Глубокая стимуляция мозга как метод лечения наркотической зависимости на модели крысы

Аннотация

Источник: Batra, V., et al. Общий метод оценки эффектов глубокой стимуляции мозга при внутривенном самостоятельном введении метамфетамина. J. Vis. Exp. (2016).

В этом видео показана модель наркомании на крысе, в которой животное самостоятельно вводит метамфетамин внутривенно, нажимая на рычаг, что приводит к компульсивному поведению в поисках наркотиков, вызванному высвобождением дофамина в прилежащем ядре. Чтобы противодействовать этому, крыса подвергается глубокой стимуляции мозга (DBS) с помощью имплантированного биполярного электрода, доставляющего высокочастотные импульсы для подавления гиперактивных нейронов в прилежащем ядре. Затем эффекты DBS оцениваются путем наблюдения за изменениями в поведении при поиске наркотиков, что выявляет его потенциал для снижения реакций, связанных с зависимостью.

Протокол

Все процедуры, связанные с животными моделями, были рассмотрены местным институциональным комитетом по уходу за животными и ветеринарным советом JoVE.

1. Акклиматизация грызунов и ограничение пищи

1. Используйте взрослых крыс Вистар, которым на момент начала эксперимента исполнилось 3 месяца. Домашние крысы поодиночке в клетках, оборудованных устройством ламинарного потока и воздушным фильтром, в учреждении по уходу за животными с контролируемой температурой и влажностью, аккредитованном Американской ассоциацией по аккредитации лабораторных животных (AAALAC), в обратном 12-часовом цикле свет/темнота (свет выключается в 06:00).
2. Обильно обеспечьте организм водой и стандартным кормом грызунов до тех пор, пока масса тела не составит примерно 380 – 400 г. Впоследствии крысы ограничивали в пище и поддерживали от 85 до 90% их массы тела во время экспериментальных сессий, чтобы облегчить приобретение и поддержание реакции на метамфетамин.
3. Обрабатывайте грызунов в домашней клетке ежедневно с момента прибытия на протяжении всех экспериментальных сеансов, чтобы записывать массу тела и корректировать ежедневное распределение пищи.
4. Как только целевые веса будут достигнуты, подготовьтесь к хирургической имплантации каждой крысе с хроническим постоянным яремным катетером и внутричерепными стимулирующими электродами.

2. Подготовка катетера для

катетеризации яремных вен

1. 1. Подготовьте силастическую трубку длиной 13 см с внутренним диаметром 0,012 x 0,025 дюйма, создайте силиконовый шарик в 4 см от одного конца трубки с помощью дополнительной силиконовой трубки и электрокоутеризации и дайте высохнуть на воздухе.
   2. Окуните другой конец трубки в растворитель на основе лимонена, полученный из цитрусовых, на несколько минут и дайте ему расшириться. Подсоедините расширенную трубку к направляющей канюле из нержавеющей стали, согнутой под прямым углом.
   3. Закрепите изогнутое основание направляющей канюли из нержавеющей стали на квадрате биосовместимой сетки размером 1 дюйм с помощью стоматологического акрилового цемента.
   4. Промойте катетер изнутри и снаружи этанолом и дистиллированной водой. Нагнетайте воздух через трубку, чтобы удалить остатки капель жидкости. Дайте высохнуть в течение ночи (O/N).
2. Sterile Technique
   1. Выполняйте все операции в специализированном хирургическом кабинете для животных с использованием асептических хирургических методов. Стерилизуйте инструменты и имплантаты с помощью автоклава и подготовьте стерильную зону, положив водонепроницаемую бумагу на операционный стол (операционную), накрытый стерильным полотенцем.
   2. Надевайте стерильные перчатки и держите все инструменты, имплантаты и хирургическую марлю на стерильной поверхности во время процедуры. Протрите каждый инструмент спиртовым тампоном, а затем проведите 20 секунд в стерилизаторе между процедурами, если проводится несколько операций.
3. Anesthesia
   1. Предварительно обработайте крыс атропином (сульфатом) (0,04 мг/кг, с.к.), а затем пентобарбиталом (20 - 50 мг/кг, ип) для достижения анестезии.
   2. Вводите животным стерильную суспензию пенициллина G (75 000 единиц, внутримышечно [в/м]) и обезболивающее средство (карпрофен, 5 - 10 мг/кг,/к или кетопрофен, 2 - 5 мг/кг,/к) непосредственно перед операцией для уменьшения периоперационных инфекций и боли соответственно.
   3. Проверьте наличие адекватной анестезии, нанеся животному умеренный щипок в пальце ноги и, если реакции не последует, продолжайте лечение. Нанесите смазку для глаз на оба глаза.
4. Подготовка места хирургического вмешательства
   1. Выбрейте спинное пятно размером 2 x 2 см на спине крысы прямо позади линии, соединяющей лопатки. Сбрейте вентральный лоскут размером 1 х 1 см в правой области шеи между челюстью и грудиной.
   2. Протрите выбритые участки спиртовыми салфетками с последующим нанесением раствора бетадина. Положите крысу на стерильное полотенце и дайте бетадину высохнуть, прежде чем продолжить.
5. Имплантация катетера
   1. Сделайте разрез параллельно линии, соединяющей лопатки в средней лопаточной области на спине, используя нож с 10 лезвиями. С помощью гемостата отделите кожу от подлежащей соединительной ткани, чтобы создать плоскость для основания сетчатого катетера. Орошите участок стерильным физиологическим раствором и накройте его стерильной марлей, прежде чем перевернуть крысу на спину.
   2. Сделайте диагональный разрез между правой челюстной костью и грудиной с помощью ножа с 10 лезвиями. Используйте кровоостанавливающее средство, чтобы отделить кожу от подлежащей соединительной ткани, чтобы найти яремную вену.
      Примечание: Яремная вена выглядит белой/серебристой и блестящей, и у самцов крыс она больше, чем у самок.
   3. Поместите шпатель под вену, аккуратно завяжите шелковый шов 4-0 вокруг верхней (проксимальной) открытой вены и протолкните вену обратно в горловину.
   4. Разделите соединительные ткани, чтобы создать поверхностный карман под нижней боковой кожей шеи, но над мышцей. Протолкните стерилизованный троакар от разреза на шее к разрезу в средней части лопатки, проложив туннель назад за руку и вверх. Проведите катетер от задней части к шее, вставив жесткую направляющую проволоку вверх через троакар от конца шеи в дистальный катетер. Протяните направляющую проволоку обратно к разрезу на шее, после чего последует прикрепленный дистальный катетер.
   5. Изолируйте правую яремную вену над шпателем, подтянув вверх ранее установленный проксимальный шов. С помощью шариковых ножниц сделайте небольшой частичный надрез на верхней стороне вены.
   6. Вставьте изогнутые щипцы в разрез вены, чтобы открыть ее. Держа щипцы врозь, но на месте, пропустите кончик катетера между кончиками щипцов и в вену примерно на 2 - 3 см, где он будет заканчиваться за пределами правого предсердия.
   7. Закрепите катетер, завязав шелковый шов 4-0 вокруг дистальной вены. Завяжите проксимальные и дистальные швы вместе в узел «коробка» для придания дополнительной стабильности.
   8. Промойте катетер гепаринизированным стерильным физиологическим раствором и откачайте кровь, чтобы подтвердить успешную имплантацию. Обрежьте швы на 1 - 2 мм выше узлов и подверните оставшийся проксимальный катетер под кожу шеи. Закройте подходящим швом/методом по вашему выбору. Если используются нерассасывающиеся нити или скобы, их необходимо снять через 10-14 дней под общим наркозом. Покройте разрез мазью с антибиотиком с помощью стерильного аппликатора с ватным наконечником.
   9. Закрепите дистальный катетер/направляющую канюлю/сетчатую сборку на подкожной ткани спины с помощью рассасывающихся швов в двух противоположных углах сетчатого основания. Закройте задний разрез вокруг направляющей канюли с помощью прерывистых, не вывернутых рассасывающихся швов. Покройте разрез мазью с антибиотиком с помощью стерильного ватного аппликатора с наконечником.
6. Postoperative Care
   1. Промойте катетер гепаринизированным 0,9% стерильным физиологическим раствором с помощью шприца объемом 3 мл и поместите обтуратор в направляющую канюлю, чтобы предотвратить закупорку.
   2. Ежедневно промывайте катетер каждой крысы для поддержания проходимости.
   3. Сразу после процедуры поместите крысу в ее домашнюю клетку над грелкой в операционном блоке и наблюдайте до тех пор, пока к ней не вернется сознание и спонтанные движения.
   4. Верните выздоровевшую крысу в комнату колонии и дайте пройти пять-семь дней, прежде чем произойдет внутричерепная операция. Ежедневно взвешивайте, обрабатывайте и оценивайте их общее состояние, включая проверку на инфекцию и оценку поведения, внешнего вида и активности животных.
   5. При возникновении каких-либо проблем проконсультируйтесь с ветеринаром Animal Resources и следуйте всем рекомендованным схемам лечения. Вводите животным обезболивающее средство (карпрофен, 5 - 10 мг/кг,/к или кетопрофен, 2 - 5 мг/кг,/к) для лечения периоперационной боли по мере необходимости.

3. Внутричерепная установка

1. электродов Surgical Preparation
   1. Выполняйте все операции в стерильных условиях, как описано в разделе 2.2.
2. Anesthesia
   1. Поместите животное в индукционную камеру для анестезии и обеспечьте подачу изофлурана газа в камеру со скоростью 1,000 - 2,000 мл/мин с вапорайзером, установленным на 5%.
   2. Как только животное будет лежаче, извлеките его из камеры и поместите в носовой конус на мягкой стереотаксической операционной платформе. Переключите поток газа из камеры в носовой обтекатель и запустите газ с испарителем, установленным на 2 - 3%.
   3. Отрегулируйте испаритель по мере необходимости, чтобы поддерживать стабильное дыхание и отсутствие реакции на стимуляцию во время операции.
   4. Непосредственно перед операцией введите крысе стерильную суспензию пенициллина G (75 000 единиц, в/м) и обезболивающее средство (бупренорфин от 0,05 до 0,5 мг/кг ск) для уменьшения периоперационных инфекций и боли соответственно.
   5. Проверьте наличие адекватной анестезии, нанеся животному умеренный щипок в пальце ноги и, если реакции не последует, продолжайте лечение. Нанесите смазку для глаз на оба глаза.
3. Подготовка места хирургического вмешательства
   1. Сбрейте верхнюю часть головы крысы и поместите крысу в ушные планки, чтобы ее голова оставалась неподвижной во время процедуры. Протрите выбритый участок спиртовыми салфетками, а затем раствором бетадинина. Дайте бетадину высохнуть, прежде чем продолжить.
4. Electrode Implantation
   1. Захватите щипцами кожу головы между ушами и немного впереди них и используйте ножницы, чтобы разрезать основание. Этот маневр удалит участок кожи размером 1,5 х 1 см над средней частью черепа.
   2. С помощью 10 лезвий сделайте круговой разрез через перикраниум вниз к черепу, а изогнутыми щипцами соскребите и удалите перикраниум. Орошите область стерильным солевым раствором, промокните излишки крови и физиологического раствора марлей и дайте черепу полностью высохнуть, чтобы костные ориентиры, включая брегму, были хорошо видны.
   3. Для двусторонней хирургии установите два биполярных платино-иридиевых электрода, по одному в каждый держатель электродов с каждой стороны стереотаксической операционной платформы. Переместите первый электрод в положение ~1 мм над брегмой и запишите стереотаксические координаты для передне-заднего (AP) и медиально-латерального (ML) положений, которые будут отображаться на цифровом дисплее. НЕ прикасайтесь кончиком электрода к черепу, потому что электрод больше не будет работать. Повторите эту процедуру для другого электрода.
   4. Расчет окончательных координат AP и ML на основе интересующей целевой структуры. Переместите электрод в это положение так, чтобы наконечник находился чуть выше черепа, чтобы получить начальную дорсовентральную (DV) координату на цифровом дисплее. Рассчитайте окончательную глубину DV на основе интересующей целевой структуры.
      Примечание: Оболочка прилежащего ядра была выбрана в этом примере, учитывая ее известное участие в потреблении наркотиков, используя следующие стереотаксические координаты относительно брегмы:Координата входа AP = [Координата входа в цифровом виде в брегме] + 1,6 мл координата входа = [Координата в цифровом виде в брегме] ± 2,4 для глубины справа/слеваDV = [Координата на поверхности черепа в цифровом виде при входе AP/ML] - 8.5
   5. Отметьте перманентным маркером предполагаемое положение входа каждого электрода на поверхности черепа. Не ударяйтесь и не касайтесь кончика электрода во время этого маневра.
   6. С помощью круглого шарика с алмазным покрытием просверлите отверстие диаметром 1,4 мм на каждой отметке. Будьте осторожны, чтобы не вонзить череп во внутричерепной свод с помощью высокоскоростного сверла. Используйте изогнутые щипцы для прокола твердой мозговой оболочки после того, как череп будет просверлен.
   7. С помощью круглого шарикового жернова с алмазным покрытием просверлите отверстия диаметром 0,7 мм еще в четырех местах за входами электродов для установки винтов с черепом. С помощью ручной отвертки вставьте четыре винта из нержавеющей стали размером 0,8 (диаметр) x 3,2 мм (длина) в череп, по два с каждой стороны от средней линии. Плотно закрепите эти винты примерно до половины их длины в черепе, потому что они являются основной инфраструктурой, которая будет удерживать черепную шапочку на месте в ближайшие недели и месяцы.
   8. Осторожно вставьте первый электрод через его отверстие в мозг на рассчитанную глубину DV, вручную повернув ручку, которая управляет Z-координатой держателя электрода. Поворачивайте ручку со скоростью, примерно равной 1/2 оборота в секунду, чтобы предотвратить чрезмерное повреждение кончика электрода. Убедитесь, что кончик электрода не касается костяного края репейника при входе в мозг.
   9. Закрепите первый электрод с помощью суперклея, наложенного на отверстие и задние винты, а затем стоматологический цемент. Как только эта конструкция полностью высохнет, извлеките электрод из держателя. Повторите процесс введения и цементирования для второго электрода. Наносите стоматологический цемент прямо на край кожи, но не перекрывайте кожу, потому что это надолго ослабляет крышку черепного цемента.
5. Послеоперационный уход
   1. Поместите два пылезащитных колпачка на пьедесталы электродов, чтобы предотвратить засорение.
   2. Сразу после процедуры поместите крысу в ее домашнюю клетку над грелкой в операционном блоке и наблюдайте до тех пор, пока к ней не вернется сознание и спонтанные движения.
   3. Верните выздоровевшую крысу в помещение колонии и дайте пройти пять дней, прежде чем начать эксперимент. Ежедневно взвешивайте, обрабатывайте и оценивайте общее состояние крыс, включая проверку на наличие инфекции и оценку поведения, внешнего вида и уровня активности животных.
   4. При возникновении каких-либо проблем проконсультируйтесь с ветеринаром Animal Resources и следуйте всем рекомендованным схемам лечения. При необходимости вводите животным обезболивающее средство (бупренорфин от 0,05 до 1 мг/кг ск) для лечения периоперационной боли. Внутричерепное кровотечение может быть более распространенным при использовании нестероидных обезболивающих препаратов (карпрофен, 5 - 10 мг/кг,/к или кетопрофен, 2 - 5 мг/кг,/к), поэтому используйте бупренорфин периоперационно для внутричерепной хирургии.

4. Оперантный аппарат

1. Используйте камеры оперантного кондиционирования из пластика и нержавеющей стали, содержащиеся в звукопоглощающих корпусах, для проведения поведенческих экспериментов.
2. Оборудуйте каждый вольер вытяжным вентилятором для обеспечения вентиляции и белым шумом для маскировки посторонних звуков.
3. Используйте персональный компьютер и систему поведенческого программного интерфейса для программирования процедур и сбора экспериментальных данных.
4. General Set-Up
   1. Оснастите каждую экспериментальную камеру двумя срабатывающими рычагами, установленными на одной стене камеры, с стимульным светом, расположенным над каждым рычагом. Обозначьте один из рычагов как «активный» рычаг так, чтобы при нажатии на него возникало запрограммированное последствие.
   2. Запрограммируйте стимульный свет, расположенный непосредственно над рычагом активного реагирования, чтобы он светился во время каждого оперантного сеанса, указывая на доступность препарата.
   3. Реакция на активный рычаг приведет к инфузионной подаче метамфетамина (0,05 мг/кг/инфузия в 100 мкл 0,9% NaCl) в течение 2,8 сек, сопровождаемой включением света в доме на противоположной стене на 5 секунд и выключением стимулирующего света на 30 секунд.
   4. Подсчитывайте реакции на активном рычаге, но они не должны иметь запланированных последствий в течение 30-секундного тайм-аута. Для завершения запишите реакции на неактивном рычаге, но они не должны иметь запланированных последствий.

5. Внутривенное (IV) введение метамфетамина Процедура самостоятельного введения

1. Общие препараты
   1. Загружайте крыс в оперантные камеры как можно быстрее и спокойнее, чтобы свести к минимуму поведенческие артефакты. Прикрепите пружинный поводок из нержавеющей стали к направляющей канюле на спине грызуна и к герметичному вертлюгу для жидкости, подвешенному над оперантной камерой.
   2. Убедитесь в целостности соединительной трубки от вертлюга к 20-мл шприцу для лекарств в насосе с приводом от двигателя, расположенном снаружи звукопоглощающего корпуса. Для этого надавите на пластиковую соединительную трубку не менее чем на 1/4 дюйма на металлический поворотный наконечник и кончик иглы шприца для лекарств до тех пор, пока он не будет соскальзывать при умеренном вытягивании. Уравновесьте узел вертлюга и поводка, чтобы животное могло двигаться относительно свободно.
   3. Проводите оперантные сеансы примерно в одно и то же время каждый день, с понедельника по пятницу.
2. Acquisition
   1. Чтобы облегчить быстрое самостоятельное введение метамфетамина внутривенно, проводите ежедневные 6-часовые сеансы крыс в течение четырех-пяти дней подряд.
   2. Проводите эти сеансы с фиксированным соотношением FR-1 + 30 секунд по графику подкрепления, в течение которого крысы получают одну внутривенную инфузию метамфетамина за каждое нажатие на активный рычаг, за которым следует 30-секундный тайм-аут (например, при нажатии любого из рычагов не возникает никаких сигналов или вознаграждений).
      Примечание: Этот первоначальный длительный и «легкий» доступ приведет к тому, что большинство грызунов приобретут значительное поведение при приеме наркотиков менее или равным одна неделя (Рисунок 3).
3. Maintenance
   1. В течение второй недели тренировок запускайте крыс на ежедневные 2-часовые занятия с понедельника по пятницу, чтобы поддерживать и совершенствовать внутривенное введение метамфетамина самостоятельно.
   2. Проводите сеансы в фиксированном соотношении ФР-1 + 30 сек тайм-аут график подкрепления.
   3. Задокументируйте стабильную, интенсивную реакцию, когда общее количество проявлений метамфетамина во время каждого сеанса изменяется менее чем на 10% в течение трех последовательных сеансов (Рисунок 4), а совокупное количество инфузий в течение первых 30 минут больше, чем совокупное количество инфузий в течение вторых 30 минут (Рисунок 5).
      Примечание: Этот критерий гарантирует, что в начале сеанса у крыс развивается паттерн наркотической нагрузки, который указывает на аддиктивное поведение, а не просто на случайное употребление.
4. Post-Session
   1. В конце каждого сеанса отсоединяйте поводок от спины грызуна. Промойте катетер 0,1 мл 0,9% физиологического раствора, содержащего 800 МЕ стрептокиназы, для предотвращения образования тромбов. Вставьте обтуратор в каждую направляющую канюлю, чтобы предотвратить засорение, прежде чем возвращать крыс в домашние клетки.
   2. Проверяйте проходимость катетеров сразу после окончания каждого экспериментального сеанса по средам на протяжении всего эксперимента.
      1. Приготовьте шприц объемом 3 куб. см с иглой 22 G, содержащей гепаринизированный бактериостатический раствор, для проверки проходимости катетера. Прикрепите один конец пластиковой трубки длиной от 4 до 6 дюймов к игле, а другой конец к металлическому штифту узла катетер-канюля на спине животного.
      2. Влейте от 0,1 до 0,2 мл физиологического раствора, чтобы обеспечить прозрачный поток, а затем втяните поршень шприца обратно. Если катетер является патентованным, он должен легко промываться и оттягивать кровь, которая будет видна в трубке. Отпустите поршень и введите еще 0,2 мл, чтобы смыть всю кровь обратно через катетер.
      3. Если кровь не удается взять, то снимите шприц объемом 3 мл и трубку с металлического штифта.
      4. Приготовьте шприц объемом 1 куб. см с иглой 22 G, содержащей быстродействующий анестетик метогекситал натрия, для дальнейшей проверки проходимости катетера. Прикрепите один конец пластиковой трубки длиной от 4 до 6 дюймов к игле, а другой конец к металлическому штифту узла катетер-канюля на спине животного.
      5. Влейте 1,5 мг и быстро снимите шприц объемом 1 мл и трубку с металлического штифта на спине животного. Снова подключите шприц объемом 3 куб. см, наполненный гепаринизированным бактериостатическим раствором, и введите 0,1 - 0,2 мл. Если животное теряет мышечный тонус в течение 3 секунд, то катетер является патентованным и функциональным.
5. В дополнительном файле «Распространенные ловушки» вы найдете раздел о подводных камнях, в котором рассматриваются побочные реакции на метамфетамин, невозможность самостоятельного приема метамфетамина и трудности с экстракцией крыс

.

6. Аппарат для стимуляции мозга

1. Используйте от 10 до 12 коробок из плексигласа (12 x 18 x 18 дюймов) (Ш x В x Г) для проведения экспериментов DBS. Накройте каждую коробку снаружи плотной непрозрачной бумагой, которая покрывает заднюю и боковые стороны коробки, чтобы крысы не могли видеть или взаимодействовать друг с другом. Оставьте прозрачную переднюю панель открытой, чтобы эксперт мог видеть животных во время сеансов стимуляции.
2. Накройте верхнюю часть коробок полупроницаемой панелью, которая предотвращает побег крыс и пропускает воздух. Используйте эту панель для поддержки коллекторов, расположенных над каждой коробкой, чтобы облегчить электрическое соединение между головной крышкой грызуна и системой стимуляции.
3. Используйте систему стимуляции, которая может подавать постоянный ток нескольким животным одновременно для экспериментов DBS. Используйте систему, состоящую из программируемого пользователем цифрового сигнального процессора/интерфейса связи, стимулятора, аккумуляторной батареи стимулятора, блока разветвителя каналов и сопутствующего программного обеспечения (см. Лист материалов).
4. Используйте кабели произвольной длины для подключения канальных портов стимулятора к верхней электронной опоре каждого коммутатора.
   Примечание: Необходимая длина будет зависеть от конкретной лаборатории. Эти кабели находятся за пределами зоны для животных и не нуждаются в покрытии пружиной из нержавеющей стали.
5. Подсоедините нижнюю электронную опору коллектора к вживленной электродной тубе на головной шапке грызуна с помощью 16-дюймовых кабелей, покрытых пружиной из нержавеющей стали. Убедитесь, что кабели достаточно длинные, чтобы обеспечить свободное перемещение во все области вольера без значительного натяжения головного колпака.
   Примечание: Обычно достаточно кабеля, который заканчивается примерно там, где была бы голова крысы, когда она стоит на всех четырех ногах.
6. Программирование стимуляции мозга
   1. Используйте персональный компьютер и программное обеспечение для программирования параметров стимуляции (например, формы сигнала, частоты, длительности импульса, межстимульной задержки, амплитуды тока) и сбора экспериментальных данных.
   2. Используя визуальный язык программирования, укажите, какие функции будет выполнять каждое устройство, чтобы соответствовать экспериментальным конечным точкам, и какие данные будут храниться и/или проецироваться для просмотра в режиме реального времени. Команды, выполняющие этот конкретный проект, показаны на рисунке 1.
   3. Укажите желаемую частоту, длительность и амплитуду импульса на визуальной панели управления (рис. 2) до начала эксперимента. Типичные параметры высокочастотной стимуляции у крыс аналогичны параметрам, используемым при клинической глубокой стимуляции мозга человека: частота от 130 до 180 Гц, ширина импульса от 60 до 90 мсек, амплитуда тока от 100 до 250 мкА4,8-10.
      Примечание: У грызуна используется меньший ток из-за его меньшего размера по сравнению с приматом.

7. Процедура глубокой стимуляции мозга

1. Чтобы загрузить крыс в коробки, прикрепите пружинный кабель из нержавеющей стали от коммутатора к каждой пьедесталу электрода на головной крышке. Проверьте импеданс каждого электрода, пропустив ток 5 мкА с частотой 1 000 Гц в течение 2 секунд.
   1. Если импеданс равен или меньше 125 KOhm, то продолжайте эксперимент, потому что электрод способен доставлять терапевтическую стимуляцию. Если импеданс превышает 125 кОм, рассмотрите возможность исключения животного из эксперимента, поскольку высокое сопротивление электрода может привести к снижению тока до потенциально субтерапевтического уровня.
2. Проведите крыс через один или два пробных сеанса для привыкания, во время которых они будут прикреплены к электродному кабелю (кабелям), но не получат никакой активной терапии. Пробное тестирование устранит любые неспецифические поведенческие эффекты. Сразу после каждого тренировочного сеанса транспортируйте крыс в оперантные боксы для ежедневного 2-часового сеанса внутривенного самостоятельного введения метамфетамина.
3. Уравновесьте крыс на две группы: когорту с активной стимуляцией и когорту с фиктивной стимуляцией, чтобы исходный уровень потребления лекарств существенно не различался между группами.
4. Проводите ежедневные сеансы DBS на когорте грызунов в течение 5 дней, в течение которых они получают либо активную электрическую стимуляцию мозга, либо не получают стимуляцию в течение 3 часов, в зависимости от их группового распределения. Сразу после каждого сеанса DBS транспортируйте крыс в оперантные боксы для ежедневного 2-часового сеанса внутривенного введения метамфетамина.
   1. Внимательно наблюдайте за животными в течение хотя бы части каждого сеанса DBS, чтобы убедиться, что стимуляция не вызывает явных изменений в поведении животных. Если во время или после стимуляции возникают какие-либо отклонения от нормы, позаботьтесь о том, чтобы задокументировать эти наблюдения. Примечание: Авторы не заметили существенных поведенческих изменений или изменений в потреблении пищи/воды во время эксперимента, описанного в этой статье.
5. Изменяйте продолжительность лечения DBS, электрические параметры и время между сеансом DBS и оперантным сеансом по мере необходимости, в зависимости от гипотезы.

Результаты

Рисунок 1. Визуальный язык программирования. Исследователь использует визуальный язык программирования, подобный показанному здесь, для разработки программы, которая может доставлять стимуляцию мозга нескольким животным...

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье

Имя	Компания	Каталожный номер	Комментарии
Оперантные камеры для грызунов	Med Associates, Inc	ENV-008CT	Med Associates Inc. PO Box 319 St. Albans, Vermont 05478 США Телефон: (802) 527-2343
Kopf Small Animal Stereotaxic Instrument с цифровым дисплеем Консоль	Kopf Instruments	Model 940	Kopf Телефон: 1-877-352-3275 Факс: 1-818-352-3275 Электронная почта: sales@kopfinstruments.net
Процессор биоусилителя серии Z 3-DSP	Tucker Davis Technologies	RZ5D	Tucker-Davis Technologies 11930 Research Circle Алачуа, Флорида 32615 США Тел: 386-462-9622 www.tdt.com
32-канальный стимулятор серии Z	Tucker Davis Technologies	IZ2-32	Программное обеспечение сопровождается руководством, в котором обсуждается, как программировать эксперименты с использованием платформы OpenEx, доступ к которому можно получить здесь: http://www.tdt.com/files/manuals/OpenEx_User_Guide.pdf
48 Volt LI-ION Battery Pack для стимулятора IZ2	Tucker Davis Technologies	LZ48-200
32-Channel Splitter Box для PZ5	Tucker Davis Technologies	S-BOX_PZ5
Программный комплекс OpenEx Ext для многоканальной нейронной записи	Tucker Davis Technologies	OpenEx
Платино-иридиевые стимулирующие электроды	Plastics One Inc	MS303/8-B/SPC ELECT PT 2C TW .005"	Plastics One Inc P.O.Box 21465, S.W. Roanoke, VA 24018, PH 540-772-7950
2-канальные кабели между стимулятором и коммутатором	Plastics One Inc	305-441/2 W/ Spring
2-канальные кабели между коллектором и опорой электрода	Plastics One Inc	305-305 W/ Пружинные
4-канальные коллекторы	Plastics One Inc	SL2+2C и SL2+SC/SB