade Neuronal e Astrocítica em Ratos Comportando-se

Investigating astrocyte-neuron dynamics following ischemic stroke is essential for understanding post-stroke recovery mechanisms. However, current ...

Nossa pesquisa desenvolve um método integrado para registrar simultaneamente a atividade de astrócitos e neurônios durante acidente vascular cerebral isquêmico em camundongos conscientes. Métodos anteriores registravam neurônios ou astrócitos separadamente. Nosso protocolo capta sinais de astrócitos e neurônios simultaneamente desde os primeiros momentos do início do acidente vascular cerebral.Para começar, transfira um camundongo C57BL/6J profundamente anestesiado para o estereotáxico equipado com uma máscara de anestesia. Monitore a profundidade da anestesia a cada 10 minutos, mantendo a temperatura corporal do camundongo entre 36 e 37,5 graus Celsius com um tapete aquecido com controle de feedback. Prenda o camundongo ao estereotáxico com barras auriculares e uma barra bucal após aplicar pomada oftálmica nos olhos.Confirme a imobilização da cabeça mediante leve sondagem assim que a cabeça estiver fixada simetricamente. Após a depilação e a preparação asséptica da pele, use tesoura cirúrgica para fazer uma incisão mediana. Limpe o periósteo com soro fisiológico e cotonetes para expor o bregma e o lambda.Abaixe a micropipeta de vidro para tocar sucessivamente o bregma e o lambda. Após anotar a coordenada Z no paquímetro digital, ajuste a barra bucal até que a diferença seja inferior a 0,04 milímetros. Abaixe a micropipeta de vidro para tocar o bregma e redefina o paquímetro digital para zero.Mova a micropipeta sucessivamente 2,3 milímetros para a esquerda e para a direita em relação ao bregma. Após anotar a coordenada Z, ajuste as barras auriculares até que as diferenças bilaterais sejam inferiores a 0,04 milímetros. Após redefinir o paquímetro digital para zero no bregma, marque a área da região do membro anterior da córtex motora em ântero-posterior mais 1,5 milímetros e médio-lateral mais 0,74 milímetros.Use uma microbroca e brocas de ponta redonda de 0,5 milímetro para fazer um pequeno orifício, com aproximadamente 0,5 milímetro de diâmetro no local marcado. Antes da carga, misture os dois vetores virais adeno-associados em volumes iguais e centrifugue brevemente a amostra. Abaixe a micropipeta de vidro conectada à bomba de microinfusão até o local-alvo a uma profundidade dorsoventral de menos 0,94 milímetro a partir da superfície do cérebro.Infundir 400 nanolitros da mistura viral contendo 200 nanolitros de cada vetor a uma taxa de 50 nanolitros por minuto. Retirar lentamente a pipeta 10 minutos após a conclusão da infusão. Suturar o couro cabeludo com sutura 4-0 de 20 milímetros, curva 3/8, e colocar o camundongo sobre uma placa aquecida até a recuperação completa.Três a quatro semanas após a injeção viral, siga o procedimento previamente demonstrado até a incisão no couro cabeludo. Durante a incisão, remova um quadrado de 1,5 centímetro por 1,5 centímetro do couro cabeludo, mantendo pele suficiente ao redor dos olhos. Limpe o crânio com peróxido de hidrogênio e solução salina a 0,9%.Após identificar o bregma, redefina o paquímetro digital para zero. Utilize uma broca de ponta redonda de 0,8 milímetro para levemente rugosizar a superfície do crânio. Marque a área do córtex motor da extremidade anterior.No eixo anterior-posterior, 1,5 milímetros, e no eixo medial-lateral, 0,74 milímetros. Utilize a marca como ponto central para desenhar um quadrado de cinco milímetros por cinco milímetros. Use uma microfresadora a aproximadamente 10.000 rotações por minuto para traçar o quadrado.Aplique continuamente solução salina gelada ao longo do trajeto da broca e pare imediatamente se o retalho ósseo afrouxar. Faça três pequenos furos de 0,5 milímetro de diâmetro sobre o hemisfério contralateral e o cerebelo. Implante parafusos de cranioplastia nos furos.Certifique-se de que cada parafuso alcance a dura-máter, mas não penetre além, para evitar danos ao tecido cerebral. Use pin&ccedil;as para remover o retalho &oacute;sseo solto. Utilize pin&ccedil;as ultrafinas com ponta ultrafina menor que 0,03 mil&iacute;metros por 0,01 mil&iacute;metros para remover a dura-m&aacute;ter na janela craniana, evitando contato direto com o tecido cerebral.Fixe o optrodo ao braço do micromanipulador do estereotáxico e mova-o acima da janela craniana. Entrelace firmemente os fios de prata de terra e de referência do optro aos três parafusos de cranioplastia. Limpe a superfície da janela craniana com solução salina estéril.Abaixe lentamente o optrod até a profundidade dorsoventral desejada de menos 0,94 milímetros a uma taxa de um milímetro a cada 10 segundos. Aplique uma camada de agarose sobre a janela craniana após o implante. Aplique três a quatro camadas de cimento dental.Uma vez que o cimento dental solidifique, forneça analgesia por três a cinco dias e permita que o camundongo se recupere por uma a duas semanas. Utilize um sistema de fotometria com fibra de comprimento de onda duplo ou triplo para excitar a GCaMP6s. Ajuste o canal de sinal para 470 nanômetros e o canal de controle para 410 nanômetros.Ajuste a taxa de amostragem para 60 quadros por segundo. Agora, aterre corretamente todos os componentes do sistema de gravação. Utilize um referencial mediano comum durante a gravação.Verifique se os sinais de banda ampla e potenciais de campo locais estão selecionados no software de gravação, monitorando continuamente a presença de ruído durante toda a sessão de gravação. Após anestesiar brevemente o camundongo, conecte o optro à linha de gravação por meio de um adaptador. Coloque o camundongo em um ambiente semelhante à gaiola de alojamento para a gravação.Permita 10 minutos de aclimatação após o despertar. Registre o camundongo realizando o teste de força de preensão, exigindo um puxão por minuto durante cinco minutos. Marque com carimbo de tempo os testes comportamentais com precisão tanto nos sistemas multicanal quanto de fotometria com fibra.Administre uma solução de corante Bengala Rosa a 1,5% por via intraperitoneal na dose de 10 a 20 miligramas por quilograma e aguarde cinco minutos. Conecte a sonda optrodica à fonte a laser assim que a anestesia profunda for alcançada e mantida. Aplique um feixe de laser de 530 nanômetros a 15 miliwatts através do optrodo implantado por cinco a oito minutos para induzir isquemia focal.Para realizar a estimulação optogenética, conecte o estimulador a laser ao optrodo. Ligue o estimulador a laser optogenético de 488 nanômetros e configure-o em 10 miliwatts por cinco minutos para o Opto-vTrap. Por fim, coloque o camundongo sobre uma placa aquecida para recuperação.Em comparação com a linha de base, o fluxo sanguíneo cerebral diminuiu após a fototrombose e permaneceu suprimido em um dia e sete dias após o acidente vascular cerebral. A força de preensão da pata dianteira apresentou uma diminuição altamente significativa em um dia e permaneceu suprimida em sete dias após o acidente vascular cerebral. Os transientes de cálcio astrocitários registrados por fotometria de fibra e os potenciais de ação neuronais obtidos por eletrofisiologia foram alinhados com base nos carimbos de tempo.Após o acidente vascular cerebral foto-trombótico, as taxas de disparo foram significativamente suprimidas tanto em neurônios piramidais quanto em interneurônios, em comparação com a atividade de disparo basal durante a tarefa de preensão da pata dianteira. Na linha de base, os transientes de cálcio em astrócitos atingiram o pico entre quatro e seis segundos após o início da tarefa. No entanto, a amplitude foi significativamente reduzida após o acidente vascular cerebral foto-trombótico, refletindo uma atividade de cálcio enfraquecida.Os gráficos de raster e os histogramas peri-estimulação temporal mostraram alterações na atividade neuronal durante a estimulação óptica. Tanto as taxas de disparo dos neurônios piramidais quanto das interneurônios exibiram uma diminuição significativa após a estimulação óptica em comparação com a linha de base pré-estimulação, confirmando que a modulação astrocitária tem um efeito mensurável downstream na excitabilidade do circuito local. Este protocolo permite o registro ininterrupto do exercício e da neuroatividade ao longo da linha do tempo anterior ao acidente vascular cerebral, desde a fase aguda até a fase crônica.O sucesso neste protocolo depende do alinhamento preciso ou coordenado. A implantação do optrodos monocular e a expressão viral suficiente são aspectos temporais críticos ao longo das cirurgias. Estudos futuros poderiam utilizar múltiplos implantes para monitorar regiões cerebrais mais amplas ou direcionar diferentes tipos celulares com ensaios comportamentais diversos.

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Este vídeo demonstra o procedimento para gerar AVC fototrombótico em um modelo de camundongo por iluminação a laser de um crânio intacto após a administração de corante fotossensível.

Modelagem de AVC Fototrombótico em Modelo de Camundongo: Uma Técnica de Iluminação a Laser Através do Crânio de Camundongo Após Administração de Corante Fotossensível para Induzir Fototrombose

Fonte: Maruoka, H., et. al. Imagem simultânea da dinâmica microglial e atividade neuronal em camundongos acordados. J. Vis. Exp.Exp..  (2022) Este vídeo mostra um procedimento de microscopia de dois fótons para imagem da atividade neuronal e da dinâmica microglial em um camundongo acordado durante a estimulação visual, destacando transientes de cálcio e interações celulares.

Imagem simultânea da dinâmica microglial e atividade neuronal em um camundongo acordado

Fototrombose é uma técnica rápida, minimamente invasiva para induzir pequena e bem delimitada infarto em áreas de interesse de maneira altamente reprodutível. É particularmente adequado para o estudo de respostas celulares e moleculares subjacentes plasticidade cerebral em ratinhos transgénicos.

Isquemia Photothrombotic: Um Modelo de lesão cortical fotoquímica Minimamente Invasiva e reprodutível para mouse Estudos curso

Aqui, descrevemos uma abordagem de microscopia óptica semi-invasiva para a indução de um coágulo fototrombótico de Rosa Bengala no córtex somatossensorial de um camundongo in vivo.  Os aspectos técnicos do procedimento de imagem são descritos desde a indução de um evento fototrombótico até a aplicação e coleta de dados.

Rosa Bengala Fototrombose por imageamento óptico confocal<em&gt; In Vivo</em&gt;: Um Modelo de curso Veículo Individual

Este vídeo mostra o procedimento de craniotomia que permite imagens crônicas de neurônios no córtex retroesplenial de camundongos usando microscopia in vivo de dois fótons na linha transgênica Thy1-GFP. Essa abordagem é combinada com a injeção de vírus adeno-associado que expressa mCherry no hipocampo dorsal. Essas técnicas permitem o monitoramento de longo prazo da plasticidade estrutural dependente da experiência em RSC.

Simultânea de dois fótons<em&gt; In Vivo</em&gt; Imagem de Synaptic Entradas e metas pós-sinápticos no córtex do rato retrosplï¿½ico

Este protocolo descreve a aplicação de tomografia combinada fluorescente no infravermelho próximo (NIRF) e imagiologia de micro-computadorizada (microCT) para visualizar tromboêmbolos cerebral. Esta técnica permite a quantificação da carga de trombo e evolução. A técnica de imagem NIRF visualiza fluorescente etiquetado trombo no cérebro extirpado, enquanto que a técnica microCT visualiza trombo no interior de animais vivos usando ouro-nanopartículas.

Combinada Near-infrared imagens fluorescentes e tomografia Micro-computado para Diretamente Visualizando Cerebral tromboêmbolos

Descrito aqui é o modelo de derrame fototrombótico, onde um derrame é produzido através do crânio intacto induzindo a oclusão microvascular permanente usando iluminação laser após a administração de um corante fotossensível.

Modelagem de AVC em Camundongos: Lesões Corticais Focais por Fototrombose

Aqui, descrevemos um protocolo combinando injeção de vírus adenoassociado com implante de janela craniana para obtenção simultânea de imagens da dinâmica microglial e atividade neuronal em camundongos acordados.

Imagem Simultânea da Dinâmica Microglial e Atividade Neuronal em Camundongos Acordados

Um sistema de registro eletrencefalográfico de baixo custo combinado com uma bobina de tamanho milimétrico é proposto para conduzir a estimulação magnética transcraniana do cérebro de camundongos in vivo. Usando eletrodos de parafuso convencionais com um substrato multieletrodo personalizado, flexível e com arranjo de eletrodos, o registro multi-site pode ser realizado a partir do cérebro de camundongos em resposta à estimulação magnética transcraniana.

Sistema de Gravação Eletroencefalográfica de Baixo Custo Combinado com uma Bobina de Tamanho Milimétrico para Estimular Transcranialmente o Cérebro de Camundongos In Vivo

Este protocolo contém uma descrição detalhada de uma abordagem passo a passo para um modelo de camundongo crônico de janela craniana e embolia microvascular, otimizado para imagens in vivo por microscopia de dois fótons usando microsferas fluorescentes de poliestireno.

Modelo de camundongo com embolia microvascular para microscopia in vivo de dois fótons usando microesferas fluorescentes de poliestireno

Usando uma abordagem totalmente óptica, o AVC isquêmico é induzido enquanto registra simultaneamente a atividade neuronal de Ca2+ usando um biossensor fluorescente no núcleo emergente do AVC de um camundongo acordado e comportado.

Fototrombose Simultânea e Fotometria de Fibra para Induzir e Monitorar AVC Isquêmico em Camundongos em Comportamento

133 visualizações.  Guangzhou University of Chinese Medicine. Nossa pesquisa desenvolve um método integrado para registrar simultaneamente astrócitos e atividade neuronal durante um acidente vascular cerebral em camundongos em comportamento. Métodos anteriores registram neurônios ou astrócitos separadamente. Nosso protocolo captura sinais de astrócitos e neurônios simultaneamente desde os primeiros momentos do início do acidente vascular cerebral.Para começar, transfira um camundongo C57BL/6J profundamente anestesiado para o quadro ester...

Vídeo: Um Método Integrado para Modelagem de AVC Fototrombótico e Registro In Vivo de Optrode da Atividade Neuronal e Astrocítica em Ratos Comportando-se

Um Método Integrado para Modelagem de AVC Fototrombótico e Registro In Vivo de Optrode da Atividade Neuronal e Astrocítica em Ratos Comportando-se

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