Name: Uma Plataforma para a Cultura Contínua de Células Endoteliais Sob Condições de Fluxo Fisiológico em Microgravidade Simulada (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-09-11T13:40:00.000+00:00
Duration: 8 min 23 s
Description: Descubra uma plataforma microfisiológica para cultura contínua de células endoteliais sob fluxo fisiológico em microgravidade simulada. O sistema utiliza uma armadilha de bolhas independente de orientação para remover ar de forma confiável em circuitos microfluídicos fechados.

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Este trabalho foi apoiado pela concessão NASA Space Biology nº 80NSSC21K0272.

1. Eletrônica do sistema
<ol>
	<li>Conecte o driver da bomba ao microcontrolador nos soquetes designados marcados como “mp-Highdriver4.”&#160;</li>
	<li>Conecte um cabo da bomba ao local designado no lado do driver da bomba marcado como “CH1 CH2.”&#160;</li>
	<li>Conecte uma microbomba a uma das portas do cabo da bomba. Certifique-se de que a porta de conexão branca seja suavemente puxada para longe dos fios coloridos para inserir completamente a microbomba. Após a microbomba ser totalmente inserida na porta de conexão, empurre suavemente a porta de conexão branca de volta em direção aos fios coloridos para fixar a microbomba no lugar.</li>
	<li>Utilize um cabo macro-para-mini-USB para conectar a placa Nano&#160;a um computador que tenha o aplicativo do microcontrolador instalado.</li>
	<li>Fixe dois conectores roscados com bico em ambas as extremidades de um sensor de fluxo de líquido. Utilize o sensor de fluxo de líquido para monitorar e registrar os dados da taxa de fluxo do líquido. O sistema montado é mostrado na Figura 1. 
	NOTA: Todos os componentes da Seção 1 precisam ser substituídos apenas quando necessário, por exemplo, quando estiverem danificados ou quando o desempenho começar a degradar.</li>
</ol>
2. Conexões de fluidos do sistema
<ol>
	<li>Preencha a cavidade do coletor de bolhas independente de orientação com o fluido de trabalho experimental até aproximadamente 80% da capacidade máxima durante o escorvamento. 
	NOTA: Esse nível de preenchimento permite taxas mais altas de retenção de bolhas, mantendo ainda as portas de entrada e saída submersas no fluido de trabalho. O coletor de bolhas independente de orientação possui duas portas laterais próximas ao seu centroide que servem como conexões diretas ao sistema de fluxo em circuito fechado, e uma porta superior compatível com Luer que permite o preenchimento adicional da cavidade quando aberta. Antes do início do experimento, é fundamental que a porta superior do coletor de bolhas independente de orientação seja completamente selada usando uma combinação de fita de teflon e um tampão Luer para garantir um sistema totalmente fechado.</li>
	<li>Corte quatro comprimentos de tubo de PVC de 10 cm (1,59 mm de diâmetro interno × 3,18 mm de diâmetro externo) para conectar todos os componentes do circuito de fluxo.&#160;</li>
	<li>Conecte um dos pedaços de tubo de PVC à saída da microbomba (a marca de seta indica a direção do fluxo da entrada para a saída). Use um espaçador redondo de náilon preto de 3 mm (3,2 mm de diâmetro interno) ao redor do tubo de PVC para fixar completamente o tubo à microbomba. Conecte a outra extremidade do tubo de PVC a uma das portas laterais do coletor de bolhas independente de orientação.&#160;</li>
	<li>Use o segundo pedaço&#160;de tubo de PVC para conectar a outra porta lateral do coletor de bolhas independente de orientação ao adaptador de entrada do sensor de fluxo de líquido (a marca de seta indica a direção do fluxo da entrada para a saída).&#160;</li>
	<li>Use o terceiro pedaço de tubo de PVC para conectar o adaptador de saída do sensor de fluxo de líquido (ou seja, o lado para onde a seta aponta) a um conector Luer em cotovelo.&#160;</li>
	<li>Conecte o último pedaço de tubo de PVC à entrada da mesma microbomba (a marca de seta indica a direção do fluxo da entrada para a saída). Use um espaçador redondo de náilon preto de 3 mm (3,2 mm de diâmetro interno) ao redor do tubo de PVC para fixar completamente o tubo à microbomba. Conecte a outra extremidade do tubo de PVC a um conector Luer em cotovelo. 
	NOTA: Todos os tubos devem ser substituídos entre cada experimento.</li>
</ol>
3. Preparação Experimental e Esterilização do Sistema
<ol>
	<li>Prepare uma cabine de segurança biológica para o processo de esterilização, garantindo esterilidade e segurança completas para o cultivo celular.&#160;</li>
	<li>Prepare um tubo cônico autoportante de 50 mL com etanol a 70% e um tubo cônico autoportante de 50 mL com água estéril para cultivo celular.</li>
	<li>Coloque o microcontrolador em um saco plástico pequeno, mas deixe o Cabo da Bomba e a microbomba saírem do saco. Use um prendedor plástico para selar o saco plástico e proteger os componentes eletrônicos.&#160;</li>
	<li>Utilize um frasco com spray de etanol a 70% e toalhas de papel para esterilizar a parte externa de todos os componentes do circuito de fluxo e de todos os materiais experimentais diversos. NÃO utilize o spray de etanol a 70% em quaisquer conectores elétricos. Coloque cada componente e material na cabine de segurança biológica imediatamente após ser limpo com etanol a 70%.&#160;</li>
	<li>Conecte uma estação de computador móvel ao microcontrolador usando um cabo USB macro-para-mini e abra o aplicativo do microcontrolador no computador para ajustar a frequência e a tensão das duas microbombas para 100 Hz e 240 V, respectivamente. Mantenha a microbomba&#160;desligada.</li>
	<li>Submerja o conector Luer em cotovelo conectado à microbomba diretamente em um tubo cônico autoportante de 50 mL contendo etanol a 70%. Conecte uma seringa de 12 mL com um acoplador Luer fêmea-fêmea ao outro conector Luer em cotovelo no mesmo circuito de fluxo.&#160;</li>
	<li>Aperte manualmente o trecho do tubo de PVC que conecta a microbomba ao conector Luer em cotovelo e certifique-se de que a porta superior do separador de bolhas independente de orientação esteja vedada com fita de teflon e&#160;um tampão Luer. Use a outra mão para puxar a seringa de 12 mL aproximadamente 5 mL, criando um vácuo suficiente em todo o sistema.&#160;</li>
	<li>Ligue a microbomba e solte o prendedor do passo anterior. Deixe 5 mL de etanol a 70% passarem pela seringa para garantir a esterilização completa do sistema.&#160;</li>
	<li>Abra a porta superior do separador de bolhas independente de orientação para permitir que ele se encha com etanol a 70%. Quando o separador de bolhas independente de orientação atingir aproximadamente 80% da capacidade com etanol a 70%, desligue a bomba e feche completamente a porta superior com fita de teflon e um tampão Luer. Agite suavemente o separador de bolhas independente de orientação para garantir que seu interior esteja completamente esterilizado.&#160;</li>
	<li>Remova o conector Luer em cotovelo do tubo cônico com etanol a 70% e ligue a microbomba para esvaziar o sistema. Assim que todo o etanol a 70% for aspirado para dentro da seringa de 12 mL, desconecte o separador de bolhas independente de orientação do sistema, remova o tampão Luer e esvazie o separador de bolhas diretamente em um recipiente de resíduos para remover o etanol a 70%.&#160;</li>
	<li>Repita os passos 3.6–3.10 usando o tubo cônico autoportante de 50 mL&#160;com água estéril para cultivo celular em vez de etanol a 70% e permita que 15 mL de água estéril para cultivo celular passem por cada circuito de fluxo.</li>
</ol>
4. Preparação do sistema e integração do canal microfluídico para células
<ol>
	<li>Após a esterilização estar completa, mantenha o sistema dentro da cabine de segurança biológica para o escorvamento a vácuo com o fluido de trabalho.&#160;</li>
	<li>Submerja o conector Luer em cotovelo conectado à microbomba diretamente em um recipiente plástico (dimensões aproximadas de 80 mm × 50 mm × 25 mm) contendo 30 mL de meio de cultura celular. Conecte a seringa de 12 mL ao outro conector Luer em cotovelo no mesmo circuito de fluxo, utilizando um acoplador Luer fêmea-fêmea.&#160;</li>
	<li>Use o indicador e o polegar da mão esquerda para prender o trecho de PVC Tygon que conecta a microbomba ao conector Luer em cotovelo, e use a mão direita para puxar a seringa de 12 mL aproximadamente 5 mL, criando um vácuo suficiente em todo o sistema. Certifique-se de que a porta superior do coletor de bolhas independente de orientação esteja vedada com fita de teflon e&#160;um tampão Luer.&#160;</li>
	<li>Ligue a microbomba e solte o prendedor do passo anterior. Deixe passar 5 mL de meio de cultura celular até a seringa para garantir o escorvamento completo do sistema.</li>
	<li>Abra a porta superior do coletor de bolhas independente de orientação para permitir que ele se encha com meio de cultura celular. Quando o coletor de bolhas independente de orientação atingir aproximadamente 80% da capacidade com meio de cultura, desligue a bomba e vede completamente a porta superior com fita de teflon e um tampão Luer.</li>
	<li>Coloque o canal microfluídico com células cultivadas diretamente no recipiente plástico de 80 mm × 50 mm × 25 mm e posicione a barra magnética de agitação no centro do microcanal com células cultivadas para impedir que flutue. Encha o recipiente plástico com meio de cultura adicional até que toda a lâmina esteja completamente submersa. 
	NOTA: As células endoteliais foram cultivadas em ibidi µ-Slide VI0.4 até 80% de confluência utilizando protocolos padrão antes da integração no circuito de fluxo16.</li>
	<li>Mantendo os conectores Luer em cotovelo de um circuito de fluxo submersos no meio de cultura celular, ligue a microbomba para esse circuito de fluxo. Conecte cuidadosamente os conectores Luer em cotovelo a um dos microcanais e certifique-se de que nenhuma bolha de ar se forme nos pontos de conexão. Após concluir isso, desligue a microbomba.</li>
</ol>
5.&#160;Invólucro para microcontrolador e microbombas (Opcional)
<ol>
	<li>Utilize dois parafusos M3 × 8 de aço inoxidável, duas arruelas M3 de aço inoxidável e duas porcas M3 de aço inoxidável para fixar o suporte transversal personalizado à placa de montagem inferior personalizada.&#160;</li>
	<li>Utilize quatro parafusos M3 × 12 de aço inoxidável, quatro arruelas M3 de aço inoxidável e quatro porcas M3 de aço inoxidável para fixar a base do invólucro de policarbonato à placa de montagem inferior personalizada. Utilize oito arruelas de náilon M3 (duas em cada parafuso M3 × 12) para deixar um pequeno espaço entre a base do invólucro e a placa de montagem inferior.&#160;</li>
	<li>Utilize quatro parafusos M3, quatro espaçadores hexagonais de náilon macho-fêmea e quatro porcas M3 de aço inoxidável para fixar o microcontrolador à placa de montagem interna acrílica personalizada. Posicione os espaçadores hexagonais de náilon entre a base do microcontrolador e a placa de montagem acrílica.&#160;&#160;</li>
	<li>Utilize dois parafusos M3 × 8 de aço inoxidável, duas arruelas M3 de aço inoxidável e duas porcas M3 de aço inoxidável para fixar o suporte personalizado da microbomba ao topo da placa de montagem interna acrílica.&#160;</li>
	<li>Coloque as microbombas no suporte personalizado de microbombas de modo que a seta nas microbombas aponte em direção ao driver da bomba.&#160;</li>
	<li>Utilize quatro parafusos cabeça chata M3 × 8 de aço inoxidável e quatro arruelas M3 de aço inoxidável para fixar a placa de montagem interna acrílica ao interior do invólucro de policarbonato.&#160;</li>
	<li>Insira quatro buchas de borracha em um lado do invólucro de policarbonato que possui quatro furos consecutivos. Repita para o lado oposto com quatro furos consecutivos.&#160;</li>
	<li>Utilize uma etiquetadora para numerar as buchas de 1 a 4 da esquerda para a direita em ambos os lados do invólucro de policarbonato.</li>
	<li>Prenda dois anéis em forma de O na parte roscada do cabo mini-USB macho-fêmea. Após isso, insira a extremidade fêmea do cabo mini-USB macho-fêmea através do furo no invólucro de policarbonato no mesmo lado das setas das microbombas. Fixe o lado fêmea do cabo mini-USB macho-fêmea prendendo outro anel em forma de O ao redor da parte roscada na parte externa do invólucro de policarbonato.&#160;</li>
	<li>Selar o furo restante no lado do invólucro de policarbonato com fita multiuso. O sistema montado é mostrado na Figura 2.&#160;</li>
</ol>
6. Placa de montagem do convés superior (Opcional)
<ol>
	<li>Utilize quatro parafusos M2 × 8 em aço inoxidável e quatro porcas M2 em aço inoxidável para fixar dois grampos de montagem do sensor de fluxo à placa de montagem superior acrílica personalizada.&#160;</li>
	<li>Utilize quatro parafusos M3 × 12 em aço inoxidável e quatro porcas M3 em aço inoxidável para fixar dois suportes personalizados para o separador de bolhas independente de orientação à placa de montagem superior acrílica personalizada.&#160;</li>
	<li>Utilize alicate para cortar uma haste roscada M4 em aço em quatro pedaços com aproximadamente 110 mm de comprimento. Utilize essas quatro peças como colunas verticais para fixar a placa de montagem superior acima do invólucro de policarbonato.&#160;</li>
	<li>Utilize tesoura para cortar quatro pedaços de tubo de poliuretano com 40 mm de comprimento (6,35 mm de diâmetro externo). Passe as hastes roscadas M4 em aço por esses trechos de tubo para garantir folga suficiente entre a placa de montagem superior e a tampa do invólucro de policarbonato.&#160;</li>
	<li>Com os suportes personalizados para o separador de bolhas independente de orientação e os grampos de montagem voltados para cima, passe uma das quatro hastes roscadas M4 pela metade de cada canto da placa de montagem superior acrílica personalizada. Na extremidade superior de cada haste roscada, fixe uma porca borboleta M4, uma porca M4 e uma arruela.&#160;</li>
	<li>Passe cada haste roscada M4 por um espaçador redondo preto em nylon de 6 mm (3,2 mm de diâmetro interno) e por um trecho de 40 mm de comprimento de tubo de poliuretano. Finalmente, fixe uma porca borboleta M4 na extremidade inferior de cada haste roscada M4. Organize os componentes na seguinte ordem: porca borboleta M4 em aço, porca M4 em aço inoxidável, arruela M4 em aço inoxidável, placa de montagem superior, espaçador redondo preto em nylon, tubo de poliuretano e outra porca borboleta M4 em aço.&#160;</li>
	<li>Utilize fita multiuso para colar dois retângulos acrílicos de 75 mm de comprimento × 25 mm de largura um ao outro, face a face, de modo que os comprimentos das placas acrílicas fiquem paralelos entre si.&#160;</li>
	<li>Utilize tesoura para cortar um trecho de 75 mm de fita dupla face de espuma (25 mm de largura × 1,6 mm de espessura). Cole um lado do trecho de 75 mm da fita dupla face de espuma ao retângulo acrílico de 75 mm de comprimento × 25 mm de largura, de modo que o comprimento da fita de espuma e o comprimento do retângulo acrílico fiquem paralelos entre si.&#160;</li>
	<li>Utilize este retângulo acrílico com fita de espuma como uma almofada que repousa sobre os conectores Luer em cotovelo da microplaca para impedir que se soltem durante experimentos de microgravidade simulada. Mantenha a almofada de retângulo acrílico com fita de espuma e a microplaca juntos com um suporte personalizado para microplaca.</li>
</ol>
7. Montagem na máquina de posicionamento aleatório (RPM)
<ol>
	<li>Use fita adesiva de espuma dupla face para fixar todos os componentes do sistema de fluxo na placa de montagem do RPM. Evite colar diretamente sob os microcanais de cultura celular para permitir a troca gasosa celular durante o experimento. Certifique-se de que a microplaca esteja fixada no centro da placa de montagem, de modo que permaneça sobre os eixos de rotação do RPM durante o experimento.&#160;</li>
	<li>Insira a placa de montagem na ranhura mais alta do quadro em U do RPM e fixe a placa ao quadro em U do RPM utilizando o parafuso e a arruela fornecidos com o RPM.&#160;</li>
	<li>Use um conector DB15 com breakout previamente ligado corretamente para conectar diretamente a estação de computador ao RPM, que então será conectado ao microcontrolador e aos sensores de fluxo de líquido por meio de um segundo conector DB15 com breakout previamente ligado.&#160; 
	NOTA: O anel coletores do RPM conecta os dois conectores DB15, vinculando efetivamente a estação de computador ao microcontrolador e ao sensor de fluxo.</li>
	<li>Conecte os cabos de energia do microcontrolador e do sensor de fluxo e prenda os trechos soltos dos cabos com braçadeiras plásticas. Os cabos devem ser firmemente fixados, mas certifique-se de que as conexões elétricas não fiquem sob tensão. O sistema montado é mostrado na Figura 3.&#160;</li>
</ol>
8. Coleta de dados de fluxo
<ol>
	<li>Abra o software do sensor de fluxo na estação de computador para monitorar a taxa de fluxo.&#160;</li>
	<li>Utilize o aplicativo de computador do microcontrolador para ajustar a voltagem da bomba até que o sensor de fluxo indique a taxa de fluxo desejada.</li>
	<li>Uma vez definida a taxa de fluxo, comece a registrar os dados de fluxo por 24 h.</li>
</ol>

<ol>
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</ol>

A armadilha de bolhas omnidirecional é protegida pelo pedido de patente US 18634723. Não há interesses concorrentes adicionais.

Foi desenvolvido um sistema microfluídico de circuito fechado e independente de orientação, capaz de operar na ausência de gravidade, demonstrando ser viável para o cultivo de células endoteliais sob condições fisiológicas de fluxo. Os componentes principais do sistema são um microcontrolador, uma microbomba, um sensor de fluxo de líquido, uma microplaca para cultivo celular e uma armadilha de bolhas personalizada, fabricada por impressão 3D e independente de orientação.
As armadilhas de bolha...

Atualmente, é bem estabelecido, por meio de mecanismos em investigação, que forças mecânicas desempenham um papel crítico na função celular e na manutenção do delicado equilíbrio entre saúde e doença1. De todos os estresses ambientais, a força gravitacional é única e é corretamente considerada um vetor constante e intransigente na grande maioria das ciências biomédicas. No entanto, o voo espacial apresenta um ambiente de microgravidade único, no qual o comportamento dos organismos pode diferir daquele observado na Terra. Experimentos em voo espacial envolvendo animais e seres humanos mostram alterações significativas na fisiologia, destacando o papel da gravidade na homeostase celular e organizacional2.
Recentemente, a NASA e outras agências privadas demonstraram grande interesse em desenvolver chips de tecidos (ou órgãos-em-chips) para utilização em missões espaciais.3. Os chips de tecido são projetados para imitar o in vivo arquitetura, permitindo modelar, com alta fidelidade, o impacto fisiológico e mecanicista da microgravidade e da radiação espacial4Ao utilizar células derivadas de doadores, os chips de tecido também podem ser usados para investigar a sensibilidade do astronauta à microgravidade e à radiação espacial e desenvolver contramedidas preventivas.5. Nos últimos cinco anos, vários sistemas orgânicos, incluindo cérebro, fígado, intestino, vasos sanguíneos, coração, rim e pulmões, foram modelados utilizando chips de tecido e lançados a bordo da ISS6. in vivo, os órgãos são perfundidos pela vasculatura em graus variados, o que determina sua fisiologia – por exemplo, o fígado é altamente vascularizado, enquanto a cartilagem é muito menos vascularizada. Portanto, para recapitular com precisão a função orgânica in vitro, uma consideração importante no desenvolvimento de sistemas de órgãos-em-uma-placa é a incorporação de fluxo de fluido em tecidos e células.
A microfluídica tem sido usada para perfundir células e tecidos em sistemas de órgão-em-um-chip7,8. Níveis apropriados de fluxo de fluido não apenas sustentam o transporte de nutrientes para dentro do sistema e a remoção de produtos residuais, mas também mantêm a tensão de cisalhamento fisiológica experimentada pelas células. No entanto, em dimensões pequenas, bolhas representam um desafio persistente nas fronteiras de fase, levando a medições imprecisas, danos e obstruções9. Para mitigar esse problema, armadilhas de bolhas com designs ativos (por exemplo, desgaseificação a vácuo ou campos externos, como acústicos ou térmicos) e passivos (por exemplo, uma membrana semipermeável que depende de propriedades superficiais) têm sido utilizadas10,11. No entanto, esses designs de desaeradores microfluídicos aumentam a complexidade da fabricação do dispositivo, comprometem a integridade da amostra e levam a entupimentos e rupturas da barreira. Os problemas são agravados no espaço, onde a nucleação e a formação de bolhas são muito mais acentuadas, e as estratégias de mitigação de bolhas eficazes na Terra tornam-se amplamente ineficazes12. Análogos terrestres de microgravidade podem ser gerados usando dispositivos como um vaso de parede rotatória (RWV) ou uma máquina de posicionamento aleatório (RPM)13,14. De interesse, na RPM, o vetor gravitacional é continuamente reorientado, anulando quase completamente o estímulo gravitacional líquido médio no tempo sobre a amostra. Recentemente, relatamos o design, a fabricação e a aplicação de uma armadilha de bolhas independente de orientação para cultura com perfusão de células endoteliais sob microgravidade simulada usando uma RPM15. Neste artigo, descrevemos a montagem e operação passo a passo de um sistema de perfusão em circuito fechado utilizando a armadilha de bolhas independente de orientação e demonstramos sua aplicabilidade para a cultura de células endoteliais da veia umbilical humana como modelo para cultura celular contínua em microgravidade simulada.
O sistema de circuito fechado é composto por um microcontrolador com um driver de motor para operação da microbomba controlada por frequência e tensão, um sensor de fluxo de líquido, um captador de bolhas15 e um canal microfluídico contendo células endoteliais aderentes. Os componentes específicos são detalhados na Tabela de Materiais. Os protocolos a seguir descrevem a montagem da eletrônica do sistema (Etapa 1), a montagem da parte fluídica (Etapa 2), a esterilização e escorvamento (Etapas 3 e 4), a integração do cultivo celular microfluídico (Etapa 4), a montagem das microbombas e do controlador (Etapa 5) e a montagem de todo o sistema em uma caixa de proteção (Etapa 6). O sistema de fluxo de circuito fechado foi montado sobre o RPM para simular microgravidade utilizando uma caixa personalizada (Etapa 7).

<table><tbody><tr><td>Etanol 100%</td><td>Fisher Scientific</td><td>A4094&amp;nbsp;</td><td>Utilizado para preparar uma solução de etanol 70% para esterilização do sistema (quantidade mínima necessária: 35 mL)</td></tr><tr><td>Espaçador redondo preto de nylon, 6 mm, diâmetro externo de 7 mm, diâmetro interno de 3,2 mm</td><td>Exqutoo</td><td>ZH-0050</td><td>Fixa o suporte superior à caixa (quantidade mínima necessária: 4)</td></tr><tr><td>Placa de acrílico, 75 mm de comprimento × 25 mm de largura</td><td>Polymersan</td><td>ACRCS</td><td>Fixa os adaptadores Luer em cotovelo à lâmina de microcanal (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Cabo USB 2.0 macho A para mini-B</td><td>Ugreen Group Limited</td><td>10355</td><td>Para conectar o computador ao microcontrolador (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Trampa de bolhas</td><td>(Personalizado)</td><td></td><td>Para impedir a passagem de bolhas para a lâmina de microcanal (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Suporte para trampa de bolhas</td><td>Personalizado</td><td></td><td>Suporte impresso em 3D para manter a trampa de bolhas no lugar (quantidade mínima necessária: 2)</td></tr><tr><td>Água para cultura celular</td><td>Fisher Scientific</td><td>MT25055CI</td><td>Utilizada para remover todos os vestígios de etanol após a esterilização (quantidade mínima necessária: 30 mL)</td></tr><tr><td>Suporte para controlador, bomba e caixa (suporte interno)</td><td>Personalizado</td><td></td><td>Placa de montagem interna na caixa (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Suporte para barra transversal</td><td>Personalizado</td><td></td><td>Barra transversal fixada à placa de montagem da caixa (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Conectores macho e fêmea DB15 com breakout</td><td>ANMBEST</td><td>ANMBEST_MDDB15</td><td>Para conectar o computador à máquina de posicionamento aleatório e, em seguida, ao microcontrolador (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Conector Luer em cotovelo com extremidade macho para barba</td><td>ibidi</td><td>10802</td><td>Conecta a lâmina de microcanal ao circuito de fluxo (quantidade mínima necessária: 2)</td></tr><tr><td>Fita dupla face de espuma</td><td>3M</td><td>4026</td><td>Para compressão dos adaptadores Luer em cotovelo na lâmina de microcanal (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Caixa (60 mm × 140 mm × 140 mm)</td><td>Hammond</td><td>1554Q2GYCL</td><td>Aloja o microcontrolador e as microbombas (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Suporte para caixa (suporte inferior)</td><td>Personalizado</td><td></td><td>Placa de montagem sob a caixa (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Conector Luer fêmea-fêmea</td><td>Boao</td><td>Boao-Syringes-WAD2354</td><td>Utilizado para conectar a seringa ao conector Luer em cotovelo para escorva do meio de cultura celular (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Meio de cultura celular Gibco RPMI 1640</td><td>Thermo Fisher</td><td>11875093</td><td>Utilizado para cultivar as células endoteliais (quantidade mínima necessária: 50 mL)</td></tr><tr><td>Passa-cabos, diâmetro do orifício de 9/16", espessura de 1/8", diâmetro interno de 1/8"</td><td>McMaster-Carr</td><td>9307K863</td><td>Para passagem de tubos para dentro e para fora da caixa (quantidade mínima necessária: 8)</td></tr><tr><td>Conector adaptador IDEX P-646, barba 1/16" para 1/4-28</td><td>IDEX</td><td>P-646</td><td>Conecta o sensor de fluxo ao circuito de fluxo (quantidade mínima necessária: 2)</td></tr><tr><td>Sensor de fluxo de líquido</td><td>Sensirion</td><td>SLF3-1300F</td><td>Para coleta de dados de fluxo (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Grampo de montagem para sensor de fluxo de líquido</td><td>Sensirion</td><td>SLF3x Mounting Clamp</td><td>Suporte SLF3x (quantidade mínima necessária: 2)</td></tr><tr><td>Seringa com conexão Luer lock (12 mL)</td><td>McKesson</td><td>414624</td><td>Para escorva a vácuo (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Tampão Luer</td><td>Cole-Parmer</td><td>UX-50110-33</td><td>Para vedar as trampas de bolhas independentes de orientação (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Porca de aço inoxidável M2</td><td>VIGRUE</td><td>B07PJQC7T6</td><td>Fixa os sensores de fluxo de líquido ao suporte superior (quantidade mínima necessária: 4)</td></tr><tr><td>Parafuso de aço inoxidável M2&amp;times;8</td><td>VIGRUE</td><td>B07PJQC7T6</td><td>Fixa os sensores de fluxo de líquido ao suporte superior (quantidade mínima necessária: 4)</td></tr><tr><td>Espaçador hexagonal de nylon macho-fêmea M3</td><td>Meijubol</td><td>B0GC6GN9S7</td><td>Fixa a placa mp-Multiboard ao suporte interno (quantidade mínima necessária: 4)</td></tr><tr><td>Arruela de nylon M3</td><td>Sutemribor</td><td>7.81573E+11</td><td>Fixa a caixa ao suporte inferior (quantidade mínima necessária: 16)</td></tr><tr><td>Porca de aço inoxidável M3</td><td>VIGRUE</td><td>B07PJQC7T6</td><td>Fixa a caixa ao suporte inferior, a barra transversal ao suporte inferior e o suporte da bomba ao suporte interno (quantidade mínima necessária: 16)</td></tr><tr><td>Arruela de aço inoxidável M3</td><td>VIGRUE</td><td>B07PJQC7T6</td><td>Fixa a barra transversal ao suporte inferior, a caixa ao suporte inferior e ao suporte interno, e o suporte interno ao suporte da bomba (quantidade mínima necessária: 12)</td></tr><tr><td>Parafuso cabeça redonda de aço inoxidável M3&amp;times;12</td><td>VIGRUE</td><td>B07PJQC7T6</td><td>Fixa a caixa ao suporte inferior (quantidade mínima necessária: 4)</td></tr><tr><td>Parafuso cabeça cilíndrica de aço inoxidável M3&amp;times;12</td><td>Fgruh</td><td>FG001-3</td><td>Fixa o suporte da trampa de bolhas ao suporte superior (quantidade mínima necessária: 2)</td></tr><tr><td>Parafuso cabeça plana Phillips M3&amp;times;6</td><td>Meijubol</td><td>B0GC6GN9S7</td><td>Fixa a placa mp-Multiboard ao suporte interno (quantidade mínima necessária: 4)</td></tr><tr><td>Parafuso de aço inoxidável M3&amp;times;8</td><td>VIGRUE</td><td>B07PJQC7T6</td><td>Fixa a barra transversal ao suporte inferior, a caixa ao suporte interno e o suporte da bomba ao suporte interno (quantidade mínima necessária: 8)</td></tr><tr><td>Porca de aço inoxidável M4</td><td>VIGRUE</td><td>B07PJQC7T6</td><td>Fixa o suporte superior à caixa (quantidade mínima necessária: 4)</td></tr><tr><td>Arruela de aço inoxidável M4</td><td>VIGRUE</td><td>B07PJQC7T6</td><td>Fixa o suporte superior à caixa (quantidade mínima necessária: 4)</td></tr><tr><td>Haste roscada de aço M4-0,7</td><td>Arwnnklo</td><td>AR01</td><td>Cortada em comprimentos de aproximadamente 6 polegadas (quantidade mínima necessária: 4)</td></tr><tr><td>Cabo USB mini macho para fêmea</td><td>Plinkwirekb</td><td>PCM-0725-L</td><td>Para conectar o computador ao microcontrolador (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Conector USB mini macho para fêmea com ângulo reto</td><td>UCEC</td><td>4326453558</td><td>Para conectar o computador ao microcontrolador (opcional) (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Suporte para microcanal</td><td>Personalizado</td><td></td><td>Suporte impresso em 3D para manter o microcanal centralizado (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Lâmina de microcanal, &amp;micro;-slide VI 0,4</td><td>ibidi</td><td>80606</td><td>Para ensaios celulares sob fluxo (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Microbomba</td><td>Bartels</td><td>MP6-HYB</td><td>Para gerar fluxo (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Suporte para microbomba</td><td>Personalizado</td><td></td><td>Fixação para segurar a microbomba (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Placa mp-Multiboard com mp-Highdriver4</td><td>Bartels</td><td>BM-E-0005</td><td>Para controlar as configurações de frequência e tensão das microbombas (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Cabo mp-pump</td><td>Bartels</td><td>BM-A-0055</td><td>Utilizado para conectar eletricamente a placa mp-Multiboard às microbombas (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Espaçador redondo de nylon, diâmetro externo de 7 mm, diâmetro interno de 3,2 mm</td><td>Harfington</td><td>2037015</td><td>Para fixar o tubo à microbomba (quantidade mínima necessária: 2)</td></tr><tr><td>O-ring</td><td>ZDBB</td><td>7.17327E+11</td><td>Fixa o cabo USB mini macho-fêmea à caixa (opcional)&amp;nbsp; (quantidade mínima necessária: 3)</td></tr><tr><td>Recipiente plástico</td><td>Herdusa</td><td>HDS10 PLASTIC BOX</td><td>Utilizado como reservatório aberto para o meio de cultura celular (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Tubo de poliuretano, diâmetro interno de 1/8", diâmetro externo de 1/4"</td><td>PARKER</td><td>95U-4-062-BLU-0100</td><td>Fixa o suporte superior à caixa (quantidade mínima necessária: 1,6 cm)</td></tr><tr><td>Máquina de posicionamento aleatório</td><td>AIRBUS</td><td></td><td>Máquina de Posicionamento Aleatório 2.0 (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Cabo SCC1-USB</td><td>Sensirion</td><td>SCC1-USB 2M</td><td>Conecta os sensores de fluxo de líquido ao computador (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Tubo cônico autossustentável para centrífuga</td><td>PEKYBIO</td><td>B0C13GZVD6</td><td>Utilizado para armazenar água para cultura celular/etanol 70% (quantidade mínima necessária: 2)</td></tr><tr><td>Espaçador de alumínio, diâmetro externo de 8 mm, 20 mm de comprimento</td><td>McMaster-Carr</td><td>94669A062</td><td>Quantidade mínima necessária: 4</td></tr><tr><td>Tubo Tygon PVC, diâmetro interno de 1/16", diâmetro externo de 1/8"</td><td>Saint-Gobain</td><td>B-44-3</td><td>Conecta todos os componentes do circuito de fluxo (quantidade mínima necessária: 40 cm)</td></tr><tr><td>Suporte superior</td><td>Personalizado</td><td></td><td>Placa de montagem conectada aos sensores de fluxo de líquido e à trampa de bolhas (quantidade mínima necessária: 1)</td></tr><tr><td>Porca borboleta, M4 × 0,7 mm, aço zincado</td><td>Siptenk</td><td>S-TH-DLM-002</td><td>Fixa o suporte superior à caixa (quantidade mínima necessária: 4)</td></tr><tr><td>Abraçadeira plástica (zip-tie)</td><td>HAVE ME TD</td><td>7.32073E+11</td><td>Fixa os cabos ao montar o sistema na RPM (quantidade mínima necessária: 4)</td></tr></tbody></table>

uma plataforma para a cultura contínua de células endoteliais sob condições de fluxo fisiológico em microgravidade simulada

A Platform for the Continuous Culture of Endothelial Cells Under Physiological Flow Conditions in Simulated Microgravity

Sistemas microfisiológicos (MPS) são modelos in vitro valiosos que recriam a estrutura e a função de tecidos humanos. Especificamente, dispositivos de tecido ou órgão-em-chip que incorporam tecnologia microfluídica replicam o ambiente mecânico e bioquímico in vivo, ao mesmo tempo que permitem o monitoramento em tempo real do crescimento e desenvolvimento celular. Esses sistemas podem ser particularmente úteis para estudos de voos espaciais, pois podem ser enviados ao espaço, por exemplo à Estação Espacial Internacional (ISS), para investigar o impacto das viagens espaciais no corpo humano. Um dos principais obstáculos ao sucesso dos MPS é a formação de bolhas, que pode ser acentuada na microgravidade. Este artigo descreve o projeto, a montagem e o funcionamento de um sistema de cultura celular microfisiológico para uso em microgravidade simulada (por exemplo, operado em uma máquina de posicionamento aleatório ou clinostato). A incorporação de uma armadilha de bolhas independente de orientação no circuito fluídico mostrou-se altamente eficaz na remoção de bolhas de ar em microgravidade e na viabilização de culturas prolongadas de células endoteliais. Esse sistema microfluídico fechado e independente de orientação pode ser usado para operação livre de bolhas de chips de tecidos ou órgãos-em-chip, a fim de simular os efeitos combinados da microgravidade e do fluxo, ou para implantação em missões espaciais.

Antes de coletar resultados sobre fluidos ou cultivo celular, conforme descrito abaixo, a integridade do sistema deve ser verificada em cada ponto principal do protocolo durante os processos de montagem e escorvamento. As conexões eletrônicas podem ser facilmente verificadas conectando o microcontrolador e o sensor de fluxo de líquido a um computador e comunicando-se com cada componente por meio do respectivo software aplicativo. As conexões de tubos em encaixes com rebarbas são consideradas suficientes quando o tubo é e...

Aqui, apresentamos um protocolo para o projeto, montagem e operação de um dispositivo microfluídico fechado e livre de bolhas para o cultivo de células endoteliais sob condições de fluxo fisiológico em microgravidade simulada.

Uma Plataforma para a Cultura Contínua de Células Endoteliais Sob Condições de Fluxo Fisiológico em Microgravidade Simulada

Sistemas microfisiológicos (MPS) são modelos in vitro valiosos que recriam a estrutura e a função de tecidos humanos. Especificamente, tecidos ou...

Nós desenvolvemos sistemas microfluídicos para cultivo endotelial contínuo com o objetivo de investigar como a microgravidade simulada e o fluxo fisiológico afetam a função celular. Os sistemas existentes apresentam dificuldades com bolhas e estudos de fluxo venoso em microgravidade. Esta plataforma permite o cultivo contínuo sem bolhas sob ambas as condições.Conecte inicialmente o driver da bomba e o cabo da bomba ao microcontrolador e fixe a microbomba ao cabo da bomba. Conecte a placa nano e o sensor de fluxo de líquidos a um computador que contenha os respectivos aplicativos. Antes de iniciar o preparo estéril, conecte a estação de computador móvel ao microcontrolador usando o cabo USB mini. Mantenha os cabos USB e os cabos da bomba acessíveis fora da bolsa de proteção. Ajuste a frequência e a amplitude de cada microbomba de acordo com as orientações do fabricante ou com configurações calibradas conhecidas para a condição de bombeamento desejada.Prepare quatro comprimentos de 10 centímetros de tubo de PVC para as conexões. Mantenha o separador de bolhas vazio durante a montagem a seco. Preencha-o até aproximadamente 80% com o fluido de trabalho durante o escorvamento. Selo o se

a-platform-for-continuous-culture-endothelial-cells-under

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioengenharia

Um método para a cultura de uma monocamada de células endoteliais em toda a superfície interior 3D inteiro de um dispositivo micro com microvascular de tamanho canais (= 30 mm) é descrito.

A microfluídica Endothelialized para estudo das interacções microvasculares em Doenças Hematológicas

Uma plataforma de microcanais-on-a-chip foi desenvolvido pela combinação da técnica fotolitográfica refluído fotossensível, litografia macia, e microfluidos. A plataforma de microcanais reendotelizados imita a geometria tridimensional (3D) de microvasos in vivo, é executado sob fluxo de perfusão contínua controlada, permite a imagem de alta qualidade e em tempo real, e pode ser aplicado para a pesquisa microvascular.

Procedimento para o Desenvolvimento da Multi-profundidade Circular transversal reendotelizados microcanais-on-a-chip

As células endoteliais primárias da veia umbilical humana (HUVECs) foram cultivadas até a confluência dentro de um dispositivo de rede microfluídica. A junção celular endotelial e as distribuições de F-actina foram ilustradas e as mudanças na concentração de cálcio intracelular e na produção de óxido nítrico em resposta ao trifosfato de adenosina (ATP) foram quantificadas em tempo real em níveis celulares individuais.

Desenvolvimento e Caracterização de<em&gt; In Vitro</em&gt; Rede de microvasos e medições quantitativas de endotelial [ca<sup&gt; 2+</sup&gt;]<sub&gt; i</sub&gt; E óxido nítrico Produção

Este manuscrito apresenta um método de moldagem por injeção para engenheiro microvasos que recapitulam propriedades fisiológicas de endotélio. O processo baseado em microfluídico cria redes vasculares 3D patente com condições tailorable, tais como fluxo, composição celular, geometria e gradientes bioquímicos. O processo de fabricação e exemplos de aplicações potenciais são descritos.

Micropatterning e Montagem de microvasos 3D

O protocolo descreve como engenheiro uma rede vascular perfusable em um esferoide. Microambiente ao redor do spheroid é concebido para induzir a angiogênese e conectar o spheroid para os microcanais em um dispositivo microfluidic. O método permite a perfusão do spheroid, que é uma técnica muito aguardada em culturas tridimensionais.

Perfusable rede Vascular com um modelo de tecido em um dispositivo Microfluidic

Este estudo descreve o monitoramento microscópico da adesão pneumococcus às cordas do fator von Willebrand produzidas na superfície de células endotélias primárias humanas diferenciadas estresse de cisalhamento em condições de fluxo definidas. Este protocolo pode ser estendido à visualização detalhada de estruturas celulares específicas e quantificação de bactérias aplicando procedimentos diferenciais de imunocoloração.

Infecção pneumocócica de células endotélias humanas primárias em fluxo constante

Este protocolo apresenta um método para a cultura e crescimento 3D de células semelhantes a ameloblastos em microgravidade para manter sua forma alongada e polarizada, bem como a expressão de proteínas específicas do esmalte. Condições de cultura para a cultura de construções de engenharia periodontal e órgãos pulmonares em microgravidade também são descritas.

Propagação de Células e Órgãos Dentários e Respiratórios em Microgravidade

Este protocolo descreve uma plataforma de cultura celular baseada em membrana reconfigurável que integra o formato de poço aberto com recursos de fluxo de fluido. Esta plataforma é compatível com protocolos padrão e permite transições reversíveis entre os modos de cultura de poço aberto e microfluídica, acomodando as necessidades dos laboratórios de engenharia e biociências.

Transformando Modelos de Tecidos de Barreira Estática em Sistemas Microfisiológicos Dinâmicos

Sintetizamos e caracterizamos um substrato ajustável à base de gelatina para cultura de células endoteliais vasculares (CEs) sob condições relevantes de fluxo vascular. Esta superfície biomimética replica condições fisiológicas e patológicas, permitindo o estudo de forças mecânicas no comportamento da CE e avançando nossa compreensão da saúde vascular e dos mecanismos de doença.

Modelo in vitro integrando rigidez e fluxo do substrato para estudar as respostas das células endoteliais

Aqui, apresentamos um protocolo para fabricar e operar um sistema microfluídico que expõe células endoteliais à hiperglicemia oscilatória sincronizada e ao estresse de cisalhamento pulsátil. Essa abordagem fornece um modelo in vitro fisiologicamente relevante para estudar a disfunção endotelial diabética. Esse protocolo permite a medição quantitativa do estresse oxidativo e das respostas das células endoteliais.

Um Sistema Microfluídico para Modelagem de Disfunção Endotelial sob Estresse Fisiológico Combinado de Cisalhamento Pulsátil e Hiperglicemia Oscilatória

Descubra uma plataforma microfisiológica para cultura contínua de células endoteliais sob fluxo fisiológico em microgravidade simulada. O sistema utiliza uma armadilha de bolhas independente de orientação para remover ar de forma confiável em circuitos microfluídicos fechados.

Uma Plataforma para a Cultura Contínua de Células Endoteliais Sob Condições de Fluxo Fisiológico em Microgravidade Simulada

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