Мышь стенки мочевого пузыря инъекции полезный подход к orthotopically исследования стволовых клеток мочевого пузыря и рака биологии. Это деликатный метод микрохирургические могут быть освоены с тщательной технике и практике.
Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.
Методическая статья
Мышь стенки мочевого пузыря инъекций
* These authors contributed equally
В этой статье
Краткое содержание
Аннотация
Мышь стенки мочевого пузыря инъекции полезный метод исследования мочевого пузыря orthotopically явлений, в том числе стволовых клеток, гладких мышц и биологии рака. Перед началом инъекций, хирургических области должны быть очищены с мылом и водой и раствором антисептика. Хирургическое оборудование должны стерилизоваться перед использованием, а также между каждым животным. Каждая мышь помещается под вдыхании изофлуран анестезией (2-5% для индукции, 1-3% за обслуживание) и мочевого пузыря, предоставляемых решений средней линии разреза брюшной полости с помощью ножниц. Если мочевой пузырь полон, он частично распакованы, осторожно сжимая двумя пальцами. Клеточной суспензии интересов intramurally вводят в стенке мочевого пузыря купол использованием 29 или 30 иглой и 1 мл или меньший шприц. Рана закрывается использованием раны клипы и мыши позволило восстановить на потепление площадку. Инъекции стенки мочевого пузыря является деликатным техника микрохирургических, которые могут быть освоены с практикой.
Протокол
1. Мышь стенки мочевого пузыря инъекций
Выбор мыши штамма, возраста и пола диктуется экспериментальных потребностей. Мы используем мышей от 8 до 12-недельного возраста, так как это окно иммунологической зрелости до старения. В качестве общей рекомендации, мыши должны прибыть по крайней мере за неделю до экспериментальных манипуляций, чтобы избежать стресс-индуцированного вмешивающиеся факторы.
- Чистая хирургических поверхность стола с мылом и водой.
- Протрите поверхность хирургического стола с совпадают Swipes или антисептические салфетки.
- Автоклав чистые хирургические инструменты перед использованием в хирургии.
- Кроме того, стерилизации хирургических инструментов с горячей бусинка стерилизатора непосредственно перед использованием, а также между животными во время операции.
- Чистая 100 мкл шприцов Гамильтон и 29 или 30 калибр (1 / 2 дюйма длиной) иглы повторной аспирации и инъекции абсолютного алкоголя перед первым использованием и в конце последнего хирургического вмешательства.
- Вымойте и сполосните Гамильтон стерилизованные шприцы с фосфатным буферным раствором от каждого животного.
- Обезболить мышах, помещая их в камере изофлуран индукции, с изофлуран установлен между 2-5%.
- После общего наркоза достигается, удалить мышь из камеры и место в положении лежа на спине с теплой площадку внизу, чтобы помочь поддерживать нормальную температуру тела.
- Достижение обслуживание анестезией путем размещения морды животного в сопло содержащие испаряются изофлуран (титровать от 1-3%, как необходимо для поддержания соответствующего анестезии).
- Бритье кожи живота с садовыми ножницами.
- Используйте одноразовые, стерильные хирургические драп, чтобы покрыть ануса для предотвращения загрязнения фекалиями во время операции.
- Использование второго одноразовые, стерильные хирургические драпировка для покрытия операционного поля (внизу живота).
- Подготовка живота с тремя кусками Бетадин пропитанной марли. Повторите это действие три раза.
- Использование рассекает микроскоп для увеличения, сделать ниже средней линии разреза брюшной полости с помощью ножниц.
- Expose мочевого пузыря.
- Если мочевой пузырь переполнен, частично распаковать его, осторожно понижательное давление на куполе.
- Inject анализируемого раствора (до 50 мкл), с помощью иглы 29 или 30 калибр и шприцев, в стенке мочевого пузыря купол (очная инъекций) с скос иглы вверх.
- Нажмите на поршень шприца для введения раствора пробы в стенку мочевого пузыря. Хорошо локализованная пузырь является показателем успешной инъекции клеток в стенке мочевого пузыря.
- Удалите шприц, рядом с разрезом раны клипы и позволяют мыши для восстановления на потепление площадку.
2. Представитель Результаты:
Хорошо локализованная пузырь, который не утечка жидкости и остается стабильной в размере является показателем успешной инъекции клеток в стенке мочевого пузыря (рис. 1). Гистологический анализ может быть проведен, чтобы подтвердить наличие вводили клетки в стенке мочевого пузыря.
Рисунок 1. Пример успешного инъекции стенки мочевого пузыря использованием тушь для иллюстрации.
Рисунок 2. Схема экспериментальной процедуры.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Обсуждение
Мышь стенки мочевого пузыря инъекции позволяет внедрение конкретных клеток в определенных областях стенки мочевого пузыря. Эта техника имеет широкое применение для мышиных моделях рака мочевого пузыря, гладких мышц и биологии стволовых клеток. По определению, мышь стенки мочевого пузыря инъекции облегчает введение рака мочевого пузыря или стволовых клеток в ортотопической месте, чтобы их роста и дифференцировки могут быть изучены в физиологически соответствующих анатомических контексте. На самом деле, Dinney и соавт. вп...
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Раскрытие информации
Нет конфликта интересов объявлены.
Благодарности
Мы выражаем искреннюю благодарность поддержке Pilot грант исследований Стэнфордского детской фонда и K08DK087895-01 от NIDDK.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Материалы
| Имя | Компания | Каталожный номер | Комментарии |
|---|---|---|---|
| Название реагента | Компания | Номер в каталоге | |
| Изофлюрана (Aerrane) | Бакстер | НДЦ 10019-773-60 | |
| 29 или 30 калибр иглы | Гамильтон | 7803-06 или 7803-07 | |
| 100 мкл шприц | Гамильтон | 7656-01 |
Ссылки
- Dinney, C. P., Fishbeck, R., Singh, R. K., Eve, B., Pathak, S., Brown, N., Xie, B., Fan, D., Bucana, C., Fidler, I. J., Killion, J. J. Isolation and Characterization of Metastatic Variants from Human Transitional Cell Carcinoma Passaged by Orthotopic Implantation in Athymic Nude Mice. The Journal of Urology. 154, 1532-1538 (1995).
- Singh, A. V., Franke, A. A., Blackburn, G. L., Zhou, J. Soy Phytochemicals Prevent Orthotopic Growth and Metastasis of Bladder Cancer in Mice by Alterations of Cancer Cell Proliferation and Apoptosis and Tumor Angiogenesis. Cancer Res. 66, 1851-1858 (2006).
- Yanagiuchi, A., Miyake, H., Nomi, M., Takenaka, A., Fujisawa, M. Modulation of the Microenvironment by Growth Factors Regulates the In Vivo Growth of Skeletal Myoblasts. BJU International. 103, 1569-1573 (2009).
- Miyake, H., Hara, I., Yamanaka, K., Gohji, K., Arakawa, S., Kamidono, S. Overexpression of Bcl-2 Enhances Metastatic Potential of Human Bladder Cancer Cells. British Journal of Cancer. 79, 1651-1656 (1999).
- Chancellor, M. B., Yokoyama, T., Tirney, S., Mattes, C. E., Ozawa, H., Yoshimura, N., Groat, W. C. de, Huard, J. Preliminary Results of Myoblast Injection into the Urethra and Bladder Wall: a Possible method for the Treatment of Stress Urinary Incontinence and Impaired Detrusor Contractility. Neurourol Urodyn. 19, 279-287 (2000).
- Dinney, C. P., Tanguay, S., Bucana, C. D., Eve, B. Y., Fidler, I. J. Intravesical Liposomal Muramyl Tripeptide Phosphatidylethanolamine Treatment of Human Bladder Carcinoma Growing in Nude Mice. J Interferon Cytokine Res. 15, 585-592 (1995).
- Mohamedali, K. A., Kedary, D., Sweeney, P., Kamaty, A., Davisy, D. W., Evey, B. Y., Huangy, S., Thorpez, P. E., Dinney, C. P., Rosenblum, M. G. The Vascular-targeting Fusion toxin VEGF121/rGel Inhibits the Growth of Orthotopic Human Bladder Carcinoma Tumors. Neoplasia. 7, 912-920 (2005).
- Slaton, J. W., Perrotte, P., Inoue, K., Dinney, C. P., Fidler, I. J. Interferon-α-mediated Down-Regulation of Angiogenesis-related Genes and Therapy of Bladder Cancer Are Dependent on Optimization of Biological Dose and Schedule. Clinical Cancer Research. 5, 2726-2734 (1999).
- Yokoyama, T., Huard, J., Pruchnic, R., Yoshimura, N., Qu, Z., Cao, B., De Groat, W. C., Kumon, H., Chancellor, M. B. Muscle-Derived Cell Transplantation and Differentiation into Lower Urinary Tract Smooth Muscle. Urology. 57, 826-831 (2001).
- Chan, E., Patel, A., Heston, W., Larchian, W. Mouse Orthotopic Models for Bladder Cancer Research. BJU International. 104, 1286-1291 (1988).
- Russell, P. J., Jelbart, M., Wills, E., Singh, S., Wass, J., Witherspoon, J., Raghavan, D. Establishment and characterization of a new human bladder cancer cell line showing features of squamous and glandular differentiation. Int. J. Cancer. 41, 74-74 (1988).
- Ahlering, T. E., Dubeau, L., Jones, P. A. A new in vivo model to study invasion and metastasis of human bladder carcinoma. Cancer Res. 41, 6660-6660 (1987).
- Heaney, J. A., Omellas, E. P., Daly, J. J., Lin, J. C., Rout, G. R. In vivo growth of human bladder cancer cell lines. Invest. Urol. 15, 380-380 (1978).
- Hadaschik, B., Black, P., Sea, J., Metwalli, A., Fazli, L., Dinney, C., Gleave, M., So, A. A validated mouse model for orthotopic bladder cancer using transurethral tumor inoculation and bioluminescence imaging. BJU International. 100, 1377-1384 (2007).
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Перепечатки и разрешения
Теги
