Методическая статья

Создание модели инфекции мочевыводящих путей: метод введения уропатогенных бактерий мышам для разработки модели инфекции мочевыводящих путей

8 июля 2025 г.

В этой статье

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Источник: Luyts, N. et al., Продольное наблюдение за инфекциями мочевыводящих путей и их лечение у мышей с использованием биолюминесцентной визуализации. J. Vis. Exp. (2021).

В этом видео мы описываем технику внутрипузырного введения уропатогенных бактерий для создания модели инфекции мочевыводящих путей у мышей. Эта модель может быть использована для понимания распространения уропатогенной бактериальной инфекции в мочевыделительной системе и механизмов, определяющих восприимчивость к ИМП.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Прививка животных

  1. Подготовка животных
    1. Выберите желаемую линию (линии) мыши в зависимости от исследовательского вопроса и наличия нокаутных линий, экспериментальных деталей и различий в восприимчивости к ИМП. Имейте в виду, что трансуретральная катетеризация легче протекает у самок мышей. Не используйте животных младше 8 недель, так как они иммунологически незрелые. Здесь были использованы 12-недельные самки мышей C57Bl/6J.
    2. Заказывайте животных заранее и дайте им акклиматизироваться, в идеале в течение 7 дней. Групповое содержание животных в индивидуально вентилируемых клетках в стандартных условиях 12 часов света/темноты.
    3. Брейте брюшную область животных, чтобы ограничить потерю сигнала. Не используйте крем для удаления шерсти, так как он может быстро обжечь кожу животных. Удерживайте животное, крепко держа загривок и задние конечности недоминирующей рукой во время бритья доминирующей рукой. В качестве альтернативы можно бриться под анестезией изофлураном.
      заметка: Животные были выбриты за 2 дня до визуализации, учитывая, что животные будут ухаживать за выбритой областью еще больше.
    4. Обеспечьте водой и стандартной пищей в неограниченном количестве на протяжении всего эксперимента. Однако за 2 ч до закапывания животных следует лишать животных, чтобы свести к минимуму объем мочевого пузыря во время закапывания.
    5. Установите стерильный наконечник ангиокатетера 24 G на шприц объемом 100 мкл и заполните шприц бактериальным раствором.
  2. Закапывание животных
    1. Поместите животных в индукционную камеру и обезболите их с помощью ингаляции изофлурана с чистым кислородом в качестве газа-носителя (индукция при 3% и поддерживающая при 1,5%).
    2. Поместите одно животное на рабочую поверхность в положение лежа на спине и поддерживайте стабильную изофлурановую анестезию с помощью носового конуса во время закапывания. Нанесите глазную мазь.
    3. Изгоните остатки мочи, применяя мягкое сжатие и делая круговые движения в надлобковой области. Перед закапыванием очистите нижнюю часть живота 70% этанолом.
    4. Смажьте кончик катетера физиологическим раствором. Положите указательный палец недоминантной руки на живот и аккуратно надавите им вверх. Начните катетеризацию мочеиспускательного канала под углом 90° (вертикально) и, встретив сопротивление, наклоните его горизонтально, прежде чем вводить дальше (0,5 см).
      заметка: Никогда не надавливайте на катетер с силой, так как это нанесет вред мочеиспускательному каналу. Мягкие поворачивающие движения могут быть полезны при введении катетера. С другой стороны, отсутствие сопротивления обычно свидетельствует об ошибочном введении во влагалище.
    5. Выполните медленную (5 мкл/с) инстилляцию 50 мкл бактериального инокулюма (2 x 107 КОЕ).
      заметка: Большие объемы или более быстрая инстилляция могут вызвать рефлюкс в почки. Во время практики техники для оценки рефлюкса можно использовать синие чернила.
    6. После закапывания удерживайте шприц и катетер на месте еще несколько секунд, а затем медленно втяните, чтобы предотвратить утечку. Запишите любые нарушения, такие как большое количество протечек или кровавый проход, и при необходимости исключите животных.
    7. Расположите животное в положении лежа на спине у носового конуса камеры визуализации и повторите предыдущие шаги 1.1.1-1.1.6 для всех остальных животных. Используйте один катетер на каждую экспериментальную группу. Убедитесь, что анестезия продолжается, и сведите к минимуму время между первым и последним животным.
    8. При необходимости введите антибиотики или экспериментальные препараты до или после визуализации (шаг 3). Например, для введения энрофлоксацина добавьте 40 мкл раствора энрофлоксацина (100 мг/мл) к 3,96 мл физиологического раствора для получения разведения 1/100. Вводите 100 мкл/10 г подкожно в 9 утра и 5 часов вечера для введения 10 мг/кг энрофлоксацина два раза в день в течение 3 дней.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
Конфликт интересов не декларируется.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Эскулап ИГИЛ ЭскулапГТ421триммер для волос, с колпачком GT608
Испаритель для анестезии Гарвардский аппарат лимитедН/Дhttps://www.harvardapparatus.com/ harvard-apparatus-anestheticvaporizers.html
BD Insyte Autoguard 24 GA БД382912Ангиокатетер желтого цвета, для закапывания используется стерильный пластиковый наконечник
Мыши C57Bl/6J Жанвье Н/Д
Фосфатный буферный раствор Дульбекко, Gibco ThermoFisher Scientific Номер по каталогу 14040-083
Этанол 70% денатурированный 5л VWR международный85825360
Шприц Hamilton GASTIGHT, замок Люэра из ПТФЭ, 100 μл Сигма-ОлдричNo 26203для обеспечения медленной бактериальной инстилляции до 50 μл
Изо-Вет 1000мг/г Ветеринарные препараты DechraН/Д Изофлуран

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи