Бандажирование поперечной дуги аорты на мышиной модели: минимально инвазивная техника у мышей для индукции высокого давления в левом желудочке

Аннотация

Источник: Zaw, A. M. et al. Минимально инвазивное поперечное сужение аорты у мышей. J. Vis. Exp. (2017)

В этом видео мы демонстрируем экспериментальный протокол минимально инвазивного поперечного сужения аорты у мышей для изучения сердечной недостаточности, вызванной перегрузкой давлением.

Протокол

Все процедуры, связанные с животными, были проверены местным институциональным комитетом по уходу за животными и ветеринарным наблюдательным советом JoVE.

1. Подготовка рабочей площадки

1. Продезинфицируйте место операции 75% изопропиловым спиртом. Отрегулируйте температуру грелки до 37 °C, чтобы избежать изменения частоты сердечных сокращений и дыхания животного.
2. Используйте хирургические инструменты, стерилизованные в стерилизаторе гравитационного вытеснения при температуре 121 °C в течение 30 минут или другими подходящими методами.
3. Возьмите 2–4 иглы 30-го калибра и согните их с помощью иглодержателя, как показано на рисунке 1, чтобы сделать инструмент для лигирования и разделения тканей, а также для использования в качестве ретрактора. Установите изогнутую иглу на ватный аппликатор для использования в хирургии.
4. Затупите иглу 27-го калибра и согните ее на 90º с помощью иглодержателя. Разгладьте кончик, потирая твердую поверхность, чтобы сделать распорку 0,4 мм в шаге лигирования.

2. Подготовка животных

1. Обезболите 2-месячного самца мышей с концентрацией 22–25 г C57BL/6N соответствующей смесью кетамина и ксилазина в зависимости от массы тела: 100 мг/кг + 10 мг/кг в/ч. Подтвердите обезболивание отрицательным рефлексом защемления хвоста.
2. Удалите волосы на передней части шеи и груди с помощью крема для депиляции за 2-3 минуты. Удалите крем теплой водой и ватным аппликатором.
3. Нанесите на глаза животного офтальмологическую мазь или гель, чтобы предотвратить пересыхание роговицы.
4. Положите животное на грелку в положении лежа на спине и проводите интраоперационный мониторинг, обязательно сохраняя соответствующую документацию каждые 15 минут.
5. Используйте хирургическую бумажную ленту для крепления конечностей к грелке, чтобы удерживать животное в правильном положении во время операции.
6. Продезинфицируйте кожу поочередно спиртом и раствором повидон-йода трижды.
7. Используйте стерильную простыню с открытым рабочим полем, чтобы предотвратить загрязнение. Используйте новые стерильные перчатки для каждой мыши и по мере необходимости.

3. Процедура лигирования

1. Раскройте скальпелем кожу мыши по средней линии шеи и груди.
2. Подтяните щитовидную железу к голове, аккуратно отделив соединительные ткани тупыми ножницами.
3. Отделите мышечный слой на трахее по средней линии в обе стороны изогнутыми иглами.
4. С помощью тупых ножниц разрежьте грудину до второго ребра (примерно 5 мм). Вскрывайте разрез с помощью ретрактора или изогнутых щипцов.
5. Отделите доли тимуса друг от друга и от нижней грудной стенки, отделив соединительную ткань изогнутой иглой; в этом месте будет хорошо видна поперечная дуга аорты и две сонные артерии.
6. Поместите изогнутую иглу под свод и проделайте перфорацию между стенкой сосуда и соединительной тканью с другой стороны, выталкивая изогнутую головку наружу.
7. С помощью изогнутой иглы протяните шов мононити 6-0 под дугой аорты.
8. Поместите распорку в петлю и зафиксируйте шов на месте двойным узлом. Аккуратно снимите распорку.
9. Подтвердите успешное сужение с помощью положения узла и разрежьте концы шва.
10. Закройте грудную стенку шелковым швом 6/0 с простым прерывистым рисунком швов. Закройте кожу монофиламентным швом 6/0 непрерывным швом.

4. Послеоперационный уход

1. Нанесите раствор повидон-йода на место наложения швов и поместите животное в предварительно утепленную клетку для восстановления и послеоперационного контроля.
2. Вводите бупренорфин (0,05–0,1 мг/кг в.к. каждые 12 ч) после того, как животное придет в сознание, чтобы облегчить боль и обеспечить мышь подходящей мягкой пищей.
3. Верните животное в помещение с 12-часовым циклом света/темноты после полного выздоровления.

Результаты

Рисунок 1: Процесс формирования желаемых крючков для игл путем сгибания кончика иглы 30-го калибра диаметром 1 дюйм. (A) Оригинальный наконечник иглы 1 дюйм, 30 калибра. (B) Возьмитесь за кончик иглы с иглодержателем и согните примерно наполовину по его длине. Согните иглу в петлю, используя иглодержатель и руки, при необходимости, чтобы сформирова...

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье

Имя	Компания	Каталожный номер	Комментарии
1-дюймовые иглы 30-го калибра	BD, Франклин Лейкс, Нью-Джерси 07417, США	305128	Изогнутый как в процедуре и на рисунке 1
Игла 27 калибра	BD, Франклин Лейкс, Нью-Джерси 07417, США	301629	Делаем тупыми и гладкими для распорки
6/0 Дафилон	B. Braun, 34212 Мельзунген, Гессен, Германия	C0933066
6/0 Силкам	B. Braun, 34212 Мельзунген, Гессен, Германия	C0762067
Стерильные перчатки	A.R. Medicom, Inc (Азия), Гонконг
Ватный аппликатор	Мэннингс, Куорри-Бэй, Гонконг		Местный торговый центр
Крем для депиляции	Veet (Hong Kong), Kwun Tong, Kowloon, Hong Kong		Местный торговый центр
Lexer-Baby Ножницы	FST, Британская Колумбия V7H 0A6, Канада	14078-10
Изогнутый щипец для радужной оболочки	FST, Британская Колумбия V7H 0A6, Канада	11065-07
Иглодержатель Micro Olsen-Hegar	WPI, Сарасота, Флорида 34240, США	501989
Стереомикроскоп	WPI, Сарасота, Флорида 34240, США	ПЗМIII-БС
GenTeal Гель для глаз	Novartis, Восточный Ганновер, NJ 07936, США		Местная аптека
Грелку	Kent Scientific Corporation, Торрингтон, CT 06790, США	ДСТ-20
киперная лента	Подразделение лабораторных животных
Кетамин и ксилазин	Подразделение лабораторных животных
Бетадин	Подразделение лабораторных животных
Бупренорфин	Подразделение лабораторных животных

глаза