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Agradecemos ao Dr. Shital Suryavanshi e à equipe do biotério do Instituto Tata de Pesquisa Fundamental pelo excelente apoio. Agradecemos ao Dr. Sundar Naganathan por gentilmente permitir o uso do microscópio estereoscópico macro zoom Olympus MVX10 em seu laboratório para a gravação do vídeo do procedimento. Este trabalho foi financiado por uma bolsa do Departamento de Energia Atômica (DAE), Governo da Índia, número de identificação do projeto RTI4003 e RTI4015 (ST); bolsa ICMR-DHR SUG, GAP00303, bolsa ANRF PMECRG GAP00313 (AP).

Todos os procedimentos são aprovados e conduzidos de acordo com o Comitê de Ética em Experimentação Animal da Instituição do Instituto de Pesquisa Fundamental Tata.
1. Preparação do material
<ol>
	<li>Assegure-se de que todos os instrumentos necessários para microdissecção (consulte a Tabela de Materiais) estejam preparados antes do procedimento. Esterilize todos os instrumentos utilizando etanol 70%. Para coletar preparações destinadas a aplicações posteriores, como transcriptômica espacial/hibridização in situ, limpe os instrumentos com solução de descontaminação de RNase.</li>
	<li>Limpe a platina do microscópio de dissecação com solução de descontaminação de RNase e mantenha um frasco de PBS 1× gelado próximo à bancada de dissecação.</li>
	<li>Mantenha os seguintes instrumentos e material plástico prontos antes deste procedimento:
	<ol>
		<li>Para a preparação do animal, mantenha os seguintes itens prontos: 2 pares de pinças rombas, 1 par de tesouras cirúrgicas, 2 placas de Petri (10 cm), várias placas de Petri (6 cm; conforme necessário, uma para cada cabeça).</li>
		<li>Para o isolamento do cérebro, mantenha os seguintes itens prontos: 1 par de pinças #5, 1 par de pinças #55, 1 par de tesouras de microdissecção e tubos/placas de coleta adequados para a aplicação posterior.</li>
		<li>NOTA: Se a aplicação posterior envolver hibridização in situ ou transcriptômica espacial, limpe os instrumentos de dissecação com solução de descontaminação de RNase antes do uso.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Preparação dos animais
<ol>
	<li>Siga os passos (2.1.1–2.1.6) para animais E14.5–P0
	<ol>
		<li>Eutanizie a fêmea prenhe de acordo com as diretrizes do Comitê de Ética em Experimentação Animal da instituição. No exemplo apresentado, a fêmea foi eutanizada por dislocação cervical.</li>
		<li>Realize uma incisão mediana na cavidade abdominal da fêmea prenhe para expor o útero. Usando pinças rombas, retire suavemente os cornos uterinos e coloque-os em uma placa estéril de 10 cm contendo PBS 1×&#160;gelado.</li>
		<li>Isole cuidadosamente os fetos individuais separando-os do saco amniótico e da placenta circundantes.&#160;</li>
		<li>Transfira os fetos para uma placa de Petri de 10 cm nova contendo PBS 1× gelado e mantenha-os no gelo até que cada um seja utilizado para o isolamento do cérebro. Transfira um único feto para uma placa de Petri de 6 cm contendo PBS gelado.&#160;</li>
		<li>Para estágios pós-natais até P7, eutanizie o filhote de acordo com as diretrizes do Comitê de Ética em Experimentação Animal da instituição. Em seguida, prossiga a partir do passo 2.1.6.</li>
		<li>Usando um par de tesouras cirúrgicas, separe a cabeça do corpo de forma que o cérebro posterior permaneça incluído na cabeça, protegendo assim o cérebro anterior de danos acidentais.</li>
		<li>Lave a cabeça com PBS frio para remover o sangue. Transfira para uma placa de Petri de 6 cm nova contendo PBS 1× gelado. Mantenha a cabeça submersa no PBS para permitir que o sangue e detritos sejam removidos durante os passos subsequentes de dissecação.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Procedimento de dissecção para isolar o cérebro com a glândula pineal intacta
OBSERVAÇÃO: Todos os passos abaixo devem ser realizados utilizando um microscópio de dissecação. Ajuste a ampliação para pelo menos 2× (ou conforme necessário) para visualizar com clareza o cérebro e as estruturas circundantes durante toda a dissecação. Todo o processo de dissecação deve ser conduzido em PBS gelado para minimizar a degradação de RNA e proteínas. Para os passos 3.1–3.10, utilize a mão não dominante para segurar firmemente a cabeça e estabilizá-la durante todo o procedimento, conforme as instruções do passo 3.1. Os passos 3.2–3.9 devem ser realizados com a cabeça estabilizada pela mão não dominante e a mão dominante executando as habilidades motoras finas, iniciando com uma pinça #5 e, em seguida, alternando para pinça #55 ou tesoura de microdissecação conforme especificado em cada passo.&#160;
<ol>
	<li>Use uma pinça #5 na mão não dominante. Insira as duas pontas nas órbitas oculares com um movimento firme para baixo. Mantenha a pressão para baixo para fixar o cérebro no fundo da placa de Petri até a conclusão do passo 3.9.&#160; 
	NOTA: O cérebro situa-se acima das órbitas oculares e não é afetado pela inserção da pinça nas órbitas. Manter uma pressão constante para baixo estabiliza o cérebro durante toda a dissecação.&#160;</li>
	<li>Com a mão dominante, pince e remova a pele que recobre a cabeça usando uma pinça #5.&#160; 
	NOTA: Nesta fase, observa-se o condrocrânio liso cobrindo o cérebro.</li>
	<li>Remova a porção do condrocrânio que recobre o mesencéfalo e o rombencéfalo da seguinte maneira:
	<ol>
		<li>Use a pinça #5 para fazer dois cortes penetrantes no condrocrânio em ambos os lados do mesencéfalo, exatamente onde este se encontra com o telencéfalo.</li>
		<li>Deslize uma ponta da pinça #5 tangencialmente sob o condrocrânio ao longo da linha tangencial imaginária que separa o telencéfalo do mesencéfalo. Segure firmemente e rasgue o condrocrânio.</li>
		<li>Continue removendo o condrocrânio até que o mesencéfalo e o rombencéfalo fiquem expostos.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Substitua pela pinça #55. Insira uma ponta logo abaixo da borda caudal do condrocrânio que recobre o telencéfalo. Separe suavemente o condrocrânio, destacando quaisquer conexões com os tecidos vasculares e meníngeos.</li>
	<li>Usando uma tesoura de microdissecação, corte ao longo da linha média dorsal do telencéfalo em direção ao bulbo olfatório. Usando uma pinça #55 fechada, remova suavemente quaisquer aderências do condrocrânio ao cérebro. Separe as duas metades do condrocrânio que cobrem os hemisférios telencefálicos usando a pinça #5. 
	NOTA: Nesta fase, a SS é vista como uma veia vermelho-escura ao longo da margem superior do condrocrânio no cérebro, e o TS é visto ortogonalmente à SS.</li>
	<li>A glândula pineal está logo abaixo da SS. Faça um corte na extremidade rostral da SS usando uma tesoura de microdissecação.&#160;</li>
	<li>Usando uma pinça #55, remova completamente a porção dorsal do condrocrânio de cada lado para expor melhor a pineal, a SS e o TS.</li>
	<li>Faça dois cortes no TS em ambos os lados da pineal, usando uma tesoura de microdissecação. Usando uma pinça #55, solte as aderências laterais do TS.&#160;</li>
	<li>Usando uma pinça #5 fechada, desprenda suavemente a porção rostral do cérebro da base do crânio ventral. Deslize a pinça fechada sob a face ventral do cérebro, soltando-o completamente.&#160;</li>
	<li>Armazene o cérebro com a glândula pineal intacta, conforme apropriado para aplicações posteriores.</li>
</ol>
4. Passos críticos no protocolo
OBSERVAÇÃO: O sucesso deste protocolo de dissecção depende do manuseio cuidadoso dos anexos vasculares que envolvem a glândula pineal. Os seguintes pontos são fundamentais para manter a glândula pineal intacta durante todo o procedimento de dissecção:
<ol>
	<li>Estabilize a cabeça inserindo as pontas de uma pinça #5 em ambas as órbitas oculares e mantenha uma pressão firme para baixo durante todas as etapas 3.1–3.9. Isso fornece suporte estável, evitando pressão direta sobre o cérebro.</li>
	<li>Durante a remoção do condrocrânio (etapa 3.3), evite puxar ou descascar em excesso, pois isso pode resultar na separação da glândula pineal do diencéfalo dorsal.</li>
	<li>Durante a remoção das aderências meníngeas e vasculares (etapa 3.4) e ao abrir o condrocrânio telencefálico dorsal (etapa 3.5), utilize apenas as pontas da pinça #55. A penetração profunda da pinça pode danificar a glândula pineal, que se encontra imediatamente abaixo do teto telencefálico caudal.</li>
	<li>Complete a secção do seio sagital superior (etapa 3.6) e a secção bilateral do seio transverso (etapa 3.8) antes de extrair o cérebro. Esses cortes aliviam a tensão na rede venosa dorsal e evitam o cisalhamento da glândula pineal durante a remoção do cérebro.</li>
	<li>No passo 3.9, solte suavemente o cérebro usando a pinça fechada, sem perturbar a linha média dorsal. O cérebro deve se separar livremente da cavidade craniana assim que todas as aderências meníngeas e vasculares tiverem sido liberadas.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Nakahara D, Nakamura M, Iigo M, Okamura H. Bimodal circadian secretion of melatonin from the pineal gland in a living CBA mouse. Proc Natl Acad Sci U S A. 2003;100(16):9584-9.</li>
	<li>Christ E, Pfeffer M, Korf HW, von Gall C. Pineal melatonin synthesis is altered in Period1-deficient mice. Neuroscience. 2010;171(2):398-406.</li>
	<li>Rath MF. Homeobox gene-encoded transcription factors in development and mature circadian function of the rodent pineal gland. J Pineal Res. 2024;76(3):e12950.</li>
	<li>Rath MF, Rohde K, Klein DC, M&#248;ller M. Homeobox genes in the rodent pineal gland: roles in development and phenotype maintenance. Neurochem Res. 2013;38(6):1100-12.</li>
	<li>Estivill-Torr&#250;s G, Vitalis T, Fern&#225;ndez-Llebrez P, Price DJ. The transcription factor Pax6 is required for development of the diencephalic dorsal midline secretory radial glia that form the subcommissural organ. Eur J Neurosci. 2001;14(6):1011-22.</li>
	<li>Dias M, et al. Transection of the superior sagittal sinus enables bilateral access to the rodent midline brain structures. eNeuro. 2021;8(4):ENEURO.0146-21.2021.</li>
	<li>Matsunaga MM, et al. Morphologic analysis of mice&#39;s pineal gland. J Morphol Sci. 2011;28(3):157-60.</li>
	<li>Boeckmann D. Morphological investigation of the deep pineal of the rat. Cell Tissue Res. 1980;210(2):283-94.</li>
	<li>Parichha A, et al. Constitutive activation of canonical Wnt signaling disrupts choroid plexus epithelial fate. Nat Commun. 2022;13:633.</li>
	<li>Parichha A, et al. Dentate gyrus morphogenesis is regulated by &#946;-catenin function in hem-derived fimbrial glia. Development. 2022;149(21):dev200953.</li>
	<li>Sparks DL, Coyne CM, Sparks LM, Hunsaker JC 3rd. Recommended technique for brain removal to retain anatomic integrity of the pineal gland in order to determine its size in sudden infant death syndrome. J Forensic Sci. 1997;42(1):100-2.</li>
	<li>Bowyer JF, et al. A visual description of the dissection of the cerebral surface vasculature and associated meninges and the choroid plexus from rat brain. J Vis Exp. 2012;69:e4285.</li>
	<li>Calvo J, Boya J. Embryonic development of the rat pineal gland. Anat Rec. 1981;200(4):491-500.</li>
</ol>

Todos os autores declaram não haver conflitos de interesses.

Métodos padronizados de dissecção da glândula pineal foram desenvolvidos para o cérebro fetal/infantil humano, auxiliando patologistas forenses na compreensão da causa da síndrome da morte súbita infantil11. Protocolos anteriores demonstraram a remoção da glândula pineal juntamente com a vasculatura superficial, as meninges e o plexo coroide12; no entanto, métodos para reter de forma confiável uma glândula pineal intacta, anexada ao teto do diencéfalo durante as fases iniciais de seu desenvolvimento em camundongos ou outros roedores, não foram descritos.
Grande parte da literatura anatômica e metodológica clássica que descreve a pinealectomia e sua análise foi desenvolvida usando modelos de rato13, nos quais a glândula é maior e mais fácil de identificar. Em contraste, a glândula pineal do camundongo é consideravelmente menor e mais frágil, tornando-a particularmente suscetível à perda ou ao dano durante procedimentos rotineiros de extração cerebral. Alguns estudos tentaram superar esse desafio fixando o cérebro dentro da cabeça inteira. No entanto, isso introduz limitações técnicas adicionais durante o preparo do tecido para corte. Por exemplo, durante a crioproteção em sacarose a 30% após fixação em paraformaldeído a 4%, a caixa craniana pode exercer pressão sobre o tecido cerebral subjacente, resultando em compressão ou distorção das estruturas do prosencéfalo dorsal. Tais artefatos podem comprometer a morfologia cerebral e dificultar análises que dependem da organização anatômica precisa. Além disso, a fixação do tecido pode não ser adequada para todas as aplicações. Portanto, são necessários métodos que preservem a glândula pineal e mantenham sua fixação ao teto do diencéfalo sem comprometer a integridade geral do cérebro, facilitando assim estudos moleculares e do desenvolvimento da glândula pineal no camundongo.
A preservação confiável da glândula pineal em preparações cerebrais intactas é importante para diversas aplicações experimentais. Abordagens histológicas e moleculares, como imunohistoquímica e hibridização in situ, exigem a preservação da arquitetura tecidual para examinar a expressão gênica e a organização celular dentro da glândula. Mais recentemente, tecnologias emergentes, como a transcriptômica espacial e outros métodos de perfil molecular com resolução espacial, também dependem da morfologia tecidual intacta para mapear a expressão gênica em contextos anatômicos específicos. Até o momento, nenhum mapa transcriptômico espacial da glândula pineal de camundongo embrionário foi relatado. Isso pode, em parte, refletir a dificuldade técnica de preservar a glândula pineal intacta durante a dissecação cerebral convencional. Portanto, métodos que mantenham de forma confiável a integridade da glândula pineal provavelmente facilitarão a aplicação de abordagens transcriptômicas espaciais emergentes na biologia da glândula pineal. Além disso, como a glândula pineal representa uma fração muito pequena do tecido cerebral total, isolar o cérebro com a glândula pineal intacta permite um passo adicional subsequente de colher especificamente a glândula pineal, e reunir essas coletas melhoraria substancialmente o enriquecimento da representação específica da pineal em análises em massa em estudos transcriptômicos e proteômicos.
É necessário estabilizar bem a cabeça usando uma pinça #5 na mão não dominante. Isso precisa ser mantido durante todo o processo de dissecação; portanto, a mão dominante deve gerenciar a troca de instrumentos conforme necessário. Ajuste a iluminação para visualizar melhor as inserções da pineal no tecido vasculomeningeo sobrejacente, que precisa ser removido.

A glândula pineal é uma pequena estrutura neuroendócrina localizada na linha média dorsal do cérebro dos vertebrados e desempenha um papel central na regulação da fisiologia circadiana por meio da secreção rítmica de melatonina1,2. Durante a embriogênese de mamíferos, a glândula pineal origina-se da linha média dorsal do prosencéfalo em desenvolvimento. Em camundongos, o desenvolvimento da glândula pineal começa quando uma região especializada do neuroepitélio diencefálico dorsal forma o anlage pineal/recesso pineal, que posteriormente evagina para formar o divertículo pineal no dia embrionário (E) 14,53,4,5. Este divertículo está ligado ao teto do diencefalo e é visível entre as vesículas telencefálicas pareadas. À medida que o desenvolvimento progride, esse divertículo associa-se estreitamente com estruturas sobrejacentes na linha média dorsal do cérebro, em particular com o seio sagital superior (SSS) e o seio transverso (TS), canais venosos que percorrem a superfície dorsal do prosencéfalo6. A glândula pineal em desenvolvimento situa-se imediatamente abaixo da intersecção do SSS e do TS, e sua delicada ligação com o diencefalo dorsal é particularmente vulnerável quando as estruturas vasculomeningeais sobrejacentes são removidas para extrair o cérebro da cavidade craniana7. Isso torna a glândula pineal especialmente suscetível a danos, podendo ser arrancada quando a cavidade craniana é aberta para a extração do cérebro. Como resultado, a glândula pineal é frequentemente perdida durante dissecações rotineiras, o que limita a análise de sua estrutura e composição molecular em preparações intactas.
Aqui, descrevemos um protocolo passo a passo para dissecar o cérebro de camundongo preservando a glândula pineal e sua fixação ao teto do diencéfalo. O método é aplicável a estágios embrionários a partir de E16.5 até os estágios pós-natais iniciais (P7) e é adequado para estudos do desenvolvimento da glândula pineal utilizando hibridização in situ, imunohistoquímica e transcriptômica espacial. Como demonstração de aplicações posteriores, são apresentadas a hibridização in situ e a imunohistoquímica para o marcador enriquecido na pineal CRX.
A inovação principal deste método é que o estresse sobre as estruturas da linha média é minimizado ao remover cuidadosamente as ligações físicas que, de outra forma, causariam o desprendimento da glândula pineal quando o cérebro é retirado da cavidade craniana. Esta é uma melhoria em relação ao procedimento padrão.
Este método de dissecção é limitado a estágios até P7 porque a ossificação progressiva da abóbada craniana durante o desenvolvimento pós-natal inicial aumenta a rigidez do crânio e fortalece sua associação com estruturas meníngeas e vasculares. Embora diversos estudos tenham descrito procedimentos de dissecção da glândula pineal em roedores adultos8, pouquíssimos se concentraram em preservar a glândula pineal durante estágios embrionários e pós-natais iniciais, quando a glândula é particularmente frágil e suscetível a danos durante o isolamento cerebral.

<table><tbody><tr><td>Microscópio de campo claro</td><td>Olympus</td><td>IX73</td><td>Qualquer microscópio de campo claro com câmera colorida é adequado.</td></tr><tr><td>Microscópio confocal</td><td>Olympus</td><td>FV3000</td><td>Qualquer microscópio confocal ou microscópio de epifluorescência é adequado, dependendo da resolução necessária</td></tr><tr><td>Anticorpo CRX</td><td>Invitrogen</td><td>PA5-32182</td><td>Protocolo de imunomarcação descrito em Parichha et al.&lt;sup&gt;9&lt;/sup&gt;.</td></tr><tr><td>Probe CRX</td><td>Produzido sob encomenda</td><td>Produzido sob encomenda</td><td>Protocolo de hibridização in situ de Parichha et al.&lt;sup&gt;10&lt;/sup&gt;.</td></tr><tr><td>Pinceta fina&amp;nbsp;# 5</td><td>F.S.T</td><td>11251-23</td><td>Pode ser substituída por ferramentas semelhantes de qualquer empresa.</td></tr><tr><td>Pinceta fina&amp;nbsp;# 55</td><td>F.S.T</td><td>11255-20</td><td>Pode ser substituída por ferramentas semelhantes de qualquer empresa.</td></tr><tr><td>PBS, pH 7,4</td><td>Gibco</td><td>10010023</td><td>Pode ser substituído por itens semelhantes de qualquer empresa.</td></tr><tr><td>Placa de Petri</td><td>Corning</td><td>CLS351029</td><td>Pode ser substituída por itens semelhantes de qualquer empresa.</td></tr><tr><td>RNaseZap</td><td>Invitrogen</td><td>AM9782</td><td>A solução de descontaminação RNaseZap é uma solução para descontaminação de superfícies que destrói as RNases ao entrar em contato&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Tesoura de mola (tesoura para microdissecção)</td><td>F.S.T</td><td>15020-15</td><td>Pode ser substituída por ferramentas semelhantes de qualquer empresa.</td></tr><tr><td>Microscópio estereoscópico com zoom</td><td>Nikon</td><td>SMZ745</td><td>Qualquer microscópio de dissecação é adequado</td></tr></tbody></table>

preservação da glândula pineal em preparações de cérebro de camundongo perinatais

Preserving the Pineal Gland in Perinatal Mouse Brain Preparations

A glândula pineal, uma estrutura neuroendócrina que secreta melatonina, forma-se a partir de uma anlage na linha média dorsal do prosencéfalo embrionário. No dia embrionário (E) 14,5 no camundongo, observa-se um divertículo pineal protrudindo do teto do diencéfalo entre as vesículas telencefálicas pareadas. Este divertículo está em estreito contato com o tecido cartilaginoso, meníngeo e vascular subjacente. É facilmente perdido quando a abóbada craniana é aberta para extrair o cérebro em estágios embrionários tardios ou pós-natais iniciais. Apesar do seu importante papel neuroendócrino, o desenvolvimento inicial da glândula pineal e os mecanismos de sinalização que regulam esse processo permanecem pouco compreendidos, em parte devido à dificuldade de preservar esta estrutura intacta durante as fases embrionárias do desenvolvimento cerebral do camundongo.
Este artigo apresenta um procedimento inovador de dissecção que preserva a glândula pineal mantendo sua integridade estrutural e sua ligação com o teto do diencéfalo durante o isolamento do cérebro desde estágios embrionários até o dia pós-natal (P) 7. O procedimento é demonstrado utilizando um cérebro de camundongo E18,5 e, portanto, é adequado para aplicações posteriores que exigem a preservação da arquitetura tecidual, incluindo hibridização in situ, imunohistoquímica e transcriptômica espacial. O protocolo também pode ser usado para isolar a glândula pineal em desenvolvimento, melhorando assim a representação específica da pineal em análises transcriptômicas e proteômicas, o que seria desafiador devido ao seu pequeno tamanho.

Este protocolo de dissecção permite o isolamento consistente de cérebros de camundongos embriônicos e pós-natais precoces de E16,5 a P7, com a glândula pineal preservada em sua posição anatômica nativa (Figura 1).
A remoção escalonada do crânio cartilaginoso, combinada com a cuidadosa liberação das aderências meníngeas e vasculares, evita tensões de cisalhamento acidentais na glândula pineal. Além disso, o corte controlado do seio sagital superior (SSS) em sua extremidade rostral, juntamente com cortes bilaterais no seio transverso (TS), libera efetivamente a tensão na rede vascular dorsal. Isso protege a glândula pineal de ser arrancada durante a extração subsequente do cérebro. Como resultado, a glândula pineal permanece íntegra e aderida à linha média do diencéfalo após o isolamento do cérebro da abóbada craniana (Figura 2A).
Para testar a integridade da glândula pineal preservada e sua adequação para aplicações posteriores, realizou-se hibridização in situ para o marcador da glândula pineal Crx e imunohistoquímica para a proteína CRX9,10 (Figura 2B–D). Isso confirmou a identidade e a integridade estrutural da glândula pineal.
O protocolo de dissecção foi validado em múltiplos estágios de desenvolvimento, e a glândula pineal foi preservada intacta na grande maioria dos ensaios: E16,5 (N = 10), E18,5 (N = 15), P0 (N = 10) e P7 (N = 6). Isso demonstra que o método é robusto e altamente reprodutível para a preservação da glândula pineal durante o isolamento do cérebro embrionário e pós-natal precoce (Figura 2E).
<img alt="Diagrama da técnica de microdissecção: processo de remoção do condrocrânio usando pinça e tesoura." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/71934/71934fig1v2.jpg" data-altupdatedat="1789444946000" data-alt="Figura 1"> 
Figura 1: Quadros do vídeo mostrando o procedimento passo a passo para o isolamento do cérebro de camundongo E18.5, mantendo a glândula pineal intacta. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/71934/71934fig1largev2.jpg" target="_blank">Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Anatomia do cérebro de camundongo E18.5; fixação da glândula pineal, diagrama de seção coronal, expressão de Crx, DAPI/CRX." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/71934/71934fig2.jpg" data-altupdatedat="1789444946000" data-alt="Figure 2"> 
Figura 2: Resultados representativos. (A) Exemplos representativos de dois cérebros de camundongo E18.5 nos quais a glândula pineal se destacou durante o procedimento padrão de dissecação (esquerda), comparados com um cérebro em que a glândula pineal permanece intacta utilizando o método descrito (direita). (B) Ilustração esquemática de uma seção coronal E18.5 mostrando a glândula pineal em rosa. (C) Hibridização in situ para Crx em E16.5 e E18.5, demonstrando expressão específica da glândula pineal. (D) Imunomarcação para CRX em E18.5. (E) Gráfico de barras mostrando as taxas de sucesso (cérebro isolado com pineal intacta) e falha (pineal danificada ou perdida) do protocolo nas fases de desenvolvimento embrionário (E16.5 e E18.5) e pós-natal (P0 e P7). Barras de escala: 100 µm. N = 6 réplicas biológicas para A, C e D. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/71934/71934fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.</a>

Aqui apresentamos um protocolo de dissecação que preserva a glândula pineal, a qual é frequentemente perdida quando o cérebro é removido da cavidade craniana. Este protocolo garante a retenção da glândula pineal em preparações de cérebro de camundongos embrionários e pós-natais iniciais para aplicações posteriores, incluindo imunohistoquímica, hibridização in situ e transcriptômica espacial.

Preservação da Glândula Pineal em Preparações de Cérebro de Camundongo Perinatais

A glândula pineal, uma estrutura neuroendócrina que secreta melatonina, forma-se a partir de um anlage na linha média dorsal do prosencéfalo embrionário. No estágio embrionário...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Neural mitose de células progenitoras é um parâmetro crítico da neurogénese. Muito do nosso entendimento da mitose progenitor neural é baseado na análise de tecido fixo. Imagens ao vivo em fatias de cérebro de embriões é uma técnica versátil para avaliar a mitose com resolução temporal e espacial de alta em um ambiente controlado.

Imagens ao vivo da mitose no desenvolvimento Cortex embrionárias de camundongos

O mouse do bulbo olfativo acessório (AOB) tem sido difícil de estudar, no contexto da codificação sensorial. Aqui, nós demonstramos uma dissecação que produz uma preparação ex vivo em que os neurônios AOB permanecem funcionalmente ligados às suas entradas periféricas, facilitando a investigação sobre o processamento de informações de feromônios e cairomônios rato.

Ex vivo preparações da Intacta Vomeronasal Órgão e acessórios bulbo olfatório

Aqui demonstramos uma técnica para transdução neuronal generalizada por injeção intraventricular de vírus adeno-associado no cérebro de camundongo neonatal.  Este método fornece uma maneira rápida e fácil de obter a expressão vitalícia de transgenes entregues por vírus.

Injection Viral intracerebroventricular do Neonatal do rato do cérebro para a transdução neuronal persistente e generalizada

Capitalizando uma estratégia genética binária, fornecemos um protocolo detalhado para rastreamento de circuitos neurais em camundongos que expressam traçadores transsinápticos complementares após a recombinação mediada por Cre. Como a produção de traçadores específicos da célula é codificada geneticamente, nossa abordagem experimental é adequada para estudar a formação e maturação de circuitos neurais durante o desenvolvimento do cérebro embrionário murino em uma única resolução celular.

Condicional Genetic transsináptica Tracing no Embryonic do cérebro do rato

Descrevemos um protocolo que permite a purificação do compartimento vascular do cérebro do camundongo. Os vasos cerebrais isolados incluem células endoteliais ligadas por junções apertadas e cercadas por uma lâmina basal contínua, pericitos, células musculares lisas vasculares, bem como membranas astrogliais perivasculares.

Purificação de embarcações do cérebro do rato

As projeções supraespinhais são importantes para a percepção da dor e outros comportamentos, e as fibras serotoninérgicas são um desses sistemas de fibras. O presente estudo teve como foco a aplicação do protocolo combinado CLARITY/CUBIC à medula espinhal de camundongos, a fim de investigar a terminação dessas fibras serotoninérgicas.

Imagiologia Fibras Serotoninérgicos na medula espinhal mouse usando o CLARIDADE / Técnica CUBIC

Este protocolo descreve a estabilização do nível de oxigênio em um pequeno volume de tampão reciclado e aspectos metodológicos da plasticidade sináptica dependente de atividade de gravação em fatias hippocampal agudas submersas.

Gravação de plasticidade sináptica em fatias Hippocampal agudas, mantidas em um pequeno volume reciclagem - perfusão- e sistema de câmara de submersão-tipo

Neste artigo, discutimos três cérebro as preparações para a gravação de grampo celular patch para estudar o circuito retinotectal de girinos de Xenopus laevis . Cada preparação, com suas próprias vantagens específicas, contribui para a rastreabilidade experimental da larva Xenopus como um modelo para estudar a função do circuito neural.

Preparações e protocolos para toda célula Patch Clamp gravação de neurônios Tectal Xenopus laevis

Aqui descrevemos um procedimento para tecido limpando, etiquetando fluorescente e imagens em grande escala do tecido de cérebro de rato que, desse modo, permite a visualização da organização tridimensional de tipos de células no neocórtex.

Imagem tridimensional em grande escala de organização celular no neocórtex Mouse

O locus coeruleus é um pequeno aglomerado de neurônios envolvidos em uma variedade de processos fisiológicos. Aqui, descrevemos um protocolo para preparar seções de cérebro de rato para estudos de proteínas e metais neste núcleo.

Localização do Locus Coeruleus no cérebro do rato

Tata Institute of Fundamental Research.  Here we present a dissection protocol that preserves the pineal gland, which is often lost when the brain is removed from the cranial vault. This protocol ensures retention of the pineal gland in embryonic and early postnatal mouse brain preparations for downstream applications, including immunohistochemistry, in situ hybridization, and spatial transcriptomics.

Preservação da Glândula Pineal em Preparações de Cérebro de Camundongo Perinatais

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